Methodenartikel

Athymischen Rattenmodell für die Bewertung von Engineered vorderen Kreuzbandes Grafts

DOI:

10.3791/52797

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26. März 2015

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1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles, 2Department of Bioengineering, University of California Los Angeles

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Tiermodelle sind wichtige Werkzeuge für die Bewertung von Tissue-Engineering-Transplantaten. In diesem Artikel wird das Protokoll für die Herstellung eines elektrogesponnenen, biologisch abbaubaren Polymertransplantats für die Verwendung im Tissue Engineering des vorderen Kreuzbandes sowie ein chirurgisches Protokoll für die Implantation in ein Rattenmodell vorgestellt.

Zusammenfassung

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Der Riss des vorderen Kreuzbandes (ACL) ist eine häufige Bandverletzung, die oft operiert werden muss, da das ACL ohne Eingriff nicht gut heilt. Zu den aktuellen Behandlungsstrategien gehört die Bandrekonstruktion mit Autotransplantat oder Allotransplantat, die jeweils ihre damit verbundenen Einschränkungen haben. Daher besteht Interesse an der Entwicklung eines Tissue-Engineering-Transplantats für den Einsatz bei der ACL-Rekonstruktion. Wir beschreiben die Herstellung eines elektrogesponnenen Polymertransplantats für den Einsatz im ACL-Tissue Engineering. Dieses Polycaprolacton-Transplantat ist biokompatibel, biologisch abbaubar, porös und besteht aus ausgerichteten Fasern. Da ein Tiermodell notwendig ist, um ein solches Transplantat zu bewerten, beschreibt diese Arbeit ein intraartikuläres athymisches Rattenmodell der ACL-Rekonstruktion, das zur Bewertung von manipulierten Transplantaten verwendet werden kann, einschließlich solcher, die mit xenogenen Zellen besiedelt wurden. Repräsentative histologische und biomechanische Testergebnisse werden 16 Wochen postoperativ präsentiert, wobei die Transplantate unmittelbar nach der Implantation getestet wurden und kontralaterale native ACLs als Kontrollen dienten. Die vorliegende Studie liefert ein reproduzierbares Tiermodell zur Bewertung von Tissue Engineering ACL-Transplantaten und zeigt das Potenzial eines regenerativen Medizinansatzes zur Behandlung von ACL-Rupturen.

Einleitung

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Ruptur des vorderen Kreuzbandes (ACL) ist eine der häufigsten Verletzungen der Bänder des Knies 1. Da die gerissenen ACL nicht ohne chirurgischen Eingriff zu heilen ist, die Einschränkungen in Aktivitäten des täglichen Lebens, sowie die Teilnahme an Sport fahren mehr als 175.000 Patienten einer Operation unterziehen jedes Jahr 2, mit geschätzten Kosten von einer Milliarde Dollar jährlich 3. Derzeit wird entweder autologe oder Allograft-Sehne für Bandrekonstruktion verwendet. Obwohl hohe Erfolgsraten kann sowohl mit Autograft und Transplantatersatz erreicht werden, sind schwere Komplikationen mit diesen Wiederaufbau Optionen 4 verbunden. Autologe Gewebe mit Entnahmemorbidität assoziiert und ist im Lieferumfang beschränkt, vor allem in Fällen von Wieder Bruch oder Mehrbandverletzung. Auf der anderen Seite wird Allotransplantatgewebe mit verzögerter Transplantatintegration, schädliche Entzündungsreaktion, theoretische Infektionsrisiko und begrenzte supp verbundenly 5. Synthetische nicht abbaubaren Transplantate wurden in den 1970er und 1980er Jahren entwickelt wurden aber von vorzeitigen Bruch Transplantat, Fremdkörperreaktionen, Osteolyse und Synovitis 6 behindert. Als Ergebnis dieser ernsthaften Bedenken gibt es noch keine synthetische Transplantate für den klinischen Einsatz in den Vereinigten Staaten zur Verfügung.

Aufgrund dieser Einschränkungen mit bestehenden Transplantat-Optionen und die jüngsten Entwicklungen in der Biologie, Technik und regenerative Medizin, gab es ein großes Interesse an einer Tissue Engineering Lösung für ACL Pfropfen. Aktuelle Tissue-Engineering-Strategien beschäftigen abbaubaren biologischen und synthetischen Materialien, um für Host Einwachsen von Gewebe zu ermöglichen, während die Vermeidung der Einschränkungen mit Permanent Kunststoff Implantation 7 verbunden.

Polycaprolacton (PCL) ist ein biologisch abbaubares Polymer, das von der FDA für eine Reihe von medizinischen Anwendungen einschließlich Adhäsionsbarriere und Wundverband 8 ist, dass u gewesen istin einer Vielzahl von Anwendungen, einschließlich Gefäß, Knochen, Knorpel, Nerven, Haut, und Speiseröhrenkrebs Tissue Engineering 5,9-16 sed. Günstige Biokompatibilität relativ lange in-vivo-Halbwertszeit, eine ausreichende mechanische Festigkeit und hohe Elastizität tragen zur Popularität dieses Polymer in Tissue Engineering. In einem Nagetiermodell der Wundheilung wurde implantierten elektro PCL gezeigt, dass nicht-immunogen und in lokale Gewebe ohne Nebenwirkungen bei 13 zu integrieren. Ein SEM-Bild von elektro PCL ist in Abbildung 1 dargestellt.

Mit aktuellen FDA regulatorischen Standards, Wirksamkeit und Sicherheit in kleinen und großen Tiermodellen würde bei einer PCL oder andere technisch ACL Transplantat benötigt, um in klinischen Studien in den Vereinigten Staaten zu bewegen. Darüber hinaus können in vivo-Bedingungen oft erweitern die Eigenschaften eines in vitro Gewebezüchtung ACL Transplantat. Ein Rattenmodell der autologen ACL-Rekonstruktion mit Beuge digitorum longus wurde bereits beschrieben, in dem die Mutter ACL wurde abgetrennt, Oberschenkel- und Schienbein Tunnel wurden gebohrt, und das Transplantat wurde verabschiedet und an Ort und Stelle mit Naht 17-22 gesichert. In dieser Arbeit werden wir eine Änderung des Modells für die Auswertung von technischen ACL Ersetzungen nicht für Autograft-basierte Rekonstruktion (Abbildung 2) zu beschreiben.

Obwohl viele Tiermodelle für Bandgewebetechnik vorhanden sind, ist die Ratte vorteilhaft im Vergleich zu größeren Modelle für eine Reihe von Gründen. Zu diesen Vorteilen gehören einfacher Haltung und Handhabung, weniger ethische Überlegungen und reduzierte Kosten 17,23. Darüber hinaus ist die Ratten-Modell wurde umfangreich als ein Modell für orthopädische Geweberegeneration, einschließlich Knorpel, Sehnen und Knochengewebe 24 verwendet. Insbesondere wurden athymische Nacktratten aufgrund ihrer mangel der zellvermittelten Immunantwort 25 gewählt, so dass für die spätere Implantation of xenogenen Spenderzellen in diesem Modell zur weiteren Verbesserung der technisch Transplantat in der Zukunft. In diesem Verfahren Papier beschreiben wir die Herstellung und chirurgischen Implantation einer zellfreien, biologisch abbaubaren Polymer Transplantat in einer athymischen Rattenmodell der ACL-Rekonstruktion.

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Protokoll

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HINWEIS: Alle Tier Operationen wurden von der örtlichen Tierärzten und Tier Verwendung Ausschuss vor Beginn der Experimente zugelassen.

1. Vorbereitung von elektro Polycaprolacton Gerüste

  1. Einwiegen und lösen Grade Ester medizinischen Poly (ε-caprolacton) in Granulatform, in 1,1,1,3,3,3-Hexafluor-2-propanol, um eine 10% w erstellen / w Lösung des PCL-Polymer. Lassen Sie die Lösung für Aufsehen mit einer Rührplatte für mindestens 3 Stunden um eine homogene Lösung zu gewährleisten.
  2. Elektrospinnen den PCL-Lösung, um eine Manschette hoch ausgerichtet PCL-Fasern für Gerüstherstellung erstellen.
    1. Bereiten Sie das Elektrospinnen Setup in einem Laborabzug mit dem Lüfter auf zu allen Zeiten. Diese besteht aus einem großen Acryl-Box, die als isolierte Vakuum Medium für die Elektrospinnverfahren Einstiegspunkte für die Quelle PCL-Lösung durch eine Spannungsquelle, die motorgetriebene Sammeln Dorn und einem Vakuumanschluss angetrieben dienen und hat. Reinigen Sie die acrylic Kasten gründlich mit Ethanol und decken alle Oberflächen mit Parafilm Blätter, um Verunreinigungen, die die Qualität der elektro Produkts beeinträchtigen können, zu entfernen.
    2. Last ungefähr 3 ml der obigen Lösung in eine 10 ml-Spritze mit einer stumpfen Enden 18 G, 1 ½ inch Nadel. Entfernen Sie alle Luftblasen, indem Sie die Spritze auf. Schleusenlösung in eine programmierbare Spritzenpumpe. Führen Sie die Nadel durch ein kleines Loch in die Acryl-Box, während ca. ½ Zoll der Nadel außerhalb des Acryl-Box für die Befestigung der Spannungsquelle Draht.
    3. Verwenden Sie eine 30 mm-Drehmaschine Drehdorn als Kollektor für die hoch ausgerichtet PCL-Fasern; decken den Dorn fest mit einem dünnen Streifen aus Aluminiumfolie. Verriegeln des Dorns in den Motor auf der gegenüberliegenden Seite der Box, etwa 15 cm weg von der Injektionsnadel.
    4. Stecken Sie den Kunststoffschlauch in die Vakuumanschluss und eine Verbindung zum Abzug Vakuumquelle. Einschalten der Vakuumquelle und decken das Acryl-Box mit einem Deckel.
    5. Set die Infusionsrate der programmierbaren Spritzenpumpe auf 2,5 ml / hr. Schalten Sie den Motor, um den Dorn bei 3450 Umdrehungen pro Minute betrieben und bringen Sie den Pluspol der Spannungsquelle an der Nadelspitze außerhalb der Box mit einer Krokodilklemme.
    6. Nach Infusion der PCL-Lösung begonnen hat, schalten Sie die Spannungsquelle und zu einer 20 kV Betriebsspannung eingestellt.
    7. Die Infusion erfolgt die Lösung für 12 min, um eine homogene Manschette 0,5 ml der PCL-Lösung.
      HINWEIS: Im Durchschnitt hat jeder Manschette genügend elektro Material zwei Sechsstreifen Blätter, die verwendet werden können, um insgesamt drei vierlagige Gerüste zu schaffen.
  3. Laser schneiden Sie die PCL-Manschette, mehrere kleine Blätter auf einem VersaLaser Cutter 2.3 bei niedrigem Vakuumeinstellung, 10,0 keV Landespannung, 6,4 mm Arbeitsabstand und Sondendurchmesser von 3,0 betrieben zu bilden.
    HINWEIS: In diesem Beispiel wurde ein Computer Aided Design verwendet, um den Schneider anzuweisen, mehrere Blätter x 35 mm x 150 um Gerüste mit einer Ausbeute von 1,5 mmgleichmäßig verteilt 150 um Löcher mit einem Durchmesser von 15% Porenfläche.
  4. Plasma ätzen die PCL Gerüste mit einem Plasma-Reiniger, um Hydrophilie der PCL-Oberfläche mit Ionenbeschleunigung zu induzieren. Stellen Sie das Vakuum auf 450 mTorr und dem Genuss die Gerüste für 30 Sekunden bei hoher Leistung (29,6 W).
  5. Bathe die Gerüste in 70% Ethanol in einer sterilen Umgebung.
  6. Bestreichen Sie die einzelnen Gerüste mit Kollagen, zelluläre Adhäsion und Proliferation in vivo zu erleichtern.
    1. Erstellung einer Kollagenbeschichtungslösung durch Verdünnen einer 8: 1: 2,5 sterile Lösung Purecol Kollagen 3 mg / ml Standardlösung, 10x PBS und 0,1 N NaOH 1: 9 in 1x PBS bei 4 ° C. Gründlich mischen, um Lösung Homogenität zu gewährleisten.
    2. Coat einzelnen 1,5 mm x 35 mm x 150 um Gerüste mit einer dünnen Folie aus dem obigen Kollagenlösung. Man lässt 24 h in einer sterilen Umgebung zu trocknen.
  7. Mit 5-0 Vicryl Nahtmaterial, stapeln und bringen vier Einzel 1,5 mm x 35 mm x 150 um Gerüstemit einem Krackow Stich, um eine endgültige Dicke von 0,6 mm, vielschichtig, mit Kollagen beschichteten Gerüst, das bereit für die Implantation zu schaffen.

2. Rat Chirurgie Protocol

  1. Anästhesie herbei indem Ratte in der Inhalationskammer und liefert 2% Isofluran mit 2 l / min Sauerstoff. Bestätigen Sie die Ratte ausreichend durch Druck auf Fuß hinter und Bewertung für jede Antwort betäubt.
  2. Auf der nicht-sterilen zurück Tabelle, subkutan injiziert 25 mg / kg Ampicillin und 0,03 mg / kg Buprenorphin.
  3. Bewerben Augensalbe für die Augen. Befestigen Sie den Pelz aus dem operativen Hinterbein und prep die Operationsstelle mit drei Wechsel Peelings von Chlorhexidin und 70% Ethanol.
  4. Übertragen Sie die Ratte auf dem OP-Tisch, auf einem Heizkissen zu Unterkühlung zu verhindern. Sichere Bugnase und Aufrechterhaltung einer Narkose durch das Verfahren mit 2% Isofluran in 2 l / min Sauerstoff, geliefert Nasenkegel. Abdecktuch steril, so dass die operative Glied ausgesetzt.
  5. Vor dem Start der Operation, nach Best angemessene Betäubung durch Fehlen einer Reaktion auf Fußdruck hinter.
  6. Einen 2 cm langen vertikalen Einschnitt medial zum Knie, auf der Ebene der Patella zentriert. Ziehen Sie die Haut seitlich, bis der Schnitt über dem Knie zentriert.
  7. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen medialen parapatellar Arthrotomie, indem nur der Patella medial und proximal zu dem Niveau der Muskelsehnenverbindung des Quadrizeps und distal zu der Ebene der Patellarsehnenansatzes auf dem Schienbein tubercule machen. Darauf achten, dass die Patella oder Quadrizeps Sehnen schneiden.
  8. Seitlich Mitteilung Kniescheibe, indem Sie einen 1 cm vertikaler Schnitt durch die Kniekapsel unmittelbar lateral der Patellarsehne.
  9. Stellen Sie sicher, das Knie gestreckt. Nehmen Sie ein Paar für feine Schneid fahren unter der Kniescheibe von lateral nach medial. Verbreiten Sie die Schere ein paar Mal, so dass die Streckapparat ist zu beiden Seiten übersetzt werden.
  10. Während Biegen ter Knie, übersetzen die Patella seitlich an der Innenseite des Kniegelenks aussetzen. Stellen Sie sicher, klare Visualisierung der Fossa intercondylaris und Femurkondylen. Mit einem Skalpell durchschneiden die ACL und PCL in die Kerbe.
  11. Last Bohrmaschine mit einem 1,6 mm K-Draht. Zeigen k-Drahtspitze auf ACL Ursprung in der Fossa intercondylaris. Bohren Sie superolaterally und visualisieren den Ausgangspunkt auf der lateralen Seite des Oberschenkels, Entfernen von Weichgewebe bei Bedarf mit einem Skalpell. Übergeben Sie die k-Draht in und aus ein paar Mal, um freien Durchgang für das Transplantat zu gewährleisten.
  12. Legen Sie die k-Draht auf der ACL-Fußabdruck auf dem Tibiaplateau. Bohren Sie anterolateral und visualisieren Austrittspunkt auf der anterolateralen Tibia. Verwenden Skalpell, um Weichgewebe bei Bedarf zu löschen, so dass der Punkt, wo die k-Draht verlässt die Tibia vollständig sichtbar ist.
  13. Übergeben Sie eine verkürzte Keith Nadel (idealerweise nicht mehr als 2 cm lang) durch die Oberschenkelknochentunnel. Führen Sie die beiden Fadenenden von einem Ende des Transplantats durch das Auge des Keith Nadel. Verwenden Sie die Nadel an einem Ende des Transplantats durch den Femoral-Hohlraum zu ziehen.
  14. Wiederholen Sie den vorherigen Schritt, um das andere Ende des Transplantats durch den tibialen Tunnel.
  15. Verwenden Sie 4-0 Vicrylnaht die Oberschenkel Ende des Transplantats in die umliegenden Knochenhaut oder anderes weiches Gewebe mit einer Figur einer Acht Masche anzubringen. Manuelles Spannen des Transplantats mit dem Knie in Extension. Befestigen Sie den Tibia- Ende des Transplantats in die umliegenden Knochenhaut oder anderes weiches Gewebe mit einer Figur einer Acht Stich.
  16. Verwenden Sie eine Schere abzuschneiden überschüssige Transplantat an beiden Enden, so dass 1-2 mm an jedem Ende an der Zahl Acht Stich.
  17. Verlängern Sie die Knie und zur Verringerung der Kniescheibe. Mit 4-0 Vicryl, legen Sie eine einzelne Zahl Acht Masche, um die mediale Gelenkkapsel zu schließen, verhindert seitlichen Subluxation der Patella.
  18. Schließen Sie die Haut mit einer Lauf subkutikuläre 5-0 Monocryl oder Vicrylnaht, mit darauf, dass die darunter liegende Muskulatur zu nähen oder sichtbare Naht, wenn die Haut wird geschlossen.
  19. Inject Ratten subkutan mit Buprenorphin alle 12 h für insgesamt drei Tage nach der Operation. Prüfen Operationsstelle für jede Drainage oder Wunddehiszenz zum Zeitpunkt der Injektion. Hinken und einige Schwellungen sind normal in den ersten Tagen nach der Operation, aber prompt wenden Sie sich bei postoperativen Bedenken im Zusammenhang mit Tierärzten. Das Tier kann den sozialen Wohnungsbau der Operation zurück werden in 2 Wochen, als chirurgische Schnitte werden vollständig geheilt.

3. Datenerfassung Protocol

  1. Zum Zeitpunkt der Opfer ersticken Ratten einzeln in einem geschlossenen CO 2 Kammer gefolgt von Thorakotomie.
  2. Ernten Sie sowohl die operativ rekonstruiert und kontralateralen Gliedmaßen durch die Trennung im Hüftgelenk.
    1. Für den rekonstruierten Gliedmaßen, entfernen Sie alle Weichgewebe, einschließlich des hinteren Kreuzbandes und den Überresten aus dem chirurgisch gestört Mutter ACL, mit feinen Sezierung, nur den Oberschenkel, Schienbein, und Graft isolieren.
    2. Für die kontralateralen Gliedmaßen, entfernen Sie alle Weichteile bis auf die Mutter ACL als auch die Ober- und Unterschenkel durch feinen Sezierung.
    3. Verwenden eines Drehwerkzeuges, wie Dremel, alle bis ¾ bis 1 cm von Knochen von jedem Ende des Femur-graft-Tibia-Komplex zu entfernen.
    4. Während dieses Prozesses und im gesamten biomechanischen Tests, regelmäßig und häufig sprühen die Band Regionen mit physiologischer Kochsalzlösung, um ein Austrocknen des geernteten Knie die fälschlicherweise Ergebnisse verändern können, zu verhindern.
  3. Für die histologische Analyse, beheben jedes Knie einzeln in 4% Paraformaldehyd-Lösung bei 25 ° C für 48 Stunden. Als nächstes tauchen das Knie in einer Lösung von Immunocal Reagenz für vollständige Entkalkung; Dieses Verfahren ist abhängig von den calcific Inhalt der Probe und kann bis zu fünf Tage dauern. Überprüfen Sie einzelne Proben täglich den Fortschritt als unvollständig Entkalkung kann Probenqualität senken zu bewerten. Wenn Sie fertig sind, führen Sie Schneiden, Schienenführung und Färbung nach Wunsch.
  4. Perform biomechanische Tests, um die Funktionsfähigkeit des Tissue Engineering Bänder bewerten.
    1. Sichern Sie die Oberschenkel und Schienbein durch Umwickeln 28 G Stahl verzinkt Draht um die Epiphyse der einzelnen Knochen getrennt. Dies ist zu ungenauen biomechanischen Testdaten vor vorzeitiger Zugversagen der Probe am Knochen und nicht am Bandinteressiere verhindern.
    2. Pot der Oberschenkelknochen in eine Mischung aus Polymethylmethacrylat (PMMA) Knochenzement. Dazu mischen Sie die beiden Zementkomponenten und sofort die viskose Mischung, um den Oberschenkelknochen in das Metall zu sichern, vollständig umschließt die Diaphyse des Knochens in dem Hart Topf mit der Epiphyse und die angeschlossenen Band frei herausragend. Lassen spontane radikalische Polymerisation nach und nach zu einer teigigen Material und schließlich in eine feste gehärtete Matrix-Transformation der gemischten viskosen Komponenten.
      HINWEIS: Dieser Vorgang dauert mehrere Minuten und kann durch die manuelle Prüfung der Temperatur des Bolus aus gemacht überwacht werdender restliche Zement; sollte die Temperatur vorübergehend während der exothermen Polymerisationsreaktion zu erhöhen und klingen auf RT nach dem Material erstarrt.
    3. Wiederholen Sie diesen Vorgang über zum Zementieren der Tibia, nur unter Beibehaltung der Kreuzbandriss bei 20 ° Flexion für optimale mechanische Prüfung.
    4. Montieren Sie den zementierten Femur-graft-Tibia-Komplex auf eine Zugprüfmaschine, und bereiten sich auf Rekord Last und Verschiebung als Funktion der Zeit vom Beginn der Spannung zum Scheitern. In diesem Beispiel verwendeten wir ein Instron Modell 5564 mit einer 1 kN Lastzelle.
    5. Vorspannung das Transplantat zu 2 N bei einem Anstieg von 0,5 N / min und testen Sie dann das Transplantat zum Scheitern bei einer Verformungsgeschwindigkeit von 0,5 mm / sec. Während des Prozesses werden Sie sicher, dass das Band an der Mitte der Substanz versagen und dass die Knochen Oberschenkel und Schienbein sicher sind und nicht vorzeitig versagen, was ungenau abschätzen kann biomechanischen Eigenschaften der getesteten Ligament.
    6. Verwenden Sie die erzeugte Last-Weg-Kurven, die Bruchlast und Steifigkeit des getesteten Ligament zu berechnen.

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Ergebnisse

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Wir haben die Erfahrung von 92 Ratten Operationen von einem einzigen Chirurgen, meine operative Zeit vom Schnitt bis zur Fertigstellung der Wunde war 16,9 min, mit einer Standardabweichung von 4,7 min. Zum Zeitpunkt der Opfer, wog Ratten 356 ± 23 g. Alle Ratten toleriert die Operation gut und hatten keine Komplikationen. Unmittelbar nach der Operation wurden die Ratten darauf hingewiesen, das Gewicht auf dem operativen Ende tragen, zeigten aber eine leichte schlaff. Um eine Woche nach der Operation wurden alle Ratten oh...

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Diskussion

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ACL Verletzungen sind eine häufige Erkrankung in der orthopädischen Sportchirurgie, mit begrenzten Möglichkeiten für den Wiederaufbau in der heutigen Zeit. Um einen geeigneten Tissue-Engineering Ersatz für die ACL, die Regeneration in vivo ermöglicht entwickeln wird ein geeignetes Tiermodell erforderlich. In dieser Studie wird die Herstellung eines biologisch abbaubaren Werk Transplantats beschrieben, so ist seine in vivo-Implantation unter Verwendung eines reproduzierbaren Modell ACL-Rekonstruktion in...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

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Die Autoren bedanken sich bei Gabriel Arom und Michael Yeranosian für ihre technischen Beiträge zu früheren Iterationen dieses Projekts danken. Dieses Projekt wurde von der OREF Kliniker Scientist Ausbildung Grant (NL) finanziert, HH Lee Surgical Research Grant (NL), Veterans Administration BLR & E Merit Bewertung 1 I01 BX00012601 (DM) und Muskel-Skelett-Stiftung für Transplantation Young Investigator Award (FP).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Medizinischer Ester-terminierter Poly(ε-Caprolacton), Granulatform (MW = 110.000)figure-materials-1 Lactel Absorbable PolymersAngepasst synthetisiertes Polymer mit gewünschtem Molekulargewicht
1,1,1,3,3,3-Hexafluor-2-propanolSigma-Aldrich105228Lösungsmittel für PCL-Polymer
18-G-×-1½"-SchrägkantennadelBD Medical305196
Programmierbare Ferninjektions- und -abzugsspritzenpumpeHarvard Apparatus702101
VersaLaser VLS2.30 LasergravurMicrogeo USAVLS2.30
Erweiterter Plasma-Reiniger 115 VHarrick PlasmaPDC-001Plasmabehandlung unmittelbar vor der Kollagenbeschichtung zur Oberflächenmodifikation
PureCol Kollagen-Standardlösung, 3 mg/mlAdvanced Biomatrix5015-ALösung aus PureCol, 10× PBS und 0,1 N NaOH im Verhältnis 8:1:2,5 herstellen und 1:9 in 1× PBS verdünnen
Nahtmaterial, Vicryl 5-0Henry Schein1086471
Nahtmaterial, Vicryl 4-0Henry Schein6540072
Spitze anatomische Schere (gerade; 4,5 Zoll)Fisher Scientific8940
BuprenorphinhydrochloridSigma-AldrichB9275Zur Schmerzkontrolle intra- und postoperativ 0,03 mg/kg verwenden
Ampicillin, injizierbarHenry Schein1185678Während des Eingriffs subkutan 25 mg/kg verabreichen
K-Draht, 1,6 mmSpectrum SurgicalSI040062
Keith-Nadel, gerade 1½"Delasco Dermatology Lab & SupplyKE-112
Immunocal EntkalkungslösungFisher ScientificNC9491030
Opticryl-Acrylharz-Knochenzement (PMMA) (Monomer und Polymer)US Dental DepotOPTICRYL 100410 
Instron Modell 5564 ZugprüfmaschineInstron5564Jede vergleichbare Zugprüfapparatur ist geeignet

Referenzen

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  1. Fetto, J. F., Marshall, J. L. The natural history and diagnosis of anterior cruciate ligament insufficiency. Clin Orthop Relat Res. (147), 29-38 (1980).
  2. Kim, Y. M., Lee, C. A., Matava, M. J. Clinical results of arthroscopic single-bundle transtibial posterior cruciate ligament reconstruction: a systematic review. Am J Sports Med. 39 (2), 425-434 (2011).
  3. Andersson, C., Odensten, M., Gillquist, J. Knee function after surgical or nonsurgical treatment of acute rupture of the anterior cruciate ligament: a randomized study with a long-term follow-up period. Clin Orthop Relat Res. (264), 255-263 (1991).
  4. Klimkiewicz, J. J., Petrie, R. S., Harner, C. D. Surgical treatment of combined injury to anterior cruciate ligament, posterior cruciate ligament, and medial structures. Clin Sports Med. 19 (3), 479-492 (2000).
  5. Petrigliano, F. A., McAllister, D. R., Wu, B. M. Tissue engineering for anterior cruciate ligament reconstruction: a review of current strategies. Arthroscopy. 22 (4), 441-451 (2006).
  6. Groot, J. H., et al. Use of porous polyurethanes for meniscal reconstruction and meniscal prostheses. Biomaterials. 17 (2), 163-173 (1996).
  7. Leong, N. L., Petrigliano, F. A., McAllister, D. R. Current tissue engineering strategies in anterior cruciate ligament reconstruction. J Biomed Mater Res A. 102 (5), 1614-1624 (2014).
  8. Duling, R. R., Dupaix, R. B., Katsube, N., Lannutti, J. Mechanical characterization of electrospun polycaprolactone (PCL): a potential scaffold for tissue engineering. J Biomech Eng. 130 (1), 011006(2008).
  9. Shao, Z., et al. Polycaprolactone electrospun mesh conjugated with an MSC affinity peptide for MSC homing in vivo. Biomaterials. 33 (12), 3375-3387 (2012).
  10. Tillman, B. W., et al. The in vivo stability of electrospun polycaprolactone-collagen scaffolds in vascular reconstruction. Biomaterials. 30 (4), 583-588 (2009).
  11. Wise, S. G., et al. A multilayered synthetic human elastin/polycaprolactone hybrid vascular graft with tailored mechanical properties. Acta Biomater. 7 (1), 295-303 (2011).
  12. Vargel, I., Korkusuz, P., Menceloğlu, Y. Z., Pişkin, E. In vivo performance of antibiotic embedded electrospun PCL membranes for prevention of abdominal adhesions. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 81 (2), 530-543 (2007).
  13. Cao, H., McHugh, K., Chew, S. Y., Anderson, J. M. The topographical effect of electrospun nanofibrous scaffolds on the in vivo and in vitro foreign body reaction. J Biomed Mater Res A. 93 (3), 1151-1159 (2010).
  14. Joshi, V. S., Lei, N. Y., Walthers, C. M., Wu, B., Dunn, J. C. Macroporosity enhances vascularization of electrospun scaffolds. J Surg Res. 183 (1), 18-26 (2013).
  15. Pham, Q. P., Sharma, U., Mikos, A. G. Electrospun poly(epsilon-caprolactone) microfiber and multilayer nanofiber/microfiber scaffolds: characterization of scaffolds and measurement of cellular infiltration. Biomacromolecules. 7 (10), 2796-2805 (2006).
  16. Vaz, C. M., van Tuijl, S., Bouten, C. V., Baaijens, F. P. Design of scaffolds for blood vessel tissue engineering using a multi-layering electrospinning technique. Acta Biomater. 1 (5), 575-582 (2005).
  17. Kawamura, S., Ying, L., Kim, H. J., Dynybil, C., Rodeo, S. A. Macrophages accumulate in the early phase of tendon-bone healing. J Orthop Res. 23 (6), 1425-1432 (2005).
  18. Hays, P. L., et al. The role of macrophages in early healing of a tendon graft in a bone tunnel. J Bone Joint Surg Am. 90 (3), 565-579 (2008).
  19. Dagher, E., et al. Immobilization modulates macrophage accumulation in tendon-bone healing. Clin Orthop Relat Res. 467 (1), 281-287 (2009).
  20. Bedi, A., et al. Effect of early and delayed mechanical loading on tendon-to-bone healing after anterior cruciate ligament reconstruction. J Bone Joint Surg Am. 92 (14), 2387-2401 (2010).
  21. Bedi, A., Kawamura, S., Ying, L., Rodeo, S. A. Differences in tendon graft healing between the intra-articular and extra-articular ends of a bone tunnel. HSS J. 5 (1), 51-57 (2009).
  22. Fu, S. C., et al. Effect of graft tensioning on mechanical restoration in a rat model of anterior cruciate ligament reconstruction using free tendon graft. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 21 (5), 1226-1233 (2013).
  23. Fan, H., Liu, H., Wong, E. J., Toh, S. L., Goh, J. C. In vivo study of anterior cruciate ligament regeneration using mesenchymal stem cells and silk scaffold. Biomaterials. 29 (23), 3324-3337 (2008).
  24. Landis, J. R., Koch, G. G. The measurement of observer agreement for categorical data. Biometrics. 33 (1), 159-174 (1977).
  25. Joshi, S. M., Mastrangelo, A. N., Magarian, E. M., Fleming, B. C., Murray, M. M. Collagen-platelet composite enhances biomechanical and histologic healing of the porcine anterior cruciate ligament. Am J Sports Med. 37 (12), 2401-2410 (2009).
  26. Leong, N. L., et al. In vitro and in vivo evaluation of heparin mediated growth factor release from tissue-engineered constructs for anterior cruciate ligament reconstruction. J Orthop Res. 10, (2014).
  27. Seo, Y. K., et al. Increase in cell migration and angiogenesis in a composite silk scaffold for tissue-engineered ligaments. J Orthop Res. 27 (4), 495-503 (2009).
  28. Freeman, J. W., Woods, M. D., Laurencin, C. T. Tissue engineering of the anterior cruciate ligament using a braid-twist scaffold design. J Biomech. 40 (9), 2029-2036 (2007).
  29. Bashur, C. A., Shaffer, R. D., Dahlgren, L. A., Guelcher, S. A., Goldstein, A. S. Effect of fiber diameter and alignment of electrospun polyurethane meshes on mesenchymal progenitor cells. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2435-2445 (2009).
  30. Dash, T. K., Konkimalla, V. B. Poly-є-caprolactone based formulations for drug delivery and tissue engineering: A review. J Control Release. 158 (1), 15-33 (2012).
  31. Yoshimoto, H., Shin, Y. M., Terai, H., Vacanti, J. P. A biodegradable nanofiber scaffold by electrospinning and its potential for bone tissue engineering. Biomaterials. 24 (12), 2077-2082 (2003).
  32. Xu, Y., Ao, Y. F. Histological and biomechanical studies of inter-strand healing in four-strand autograft anterior cruciate ligament reconstruction in a rabbit model. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 17 (7), 770-777 (2009).
  33. Shino, K., et al. Replacement of the anterior cruciate ligament by an allogeneic tendon graft. An experimental study in the dog. J Bone Joint Surg Br. 66 (5), 672-681 (1984).
  34. Stasiak, M. E., et al. A novel device to apply controlled flexion and extension to the rat knee following anterior cruciate ligament reconstruction. J Biomech Eng. 134 (4), 041008(2012).
  35. Brophy, R. H., et al. Effect of short-duration low-magnitude cyclic loading versus immobilization on tendon-bone healing after ACL reconstruction in a rat model. J Bone Joint Surg Am. 93 (4), 381-393 (2011).

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