Methodenartikel

Ein Aquatic Microbial Metaproteomik Workflow: Von der Zelle zum tryptischen Peptide Geeignet für Tandem-Massenspektrometrie-basierte Analyse

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DOI:

10.3791/52827

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15. September 2015

 , 
1Department of Biology, Concordia University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll ist für die Extraktion und Konzentration von Protein und DNA aus mikrobieller Biomasse, die aus Meerwasser gesammelt wurde, gefolgt von der Erzeugung von tryptischen Peptiden, die für die Tandem-Massenspektrometrie-basierte Proteomanalyse geeignet sind.

Zusammenfassung

Meta-omische Technologien wie Metagenomik, Metatranskriptomik und Metaproteomik können zum Verständnis der Struktur und des Stoffwechsels der mikrobiellen Gemeinschaft beitragen. Die Metagenomik allein ist zwar leistungsfähig, kann aber nur das funktionelle Potenzial aufklären. Andererseits ermöglicht die Metaproteomik die Beschreibung des exprimierten in situ Stoffwechsels und der Funktion einer Gemeinschaft. Hier beschreiben wir ein Protokoll für die Zelllyse, die Protein- und DNA-Isolierung sowie den Peptidverdau und die Extraktion aus marinen mikrobiellen Zellen, die auf einer Patronenfiltereinheit (z. B. der Sterivex-Filtereinheit) gesammelt und in einer RNA-Stabilisierungslösung (wie RNAlater) konserviert wurden. In massenspektrometrischen Proteomik-Studien erfolgt die Identifizierung von Peptiden und Proteinen durch den Vergleich von Peptid-Tandem-Massenspektren mit einer Datenbank translatierter Nukleotidsequenzen. Die Aufnahme des Metagenoms einer Probe in die Suchdatenbank erhöht die Anzahl der Peptide und Proteine, die anhand der Massenspektren identifiziert werden können. Daher wird bei diesem Protokoll DNA aus demselben Filter isoliert, der anschließend für die metagenomische Analyse verwendet werden kann.

Einleitung

Mikroorganismen sind allgegenwärtig und spielen eine essentielle Rolle in der Erde biogeochemischen Kreisläufen 1. Derzeit gibt es zahlreiche Ansätze zur Charakterisierung von molekularen mikrobiellen Gemeinschaft Struktur und Funktion zur Verfügung. Am häufigsten ist die Analyse der 16S-rRNA-Gensequenzen aus Umwelt-DNA 2 PCR-amplifizierte - 4. Ein Nachteil des 16S-rRNA-Gen-Analyse ist, dass es nur gibt Auskunft über phylogenetische Identität und Gemeinschaftsstruktur, mit wenig Informationen über die Stoffwechselfunktion. Im Gegensatz dazu Ansätze wie Metagenomik, metatranscriptomics und Metaproteomik Informationen über Community-Struktur und den Stoffwechsel. Metagenomik, oder die Analyse der Gen-Gehalt von einer Ansammlung von Organismen, bietet Informationen über die Struktur und funktionelle Potential der Community 5-8. Obwohl stark, kann dies Funktionspotenzial nicht auf die Stoffwechsel entsprechenAktivitäten der Organismen. Eines Organismus Genotyp von den Genen, von denen jeder zu RNA transkribiert werden und weiter zu Protein translatiert wird, was zu einem Phänotyp repräsentiert. Somit, um das Verständnis der mikrobiellen funktionelle Aktivität in einer Umgebung zu unterstützen, sollte postgenomische Analyse durchgeführt 9 werden. Metatranscriptomics oder die Analyse von RNA-Transkripten ist nützlich, weil es zeigt, welche Gene in einer bestimmten Umgebung transkribiert werden. Jedoch mRNA-Niveaus nicht immer ihre entsprechenden Proteinniveaus entsprechen aufgrund Translationsregulation, RNA-Halbwertszeit und der Tatsache, dass Mehrfachkopien-Protein kann für jede mRNA 10 erzeugt werden.

Aus diesen Gründen Metaproteomik wird jetzt als ein wichtiges Instrument zur Umweltmikrobiologie anerkannt. Gemeinsame metaproteomic Analysen verwenden eine Schrotflinte Proteomics Ansatz, wo die in der Nähe vollen Ergänzung der Proteine, die in einer komplexen Probe werden in der Regel durch en gereinigt und gleichzeitig analysiert,enzymatische Verdauung in Peptide und Analysen zu einem Massenspektrometer. Nachfolgende Tandem-Massenspektrometrie (MS / MS) "Peptid-Fingerprinting" wird verwendet, um die Peptidsequenz und potentiellen Proteinherkunfts durch Proteindatenbanksuche (für eine Übersicht siehe 11) zu bestimmen. Proteom-Arbeit hat einen langen Weg in den letzten 25 Jahren dank der Zunahme der genomischen Datenverfügbarkeit und der Erhöhung der Empfindlichkeit und Genauigkeit von Massenspektrometern so dass für Hochdurchsatz-Protein Identifizierung und Quantifizierung 11,12 kommen. Da Proteine ​​sind das Endprodukt der Genexpression kann metaproteomic Daten helfen, festzustellen, welche Organismen in einem bestimmten Umfeld und welche Proteine ​​sie ausdrücken aktiv sind. Dies ist vorteilhaft, wenn versucht wird, zu bestimmen, wie ein bestimmter Satz von Umgebungsvariablen den Phänotyp des Organismus oder Gemeinde betreffen. Schon früh, MS / MS-basierte metaproteomic Studien im Ozean wurden verwendet, um spezifische Proteine ​​gezielt zu identifizierenmikrobielle Abstammungslinien, wobei die erste Studie über die Licht angetrieben Protonenpumpen Proteorhodopsin in SAR11 Meeresbakterien 13. In jüngerer Zeit wurden vergleichende Analysen metaproteomic differentiellen Proteinexpressionsmuster zwischen komplexen Gemeinschaften erläutert. Beispiele hierfür sind die Identifizierung von zeitlichen Verschiebungen im Stoffwechsel in der Küsten Nordwest-Atlantik 14 oder der Antarktischen Halbinsel 5. Andere Studien haben Schwankungen der Proteinexpressionsmuster auf räumlichen Skalen von einem nährstoffarmen Ozean gyre zu einer hoch produktiven Küstenauftriebssystem 15 beschrieben, zum Beispiel entlang einer geographischen Transekt. Für weitere Bewertungen von Metaproteomik empfehlen wir Schneider et al. (2010) 9 und Williams et al. (2014) 16. Gezielte Proteomik ist in den letzten Jahren verwendet worden, um die Expression von spezifischen Stoffwechselwege in die Umgebung 17,18 quantifizieren.

There sind drei Hauptphasen in metaproteomic Analyse. Die erste Phase ist die Probenvorbereitung, die Probenentnahme, die Zelllyse und die Konzentration des Proteins umfasst. Probensammlung in Marine Mikrobiologie häufig mit der Filtration von Meerwasser durch einen Vorfilter zu größeren eukaryotischen Zellen, Partikel und Partikel-assoziierten Bakterien zu entfernen, gefolgt von Filtration, für die Abscheidung von frei lebenden Mikrobenzellen, die üblicherweise mit der Verwendung eines 0,22 um Patrone Filtereinheit 19,20. Diese Filter werden in einem Plastikzylinder hüllt und eine Zelllyse und Proteinextraktionsprotokoll, das innerhalb der Filtereinheit durchgeführt werden kann, wäre ein wertvolles Werkzeug ist. Einmal Biomasse erhalten wird, müssen die Zellen lysiert werden, um die Proteinextraktion zu ermöglichen. Mehrere Verfahren können verwendet werden, einschließlich Guanidin-HCl-Lyse 21 und Natriumdodecylsulfat (SDS) basierte Lyseverfahren. Obwohl Detergenzien wie SDS sind sehr effizient bei stören Membranen und Solubilisieren vielen Proteinarten, concentrations von nur 0,1% kann mit nachgeschalteten Proteinverdauung und MS-Analyse 22 stören. Wichtiges Anliegen ist die negative Wirkung von SDS auf Trypsinverdau Effizienz, Auflösungsvermögen von Umkehrphasen-Flüssigkeitschromatographie und Ionensuppression oder Ansammlung innerhalb der Ionenquelle 23.

Die zweite Phase ist die Fraktionierung und Analyse, wo Proteine ​​einer enzymatischen Verdauung, gefolgt von LC MS / MS-Analyse unterzogen, was zu einer m / z-Fragmentierungsmuster, das verwendet werden kann, um die primäre Aminosäuresequenz des ursprünglichen tryptischen Peptids festzustellen. In Abhängigkeit von den Arten von Waschmitteln, sowie die nachgeschaltete Massenspektrometrie Workflow verschiedene Aufschlußmethoden durchgeführt werden. In unserem Protokoll wird 1-D-PAGE-Elektrophorese, gefolgt von Entfernung von SDS aus dem Gel, um jegliche Verunreinigungen zu entfernen Detergens verwendet wird. Die Analyse von Proteinen, die schwer zu solubilisieren, wie Membranproteine ​​sind, erfordert die Verwendung von hohen Konzentrationen von SDS oder andere Reinigungsmittel. Dies führt zu Kompatibilitätsprobleme mit SDS-Gelelektrophorese. Wenn das Ziel einer Studie erfordert die Solubilisierung dieser schwer Proteine ​​löslich, kann das Rohr-Gel-System verwendet werden 22,24. Das Rohr-Gel-Verfahren enthält Proteine ​​innerhalb der Gel-Matrix ohne die Verwendung von Elektrophorese. Anschließend jegliche Detergenzien zur Solubilisierung verwendet werden, bevor die Proteinverdauung entfernt.

Die dritte Phase ist die Bioinformatik-Analyse. In dieser Phase werden die MS / MS Peptid Daten werden mit einer Datenbank von setzten Nukleotidsequenzen durchsucht, um festzustellen, welche Peptide und Proteine ​​in der Probe vorhanden sind. Die Identifizierung von Peptiden ist von der Datenbank gegen gesucht. Meeres metaproteomic Daten werden häufig gegen Datenbanken von Referenzgenome, Metagenom-Daten wie die Global Ocean Sampling-Datensatz 25, ebenso wie einzelne Zelle verstärkt Genome von unkultivierten li umfasst gesuchtneages 26,27. Proteinidentifikation kann auch durch den Einschluss von metagenomic Sequenzen aus der gleichen Probe erhöht, wenn der metaproteomic Daten wurden 5 abgeleitet werden.

Hier stellen wir ein Protokoll für die Erzeugung von Peptiden geeignet für MS / MS-basierte Analyse von mikrobiellen Biomasse durch Filtration gesammelt und in einem RNA-Stabilisierungslösung gelagert. Das hier beschriebene Protokoll erlaubt DNA und Protein, von der gleichen Probe, so dass alle Schritte, die zu dem Protein und DNA Fällungen identisch sind, isoliert werden. Aus praktischer Sicht wird weniger Filtration erforderlich, da nur ein Filter ist sowohl für Protein und DNA-Extraktion erforderlich. Wir möchten auch, um zu bestätigen, dass dieses Protokoll wurde durch die Kombination, die Anpassung und Änderung von zwei bisher veröffentlichten Protokollen erstellt. Zelllysis Schritte von Saito et al (2011) 28 angepasst. Und die In-Gel-Trypsin-Verdauung Komponente aus Shevche angepaßtNKO et al. (2007) 29.

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Protokoll

1. Bereiten Reagenzien

  1. Vorbereitung SDS-Extraktionslösung: 0,1 M Tris-HCl pH 7,5, 5% Glycerin, 10 mM EDTA und 1% SDS. Filter-Sterilisation mit einem 0,22 um Filter und bei 4 ° C.
  2. Bereiten stock Reagenzien für die Polyacrylamid-Gel nötig.
    1. Bereiten 1,5 M Tris-HCl pH 8,8. Filter-Sterilisation mit einem 0,22 um Filter und bei Raumtemperatur lagern.
    2. 0,5 M Tris-HCL pH 6,8. Filter-Sterilisation mit einem 0,22 um Filter und bei Raumtemperatur lagern.
    3. Bereiten Sie 10% SDS. Filter zu sterilisieren mit einem 0,22 um Filter und bei Raumtemperatur lagern.
  3. Bereiten Sie Lösungen für in-Gel-Trypsin zu verdauen und Peptidextraktion benötigt wird.
    1. Bereiten 100 mM Ammoniumbicarbonat. Filter-Sterilisation mit einem 0,22 um Filter und bei 4 ° C.
    2. Bereiten Sie 1 M DTT Aktien. In 100 mM Ammoniumbicarbonat und Öffnungs suspendiert bei -80 ° C.
    3. Bereiten 550 mM Iodacetamid Aktien. In Hänge100 mM Ammoniumbicarbonat und bei -80 ° C.
    4. Bereiten 100 ng / & mgr; l Trypsin Aktien. Aliquot 60 ul in 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen und bei -80 ° C.
    5. Bereiten Extraktionslösung: 1% Ameisensäure, 2% Acetonitril.
    6. Vorbereitung Resuspensionslösung: 5% Acetonitril und 0,1% Ameisensäure.

2. Führen Sie Cell Lysis in Patronenfilteranlage mit Zellen in RNA Stabilization Lösung konserviert

  1. Vertreiben die RNA Stabilisierungslösung aus dem Patronenfiltereinheit (1,5 ml) gelöst und in einem 2 ml Mikroröhre mit einer 60 ml Spritze am Luer-Ende des Filters angebracht ist.
  2. Zentrifugieren Sie die 2 ml Mikrozentrifugenröhrchen für 10 min bei 17.000 xg, jede Zelltrümmer zu pelletieren. Dies geschieht so, dass der Filter im Schritt 2.3 nicht verstopfen.
  3. Überstand in einem 10 K Ultrazentrifugenfiltereinheit, um alle Proteine ​​aus Zellen stammen, die von der Gefrier / tha lysiert wurden erfassenw der Probe. Werfen Sie die Tablette. Es wird in Schritt 2.5 verwendet werden. Zuführen Zentrifugation der Ultrazentrifugenfiltereinheit bei 3.270 × g für 30 min oder bis das Volumen auf etwa 600 & mgr; l verringert.
  4. Schmelzen Sie die Spitze eines p10 Spitze und blockieren die Nicht Luer-Lock-Seite des Patronenfilteranlage mit dem offenen Ende der Spitze. Dadurch wird sichergestellt, dass kein Extraktionspuffer und Biomasse während der Schritte 2,5-2,7 entweicht.
  5. Hängen Sie das Pellet in 1 ml SDS-Extraktionslösung pipettieren und es in die ursprüngliche Patronenfilteranlage. Der einfachste Weg, um in die Patronenfilteranlage Pipette, um eine p200 Spitze auf eine p1000 Spitze stapeln und diese Doppelspitze zum Pipettieren.
  6. 1 ml SDS-Extraktionslösung auf den Patronenfiltergerät so das Gesamtvolumen beträgt etwa 2 ml und Inkubation für 10 min bei Raumtemperatur, während in einem Hybridisierungsofen dreht. Platzieren 3 zerknitterten lab wischt den Boden eines 50 ml konischen Röhrchen. Parafilm beide Enden des Patronenfilteranlage geschlossenund setzen Sie den Patronenfilteranlage in das 50-ml-Tube. Schließen Sie den Deckel und setzen Sie den Schlauch in die Hybridisierungsofen.
  7. Nach 10 Minuten statt der Sterivex Filter auf einem Schaumstoff-Schwimmer und befestigen Sie sie mit einer 5-ml-Spritze am Luer-Lock-Ende. Float und Inkubation in einem 95 ° C Wasserbad für 15 min.
  8. Lassen Sie die Patronenfilteranlage kühl und drehen bei Raumtemperatur für 1 Stunde (wie in Schritt 2.6).
  9. Vertreiben die SDS-Extraktionslösung / Zelllysat aus dem Filter mit einem 60-ml-Spritze in der gleichen Ultrazentrifugen-Filtereinheit wie zuvor beschrieben (Schritt 2.3). 1 ml frisches SDS-Extraktionslösung zur Patronenfilteranlage und Mischen für 30 Sekunden mit der Hand, dann in der Ultrazentrifugen-Filtereinheit auszustoßen unter Verwendung der 60-ml-Spritze. Dies wird auf die Patronenfiltereinheit spülen, um sicherzustellen, dass alle Proteine ​​entfernt wurden.
  10. Zuführen Zentrifugation auf dem Ultrazentrifugenfiltereinheit für 45 min bei 3.270 × g oder, bis das Volumen in der Filtereinheit von weniger als 600 & mgr;.
  11. Durchfluss verwerfen und füllen Sie die Ultrazentrifugenfiltereinheit mit frischen SDS-Extraktionslösung.
  12. Zentrifugieren Sie die Filtereinheit für einen weiteren 45 min bei 3270 x g.
  13. Wiederholen Sie die Schritte 2.11 und 2.12 noch zweimal. Sicherzustellen, das Endvolumen in der Ultrazentrifugen-Filtereinheit beträgt höchstens 600 & mgr; l am Ende der letzten Schleudern.
  14. An diesem Punkt gespalten das Konzentrat in zwei. Eine Fraktion wird für die DNA-Niederschlag und der andere für die Proteinfällung werden.
    Anmerkung: Die Fraktionierung Menge hängt von der Menge an Biomasse, die gefiltert wurde, und dem beabsichtigten Verwendungszweck der Produkte. In unserem Fall teilen wir das Konzentrat mit 10% gegenüber DNA-Niederschlag und 90% gegenüber Proteinfällung.

3. Proteinniederschlag

  1. In 4 Volumina Methanol: Aceton (50:50) mit einem Volumen von Konzentrat und Vortex für 10 Sekunden. Inkubieren über Nacht bei -20 ° C.
  2. Spin down bei 17.000 × g für 30 min. Den Überstand umfüllenund lassen Sie das Pellet trocken in einem Speedvac 1 Stunde (oder bis trocken) (kann nicht sichtbar sein).
    Hinweis: Nicht über das Pellet trocknen, da dies es schwierig, wieder zu suspendieren machen kann.
  3. Aussetzen des Pellets in 25 ul SDS-Extraktionslösung. Lassen Sie sitzen für eine Stunde dann durch Auf- und Abpipettieren resuspendiert.
  4. Quantifizierung Protein unter Verwendung eines Protein-Assay-Kit und den Anweisungen des Herstellers.

4. DNA-Niederschlag

  1. In SDS-Extraktionslösung auf den Konzentratfraktion, für DNA-Niederschlag, bis die 500 ul Zeichen verwendet werden. Dieser Schritt besteht einfach darin, das Volumen der Lösung zu erhöhen, so dass es leichter zu handhaben.
  2. In 0.583 Bände eines Proteins Fällungsreagenz (wie dem MPC-Protein Fällungsreagenz) und Vortex für 10 Sekunden. Sie sollten einen weißen Niederschlag Form zu sehen.
    Anmerkung: Wir haben auch Phenol: Chloroform-DNA-Extraktionsverfahren, aber es ist schwieriger aufgrund der geringen Volumina. Wir erhalten eine bessere DNA-Ausbeuten unter Verwendung derMPC Protein Precipitation Reagent.
  3. Zentrifuge bei 17.000 × g und 4 ° C für 10 min.
  4. Überstand in einem anderen 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen und fügen 0,95 Volumina Isopropanol. Kehren 30-40 mal.
  5. Zentrifuge für 10 min bei 4 ° C bei maximaler Geschwindigkeit.
  6. Dekantieren Sie vorsichtig und den Überstand verwerfen.
  7. Spülung zweimal mit 750 ul 70% Ethanol.
  8. Entfernen Sie so viel Ethanol wie möglich durch Pipettieren, dann lassen Sie an der Luft trocknen.
    Hinweis: Nicht über die DNA zu trocknen, da dies es schwierig, wieder zu suspendieren machen kann.
  9. Resuspendiere in 25 ul TE niedriger Puffer, pH 8 (10 mM Tris-HCl, 0,1 mM EDTA).
  10. Quantifizierung der DNA unter Verwendung eines dsDNA Assay-Kit und den Anweisungen des Herstellers. Führen Agarose-Gel (1%) Elektrophorese auf 3 ul der DNA, um seine Qualität zu überprüfen.

5. SDS-PAGE-Gel von Proteinen

  1. Vorbereitung Probenpuffer (950 & mgr; l Laemmli-Probenpuffer und 50 & mgr; l β-Mercaptoethanol).
  2. Hinzufügen des entsprechenden Volumens von 15 ug Protein oder ein Maximum von 20 ul bis gleiches Volumen Probenpuffer hinzu und kocht 4 min. Proben können nun bei -80 ° C gelagert, bis SDS-PAGE durchgeführt werden kann.
  3. Herstellung von 10% Acrylamid-Trenngel mit einer 5% Acrylamid-Sammelgel.
  4. Legen Sie das Gel mit Proben und 4 & mgr; l eines Proteins Leiter. Führen Sie das Gel bei konstanten 120 V bis 250 kDa Leiter Marker hat gerade erreichte das Trenngel.
  5. Fleck des Gels mit Coomassie-Beize nach den Anweisungen des Herstellers.

6. In-Gel-Trypsin Digest und Peptid-Extraktion

Hinweis: Alle Schritte von hier bis 6.10 werden in einer biologischen Sicherheitswerkbank durchgeführt, um eine Kontamination zu minimieren.

  1. Schneiden Sie überschüssiges Gel unter der 10 kDa Leiter Zeichen für jede Spur. Jede Spur wird auf dem MS / MS getrennt analysiert werden. Schneiden Sie jede Spur in 1 mm x 1 mm Quadrate, um die Oberfläche zu vergrößern und legen Sie alle squares von der Fahrspur in einen Niederbindemikrozentrifugenröhrchen. Wiederholen Sie dies für alle Spuren. (1% ige Essigsäure verwendet werden, um das Gel nicht austrocknen und schwer zu schneiden zu vermeiden).
    Hinweis: Die Minimierung Verunreinigungen ist entscheidend in dieser Phase, so gel Slicing in einer biologischen Sicherheitswerkbank auf dem Glas SDS-PAGE-Gel-Form verwendet wird, um das Gel zu machen durchgeführt.
  2. De-Flecken-
    1. Dispense 50 ul 100 mM Ammoniumbicarbonat in jedem Low-Bindungsröhre, in der Nähe Kappe und bei 37 ° C für 10 min.
    2. Dispense 50 ul Acetonitril, in der Nähe Kappe und bei 37 ° C für 5 min.
    3. Absaugen und entsorgen Sie 150 ul.
    4. Wiederholen Sie die Schritte 6.2.1 und 6.2.2.
    5. Absaugen und entsorgen 95 & mgr; l.
  3. Entwässerung
    1. Dispense 50 ul Acetonitril, nahe Kappe und warten Sie 5 Minuten. Absaugen und entsorgen 45 & mgr; l und warten Sie 10 min.
  4. Reduktion
    1. Geben Sie 50 & mgr; l DTT (10 mM, 100 mM verdünnt ammOnium-Bicarbonat), in der Nähe Kappe und warten 30 Minuten bei 37 ° C.
  5. Alkylierung
    1. Dispense 50 ul Iodacetamid (55 mM, 100 mM Ammoniumbicarbonat verwässert), in der Nähe Kappe und warten Sie 20 min bei 37 ° C.
    2. Dispense 100 ul Acetonitril, nahe Kappe und Inkubation für 5 min bei 37 ° C. Absaugen und entsorgen Sie 195 ul.
  6. Wash
    1. Dispense 50 ul Ammoniumbicarbonat, nahe Kappe und Inkubation für 10 min bei 37 ° C.
    2. Dispense 50 ul Acetonitril, in der Nähe Kappe und bei 37 ° C für 5 min. Absaugen und entsorgen Sie 120 ul.
  7. Entwässerung
    1. Dispense 50 ul Acetonitril, nahe Kappe und warten Sie 5 Minuten. Absaugen und entsorgen 45 & mgr; l.
    2. Dispense 50 ul Acetonitril, warten Sie 5 Minuten.
    3. Absaugen und entsorgen 75 ul und warten Sie 5 Minuten.
  8. Verdauung
    1. Verzichten 25-30 ul von 6 ng / ul Trypsin (until alle Gelfragmente abgedeckt sind). Schließen Kappe und warten Sie 30 Minuten bei Raumtemperatur.
    2. Inkubieren über Nacht (4,5 hr Minimum) bei 37 ° C.
    3. Lassen Sie sitzen bei Raumtemperatur für 30 min.
  9. Extraktion und Peptidtransfer
    1. Dispense 30 ul Extraktionslösung und Deckel mit Deckel für 30 Minuten auf Eis.
    2. Saugen Sie 30 ul und verzichten saugte Volumen in einem neuen markierten Tiefbindungsrohr.
    3. Verzichtet werden 12 & mgr; l Extraktionslösung und 12 ul Acetonitril in das ursprüngliche Rohr (mit Gel). Schließen Kappe und Inkubation für 30 min auf Eis.
    4. Saugen Sie 15 ul und Einlagen in die neue Röhre.
    5. Wiederholen Sie die Schritte (6.9.3 und 6.9.4).
  10. Legen Sie neue Rohre in einem SpeedVac bis trocken.
  11. Resuspendiere in 50 ul Resuspensionslösung. Vortex auf Medium für 10 Minuten, um wieder zu suspendieren.
  12. Pipette Peptidlösung entweder nano / LC Fläschchen oder 96-Well-Platten geeignet für Nano / LCMS / MS-Arbeit.

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Ergebnisse

Als Demonstration, das Protokoll führten wir auf zwei Meerwasserproben von der Oberfläche und der Chlorophyllmaximum des Küsten Ozean in Nord-Kanada gesammelt. Auf See wurde 6-7 L des Meerwassers durch eine 3 & mgr; GF / D-Vorfilter geleitet, dann mikrobiellen Zellen wurden auf eine 0,22 um-Patronenfiltergerät nach dem Protokoll von Walsh et al. 20 gesammelt. Zellen wurden sofort in einem RNA-Stabilisierungslösung bis zur weiteren Verarbeitung gelagert. Nach der Rückkehr in das Labor, das Protoko...

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Diskussion

Probenkonservierung ist der Schlüssel zur metaproteomic Studien und früheren Arbeiten gezeigt, dass ein RNA-Stabilisierungslösung ist eine nützliche Speicherpuffer zum Speichern von Zellen vor der Proteinextraktion 28. Idealerweise würden Proben in situ erhalten werden, um Verschiebungen in der Protein-Expression während der Handhabung 33,34 negieren. In der Tat, in situ Probenahme und Fixierungstechniken sind entwickelt worden, die für die autonome Sammlung und Aufbewahrung von P...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Marcos Di Falco für seine Expertise und Beratung bei der Vorbereitung der Proben für die Nano-LC MS/MS sowie Dr. Zoran Minic von der University of Regina für die LC MS/MS-Analyse. Diese Arbeit wurde durch NSERC (DG402214-2011) und SFB (950-221184) gefördert. D.C. wurde vom Concordia Institute for Water, Energy, and Sustainable Systems und FQRNT unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Sterivex -GP 0,22 μm m FiltereinheitMilliporeSVGP01050Probenahme
RNAlater StabilisierungslösungAmbionAM7021Probenahme
Tris Bio Basic77-86-1 oder TB0196-500GProteinextraktion / SDS PAGE Gel
DTTSigma-AldrichD0632-1GProteinextraktion
SDSBio Basic15-21-3Proteinextraktion / SDS PAGE Gel
EDTABio Basic6381-92-6Proteinextraktion
GlycerolFisher Scientific56-81-5Proteinextraktion
10K Amicon FilterMilliporeUFC801024Proteinextraktion
MethanolSigma-Aldrich179337-4LProteinfällung
AcetonFisher Scientific67-64-1Proteinfällung
MPC Protein FällungsreagenzEpizentrummmP03750DNA-Fällung
2-PropanolFisher Scientific67-63-0DNA-Fällung
Qubit dsDNA BR Assay KitLife TechnologiesQ32850DNA-Quantifizierung
Qubit Protein Assay KitLife TechnologiesQ33211Proteinquantifizierung
SaccharoseBio Basic57-50-1SDS PAGE Gel
TEMEDBio Rad161-0800SDS PAGE Gel
APSBio Rad161-0700SDS PAGE Gel
30% AcrylamidBio Rad161-0158SDS PAGE Gel
SimplyBlue SafeStainInvitrogenLC6060SDS PAGE Gel
GlycinBio Rad161-0718SDS PAGE Gel
B-mercaptoethanolBio Basic60-24-2SDS PAGE Gel
Laemmli Sample BufferBio Rad161-0737SDS PAGE Gel
Precision Plus Protein Kaleidoscope LadderBio Rad161-0375EDUSDS PAGE Gel
AcetonitrilVWRCABDH6044-4In-Gel Trypsin Aufschluss
NH4HCO3Bio Basic1066-33-7In-Gel Trypsin Aufschluss
DTTSigma-AldrichD0632-1GIn-Gel Trypsin Aufschluss
AmeisensäureSigma-AldrichF0507-500MLIn-Gel Trypsin Aufschluss
HPLC-Qualität H2OSigma-Aldrich270733-4LIn-Gel Trypsin Aufschluss
IodacetamidBio Basic144-48-9In-Gel Trypsin Aufschluss
TrypsinPromegaV5111In-Gel Trypsin Verdau
Protein LoBind Tube 1,5 mlEppendorf22431081Gel Trypsin Aufschluss
2 ml ROBO Fläschchen 9 mmCandian Life ScienceVT009/C395SBIn-Gel-Trypsin-Verdau
PP BM-Einsatz, keine FederCandian Life Science4025P-631In-Gel-Trypsin-Aufschluss

Referenzen

  1. Madsen, E. L. Microorganisms and their roles in fundamental biogeochemical cycles. Current opinion in biotechnology. 22 (3), 456-464 (2011).
  2. El-Swais, H., Dunn, K. A., Bielawski, J. P., Li, W. K. W., Walsh, D. A. Seasonal assemblages and short-lived blooms in coastal northwest Atlantic Ocean bacterioplankton. Environmental microbiology. , (2014).
  3. Galand, P. E., Potvin, M., Casamayor, E. O., Lovejoy, C. Hydrography shapes bacterial biogeography of the deep Arctic Ocean. The ISME journal. 4 (4), 564-576 (2010).
  4. Lane, D. J., Pace, B., Olsen, G. J., Stahlt, D. A., Sogint, M. L., Pace, N. R. Rapid determination of 16S ribosomal RNA sequences for phylogenetic analyses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 83, 4972(1986).
  5. Williams, T. J., Long, E., et al. A metaproteomic assessment of winter and summer bacterioplankton from Antarctic Peninsula coastal surface waters. The ISME journal. 6 (10), (2012).
  6. Sheik, C. S., Jain, S., Dick, G. J. Metabolic flexibility of enigmatic SAR324 revealed through metagenomics and metatranscriptomics. Environmental microbiology. 16 (1), 304-317 (2014).
  7. Venter, J. C., Remington, K., et al. Environmental genome shotgun sequencing of the Sargasso Sea. Science (New York, N.Y.). 304, 66-74 (2004).
  8. Tyson, G. W., Chapman, J., et al. Community structure and metabolism through reconstruction of microbial genomes from the environment. Nature. 428, 37-43 (2004).
  9. Schneider, T., Riedel, K. Environmental proteomics: analysis of structure and function of microbial communities. Proteomics. 10 (4), 785-798 (2010).
  10. Vogel, C., Marcotte, E. M. Insights into the regulation of protein abundance from proteomic and transcriptomic analyses. Nature reviews. Genetics. 13 (4), 227-232 (2012).
  11. Hettich, R. L., Pan, C., Chourey, K., Giannone, R. J. Metaproteomics: harnessing the power of high performance mass spectrometry to identify the suite of proteins that control metabolic activities in microbial communities. Analytical chemistry. 85 (9), 4203-4214 (2013).
  12. Von Bergen, M., Jehmlich, N., et al. Insights from quantitative metaproteomics and protein-stable isotope probing into microbial ecology. The ISME journal. 7 (10), 1877-1885 (2013).
  13. Giovannoni, S. J., Bibbs, L., et al. Proteorhodopsin in the ubiquitous marine bacterium SAR11. Nature. 438 (7064), 82-85 (2005).
  14. Georges, A. A., El-Swais, H., Craig, S. E., Li, W. K., Walsh, D. A. Metaproteomic analysis of a winter to spring succession in coastal northwest Atlantic Ocean microbial plankton. The ISME journal. , 1-13 (2014).
  15. Morris, R. M., Nunn, B. L., Frazar, C., Goodlett, D. R., Ting, Y. S., Rocap, G. Comparative metaproteomics reveals ocean-scale shifts in microbial nutrient utilization and energy transduction. The ISME journal. 4 (5), 673-685 (2010).
  16. Williams, T. J., Cavicchioli, R. Marine metaproteomics: deciphering the microbial metabolic food web. Trends in microbiology. 22 (5), 248-260 (2014).
  17. Saito, M. a, McIlvin, M. R., et al. Multiple nutrient stresses at intersecting Pacific Ocean biomes detected by protein biomarkers. Science. 345 (6201), 1173-1177 (2014).
  18. Bertrand, E., Moran, D., McIlvin, M., Hoffman, J., Allen, A., Saito, M. Methionine synthase interreplacement in diatom cultures and communities: Implications for the persistence of B12 use by eukaryotic phytoplankton. Limnology and Oceanography. 58 (4), 1431-1450 (2013).
  19. Hawley, A. K., Kheirandish, S., et al. Molecular tools for investigating microbial community structure and function in oxygen-deficient marine waters. Methods in enzymology. 531, Elsevier Inc. 305-329 (2013).
  20. Da Walsh,, Zaikova, E., Hallam, S. J. Small volume (1-3L) filtration of coastal seawater samples. Journal of visualized experiments: JoVE. (28), 1-2 (2009).
  21. Thompson, M., Chourey, K. Experimental approach for deep proteome measurements from small-scale microbial biomass samples. Analytical. 80 (24), 9517-9525 (2008).
  22. Lu, X., Digestion Zhu, H. Tube-Gel. , 1948-1958 (2005).
  23. Sharma, R., Dill, B. D., Chourey, K., Shah, M., VerBerkmoes, N. C., Hettich, R. L. Coupling a detergent lysis/cleanup methodology with intact protein fractionation for enhanced proteome characterization. Journal of proteome research. 11 (12), 6008-6018 (2012).
  24. Santoro, A. E., Dupont, C. L., et al. Genomic and proteomic characterization of "Candidatus Nitrosopelagicus brevis": An ammonia-oxidizing archaeon from the open ocean. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (4), 1173-1178 (2015).
  25. Rusch, D. B., Halpern, A. L., et al. The Sorcerer II Global Ocean Sampling expedition: northwest Atlantic through eastern tropical Pacific. PLoS biology. 5 (3), e77(2007).
  26. Swan, B. K., Martinez-Garcia, M., et al. Potential for chemolithoautotrophy among ubiquitous bacteria lineages in the dark ocean. Science (New York, N.Y.). 333 (6047), 1296-1300 (2011).
  27. Rinke, C., Schwientek, P., et al. Insights into the phylogeny and coding potential of microbial dark matter. Nature. 499 (7459), 431-437 (2013).
  28. Saito, M. A., Bulygin, V. V., Moran, D. M., Taylor, C., Scholin, C. Examination of microbial proteome preservation techniques applicable to autonomous environmental sample collection. Frontiers in microbiology. 2, 215(2011).
  29. Shevchenko, A., Tomas, J. H., Olsen, J., Mann, M. In-gel digestion for mass spectrometric characterization of proteins and proteomes. Nature protocols. 1 (6), 2856-2860 (2007).
  30. Thomas, T., Gilbert, J., Meyer, F. Metagenomics - a guide from sampling to data analysis. Microbial Informatics and Experimentation. 2 (1), 3(2012).
  31. Huson, D. H., Auch, A. F., Qi, J., Schuster, S. C. MEGAN analysis of metagenomic data. Genome research. 17 (3), 377-3786 (2007).
  32. Huson, D. H., Mitra, S., Ruscheweyh, H. -J., Weber, N., Schuster, S. C. Integrative analysis of environmental sequences using MEGAN4. Genome research. 21 (9), 1552-1560 (2011).
  33. Ea Ottesen,, Marin, R., et al. Metatranscriptomic analysis of autonomously collected and preserved marine bacterioplankton. The ISME journal. 5 (12), 1881-1895 (2011).
  34. Feike, J., Jürgens, K., Hollibaugh, J. T., Krüger, S., Jost, G., Labrenz, M. Measuring unbiased metatranscriptomics in suboxic waters of the central Baltic Sea using a new in situ fixation system. The ISME journal. 6 (2), 461-470 (2012).

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