Direkte Induktion von Hemogenic Endothel und das Blut durch die Überexpression von Transkriptionsfaktoren in der Personal pluripotenten Stammzellen

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die effiziente Induktion von hämogenem Endothel und multipotenten hämatopoetischen Vorläuferzellen aus menschlichen pluripotenten Stammzellen durch die erzwungene Expression von Transkriptionsfaktoren.

Zusammenfassung

Während der Entwicklung von einer Fachuntergruppe von Endothelzellen entstehen hämatopoetischen Zellen, hemogenic Endothel (HE). Modellierung HE Entwicklung in vitro ist für mechanistische Studien der endothelialen-hämatopoetischen Übergangs und blutbildenden Spezifikation. Hier beschreiben wir ein Verfahren für die effiziente Induktion von HE aus menschlichen pluripotenten Stammzellen (hPSCs) durch Überexpression von verschiedenen Sätzen von Transkriptionsfaktoren. Die Kombination von ETV2 und GATA1 oder GATA2 TFs wird verwendet, um die er mit pan-myeloischer Potential zu induzieren, während eine Kombination von GATA2 und TAL1 Transkriptionsfaktoren können zur Herstellung von SE mit erythroiden und megakaryozytischen Potential. Die Zugabe von LMO2 zu GATA2 und TAL1 Kombination wesentlich beschleunigt Differenzierung und erhöht erythroiden und Megakaryozyten-Zellen-Produktion. Dieses Verfahren stellt eine effiziente und schnelle Möglichkeit HE Induktion aus hPSCs und ermöglicht die Beobachtung des Endothel-hematopoietic Übergang in der Kulturschale. Das Protokoll enthält hPSCs Übertragungsverfahren und nach der Transduktion Analyse von HE und Blutvorläuferzellen.

Einleitung

Die einzigartige Fähigkeit des menschlichen pluripotenten Stammzellen (hPSCs) sich selbst zu erneuern und sich in Zellen der drei Keimblätter, einschließlich Blut zu unterscheiden, machen sie ein wertvolles Werkzeug für die mechanistische Studien von hämatopoetischen Entwicklung, Modellierung von Blutkrankheiten, Wirkstoff-Screening, Toxizitätsstudien und die Entwicklung von Zelltherapien. Da die Blutbildung im Embryo Erlöse aus hemogenic Endothel (HE) durch eine endotheliale hämatopoetischen Gangs ^1,2, die Erzeugung von HE in Kulturen wäre sehr wichtig, um die molekularen Mechanismen, die zur Regelung der Endothelzellen zu hämatopoetischen Übergangs und hämatopoetischen Spezifikation zu studieren. Derzeitigen Methoden für die Untersuchung der ER auf der Induktion von Differenzierung in hematoendothelial Aggregate (EVG) mit dem Zusatz von hämatopoetischen Cytokinen ^3-5 und Cokultur hPSCs mit Hämatopoese-stützende Stromazellen ^6,7 oder zweidimensionalen Kulturen mit extrazellulären basierend Matrizen und cytokines ^8,9. Diese klassischen Differenzierung Methoden basieren auf der Einführung von Schauspiel an der Zelloberfläche und die Einleitung Kaskaden von molekularen Signalwege, die schließlich zur Aktivierung von Transkriptionsprogramm Führungs hematoendothelial Entwicklung führen externe Signale. Somit stützt sich der Wirkungsgrad hPSCs Differenzierungen in diesen Systemen auf einem effektiven Induktion von jenen Signalen, die Signaltransduktion in den Zellkern und die resultierende Aktivierung spezifischer Transkriptionsregulatoren. Darüber hinaus ist die Untersuchung von HE in herkömmlichen Differenzierungskulturen erfordert den zusätzlichen Schritt der Isolierung von HE-Zellen unter Verwendung der Zellsortierung. Hier beschreiben wir ein einfaches Protokoll für die direkte Induktion von HE und Blut durch die Überexpression von hämatopoetischen Transkriptionsfaktoren. Dieses Verfahren ermöglicht die effiziente Induktion HE in eine Schale und eine direkte Beobachtung der endothelialen hämatopoetische Übergang ohne die Notwendigkeit zur Isolierung von HE mit einem umständlichen Zellsortierungsverfahren.

Bildung HE und Blut von menschlichen pluripotenten Stammzellen können effizient durch Überexpression nur wenige Transkriptionsfaktoren (TFs) induziert werden. Die optimale Kombination von Transkriptionsfaktoren, die zur Induktion robust pan-myeloischer Blutbildung aus hPSCs umfasst ETV2 und GATA1 oder GATA2. Im Gegensatz dazu Kombination GATA2 und TAL1 induziert erythromegakaryocytopoiesis ^10. Programmieren hPSCs durch Überexpression dieser Faktoren unterscheidet hPSCs direkt an das VE-cad ⁺ CD43 ^- CD73 ^- HE Zellen, die stufenweise den hämatopoetischen Phänotyp durch Expression von frühen hämatopoetischen Marker CD43 ⁷ definiert erhalten. Diese lentiviralen basierendes Verfahren für die direkte Programmierung der menschlichen pluripotenten Stammzellen Verfahren ist anwendbar zur Erzeugung von HE und Blutzellen für mechanistische Studien, Studien endothelialer hämatopoetische Übergang und transkriptionale Regulation der hämatopoetischen Entwicklung und Spezifikation. Obwohl der current Protokoll beschreibt die Blutbildung mit konstitutiver Expression der Transgene, könnten ähnliche Ergebnisse unter Verwendung von modifizierten mRNA ¹⁰ erhalten werden.

Protokoll

1. Viruspräparate und Transcription Factor Kombinationen

1. Die Lösungen mit pSIN-EF1 lentiviralen Expressionsplasmid, das Protein-kodierende DNA für ETV2, GATA1, GATA2, TAL1 und LMO2 (Tabelle 1).
2. Messung der Konzentration und Reinheit von Plasmid-Präparationen durch die Aufzeichnung der UV-Absorption mit einem Spektrophotometer bei 230 nm, 260 nm und 280 nm für lentivirale Produktion verwendet. Hinweis: zeigen DNA-Präparationen A260 / 280 und A260 / 230-Werte größer als 1,8 werden im Allgemeinen als guter Qualität. Unter A260 / 280-Werte können Protein-Kontamination anzuzeigen, während niedrigere A260 / 230-Werte zeigen Verunreinigungen mit Salzen oder einem Lösungsmittel, wie Phenol. Empfehlens Plasmidkonzentration 1-3 ug / ul.
3. Erzeugen Lentiviren für Transduktionen wie in zuvor veröffentlichten Protokollen ¹¹ beschrieben. Induktion von ER mit pan-myeloischer Wirkung bedarf Co-Expression von ETV2 und GATA1 oder ETV2 und GATA2.Induktion von ER mit erythro- und Megakaryozyten Potential erfordert GATA2 und TAL1. Die Zugabe LMO2 die Ausbeute an erythro-Megakaryozyten-Zellen aus hPSCs in Gegenwart GATA2 und TAL1 ¹⁰ deutlich verbessert.

2. hPSCs Kultur Protocol

1. Wachsen pluripotente Stammzellen in engen Kolonien mit scharfen Kanten zu 70-80% Konfluenz vor Subkultivierung. Mark und entfernen sich spontan vor Passagieren Zellen differenziert Kolonien.
2. Verdünnter kommerziellen extrazellulären Matrix-Gel (siehe Tabelle 2) gemß den Anweisungen des Herstellers und Mantel 6-Well-Platten über Nacht bei 4 ° C oder für mindestens eine Stunde bei 37 ° C vor der Verwendung. Vor der Passage-Zellen, saugen Sie den Matrix 2 ml frischem kommerziellen kompletten Kulturmediums (siehe Tabelle 2) und halten Platten bei 37 ° C, _5% CO 2, bis die Zellen bereit für die Aussaat.
3. Passage hPSCs
   1. Aspirate Medium aus einem konfluenten Vertiefung einer 6-Well-Platte mit hPSCs und fügen Sie 1,5 ml vorgewärmten Dispase II-Lösung (2 mg / ml in DMEM / F12, durch Filtration durch 0,22 um Filter sterilisiert). Inkubation für 5-7 Minuten bei 37 ° C, 5% _CO 2, bis die Ränder der Kolonien beginnen, von der Oberfläche zu heben.
   2. Saugen Sie Dispase II Lösung und vorsichtig waschen die Kolonien zweimal durch Zugabe und Absaugen von 2 ml frischem DMEM / F12-Medium. Dann, mit einem 5 ml serologische Glaspipette, distanzieren hPSCs mit 3 ml frisches kommerziellen komplettem Kulturmedium (siehe Tabelle 2) durch Pipettieren Zellsuspension nach oben und unten mehrere Male.
   3. 0,5 ml der Zellsuspension in jede Vertiefung einer Platte mit 6 Vertiefungen, die 1,5 ml handelsüblicher vollständigen Kulturmedium (siehe Tabelle 2). Agitieren Platte hin und her, und von rechts nach links mehrmals, um eine gleichmäßige Zellverteilung gewährleisten, wenn situieren die Platte in den Inkubator. Halten Zellen bei 37 ° C, 5% CO _{2 für 1}8-24 Std.
   4. Am nächsten Tag Änderungsmedium an die frische kommerziellen komplettem Kulturmedium (siehe Tabelle 2) und untersuchen hPSCs Morphologie. Erfolgreiche Passagieren Ergebnisse in kleinen, gut befestigt Kolonien Halte HPSC Morphologie. hPSCs müssen 2,5-3 ml freshmedium pro Well täglich gefüttert und alle 4-5 Tage passagiert bei nicht mehr als 70-80% Konfluenz.
      HINWEIS: Wenn hiPSCs wurden auf embryonalen Maus-Fibroblasten (MEF) erhalten, müssen sie, um Feeder-freien Bedingungen übertragen und 2-3 mal passagiert, bevor eine effiziente Transduktion Differenzierung gewährleisten.

3. Induktion von Hematoendothelial Pprecursors von hPSCs (Tag 0, Transduktion hPSCs)

1. Zur Herstellung von Reaktionsmedium kombiniert 1,3 ml kommerziellen komplette Serum-freiem Medium (siehe Tabelle 2), Viren, Polybren und Y27632 ROCK-Inhibitor (Tabelle 1): in 1,3 ul 10 mM ROCK-Hemmer zu 1,3 ml Medium zu einer endgültigen Konzentrationention von 10 uM und Polybren bis zu einer Endkonzentration 6 ug / ml.
   1. Hinzufügen einer geeigneten Menge an Viruskonzentrat (e) in einer Endkonzentration von 0,5-1,0 MOI (multiplicity of infection) von jedem Virus pro Zelle. Halten Reaktionsmedium auf Eis oder bei 4 ° C, bis die Einzelzellsuspension bereit ist.
      HINWEIS: Die gleiche Menge des MOI für jeden Virus im GATA1 / ETV2, GATA2 / TAL1 und GATA2 / TAL1 / LMO2 Reaktionsmischungen ist optimal für die Induktion der Differenzierung. Doch in ETV2 / GATA2 transduzierten Kulturen verdoppelt MOI für GATA2, bezogen auf ETV2 verbessert Differenzierung. Daher ist für diesen Kulturen im Verhältnis 1: 2 zur MOI von ETV2 und 1 MOI von GATA2 empfohlen (zB wenn Viruskonzentrat etwa 6,8 x 10 ⁷ Partikel / ml geschätzt, mit 10 ul ETV2 und 20 ul GATA2 viralen Konzentrate 0,68 x ¹⁰ 6 Zellen pro ETV2 / GATA2 Reaktion in einem 35-mm-Vertiefung einer Platte mit 6 Vertiefungen).
2. Bereiten hPSCs in einer einzelnen Zelle suspension.
   1. Wachsen hPSCs in Feeder-freien Bedingungen, wie in Kapitel 2 beschrieben Am Tag 4 nach der letzten Durchgang, beachten Zelldichte und Morphologie unter einem inversen Mikroskop. hPSCs sollte in engen Kolonien mit scharfen Kanten ohne spontane Differenzierung am Tag der Transduktion wachsen und ~ 60-70% Konfluenz.
   2. Absaugen Medium, fügen Sie 1,5 bis 2 ml kommerziellen Zelldissoziation Reagenz (Tabelle 1) pro Vertiefung und bei 37 ° C mit _5% CO 2 für 5-7 min.
   3. Sammeln Zellen in gleichen Volumina von kommerziellen Vollmedium (siehe Tabelle 2) mit 10 & mgr; M von ROCK-Hemmer, zählen Sie die Zellen und Lebensfähigkeit zu bestimmen. Pellet Zellen durch Zentrifugation bei 200 × g für 5 min und anschließend hat ein Resuspendieren Zellen in kommerziellen Komplettmedium mit 10 & mgr; M von ROCK-Inhibitor in einer Konzentration von 3.4-5 x ¹⁰ 6 Zellen pro ml.
      BEACHTEN SIE: Die Zelllebensfähigkeit ist entscheidend für eine erfolgreiche virale Transduktion und nachfolgende Differenzierung.In der Regel sollte die Lebensfähigkeit der Zellen vor der Transduktion 90% überschreiten.
3. Fügen Sie 200 ul der Zellsuspension, enthaltend 0,68 bis 1 x10 ^{6 Zellen,} in 1,3 ml der nach 3.1 hergestellten Reaktionsmedium.
4. Saugen Sie das Matrix-Lösung aus der Nacht beschichtete Platte mit 6 Vertiefungen in 2.2 vorbereitet. Transfer der Reaktionsmischung auf eine Vertiefung einer 6-Well-Platte und zu verteilen Zellen gleichmäßig. Inkubieren bei 37 ° C mit 5% _CO 2 für 24 Std. Nach 24 Stunden mindestens 80% der Zellen sollte die Matrix gebunden werden.

4. Die Induktion von Hematoendothelial Vorstufen aus hPSCs (Tag 1-7)

1. 24 Stunden nach der Transduktion, entfernen virushaltige Medium und waschen anhaftenden Zellen mit kommerziellen unvollständige Zellkulturmedium (siehe Tabelle 1) und fügen Sie dann 3 ml pro Vertiefung der Handels unvollständige Zellkulturmedium, das hämatopoetische Zytokine: SCF 100 ng / ml, TPO 50 ng / ml bFGF 20 ng / ml (im folgenden als 3F-Medium bezeichnet).
2. Ersetzen Gesamt Medium durch frisches 3F-Medium an den Tagen 2, 3 und 4. Tag, um tote Zellen und Zelltrümmer zu entfernen. Tag 4, als schwimmende blutbildenden Zellen entstehen, ersetzen Sie die Hälfte der 3F-Medium jeden zweiten Tag, während das Gesamtvolumen bei 4 ml.
   HINWEIS: pSIN-EF1 & agr; lentiviralen Expressionsplasmiden beinhalten Puromycinresistenzgen wodurch eine positive Selektion von transduzierten Zellen. Die 1 ug / ml Puromycin kann während der ersten 1-2 Tage der Differenzierung zu Medium zugegeben werden, um die zurückbleibende undifferenzierte hPSCs eliminieren.
3. Beachten Zellmorphologie am Tag 4 unter einem inversen Mikroskop: tight Cluster von Zellen mit typischen endotheliale Morphologie beginnen zu erscheinen (2A, 3A). Runde Blutkörperchen scheint von Tag 5 bis Tag 7 der Differenzierung, während einige Bereiche können hPSCs Morphologie beibehalten. Analyse HE und hämatopoetische Differenzierung wie unten beschrieben.
   ANMERKUNG: Erfolgreiche hematoendothelial verschiedeneniation führt zu der Produktion von Blutzellen, die lose auf die zugrunde liegenden flachen Endothelzellen gebunden als lichtbrechenden Rundzellen angezeigt. Diese Zellen aktiv vermehren Bildung kleiner Aggregate und schließlich lösen und Schwimmer (2A und 3A). Live Blutkörperchen kann visuell von den toten und sterbenden Zellen auf ihre Fähigkeit, das Licht zu reflektieren und in Kulturbedingungen zu erweitern.

5. Analyse der Hemogenic Endothel (HE) Stadium der Differenzierung.

1. Detektieren die Bildung von HE zwischen den Tagen 3 und 4 der Differenzierung durch mikroskopische Beobachtung der Zellen mit endothelialen Morphologie. Es gibt keine schwimmBlutZellen in der Kultur in diesem Stadium der Differenzierung. Die Anwesenheit von HE kann durch Immunfluoreszenzfärbung bestätigt und durchflusszytometrische Analyse unter Verwendung von VE-Cadherin, CD73, CD226 und CD43 Antikörper.
   1. Um HE Bildung durch Durchflusszytometrieanalyse Verwendung Zellen an Tag 3 zu bewertenTag und 4 von einem Experiment. Sammeln Zellen durch Inkubation der Kulturen mit kommerziellen Zelldissoziation Reagenz (siehe Tabelle 1) für 5-10 min bei 37 ° C, _5% CO 2 und dann mit bis zu 1 x ¹⁰ 5 Zellen pro Farbreaktion (Durchflusszytometrie beschrieben Färbeverfahren ^12).
      HINWEIS: VE-Cadherin ⁺ HE-Zellen die Expression von frühen hämatopoetischen Marker CD226 zu erwerben, aber nicht über die Expression von CD73 und CD43 ^6. Im Gegensatz dazu nicht-HE-Zellen exprimieren CD73 (2B, 3B).
2. Immunfluoreszenzfärbung für HPSC stamm er.
   1. Wäscht den beigefügten Monoschicht von Zellen mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) und dann zu fixieren Zellen in 4% Paraformaldehyd bei 30 bis 60 min bei Raumtemperatur.
   2. Wasche die Zellen einmal mit PBS und dann permeabilisiert mit 0,1% Triton X-100 in PBS für 20 min bei Raumtemperatur.
   3. Waschen Sie die Zellen in PBS zwei bis drei Mal und dann in inkubierenBlockierungspuffer, bestehend aus PBS mit 10% fötalem Rinderserum (FBS), für 30 bis 120 min.
   4. Vorbereitung Färbelösung, enthaltend sowohl primären Antikörper (1: 1000 Verdünnung) Maus-Anti-Human-CD43 und Kaninchen-Anti-Human-VE-Cadherin in PBS mit 5% FBS, (Tabelle 1).
   5. Saugt den Blockierungspuffer von den Zellen und mit 1 ml pro Vertiefung Färbepuffer mit den zugesetzten primären Antikörper; inkubieren 3 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C.
   6. Durch Zugabe von 2 ml PBS mit 5% FBS wasche die Zellen dreimal.
   7. Vorbereitung einer zweiten Färbepuffer mit sekundären Antikörper bei einer 1: 500 Verdünnung in PBS mit 5% FBS: Esel-Anti-Kaninchen mit grün fluoreszierenden Farbstoff und Anti-Maus mit dem roten Fluoreszenzfarbstoff (Tabelle 1) konjugiert. 1 ml pro Vertiefung Sekundär Färbepuffer und bei Raumtemperatur für 1 Stunde.
   8. Dreimal mit PBS ohne Serum zu waschen. Stain-Zellen mit 300 nM DAPI-Arbeitslösung in dH2 O für 10-15 min.
   9. Waschen Sie die Zellen zweimal mit PBS und fügen Sie 2-3 ml PBS in gut mit gefärbten Zellen. Beachten Fluoreszenz mit grünen, roten und blauen Mikroskop Filter.

6. Analyse von induzierten hämatopoetischen Präkursoren

1. Pflegen Differenzierungskulturen bis zum schwimmenden Zellen deutlich zu erweitern, bis zu 10-14 Tage, wechselnde Hälfte des 3F-Medium, wie in 3.1 beschrieben, alle zwei Tage.
2. Dissoziieren und sammeln Differenmonoschichten von Zellen, die durch Behandlung von Zellen mit einem kommerziellen Zelldissoziation Reagens (siehe Tabelle 1) für 5-10 min bei 37 ° C, _5% CO 2.
3. Führen Durchflusszytometrie unter Verwendung anti-VE-Cadherin, CD43 und CD45 Antikörper gegen die Blutbildung in Kulturen ¹² zu bewerten. Beachten Sie, dass ein großer Anteil der Zellen, bis zu 40% der ETV2 und GATA2 transduzierten Zellen koexprimiert VE-cad und CD43. Die folgenden Antikörper können verwendet werden, um spezifische Zelllinien folgende E erfassenxpansion oder Differenzierung von induzierten Blutvorläuferzellen: CD235a (Erythrozyten), CD41a (Megakaryozyten), CD32 (alle Arten von Knochenmarkzellen), CD66b (Neutrophile) und CD163 (Makrophagen).
4. Zuführen CFC-Assay unter Verwendung eines kommerziellen klonogenen Medium (Tabelle 1) nach den Anweisungen des Herstellers.
   1. Transfer 1-2 ^× 10 4 Zellen in 3 ml handelsüblicher klonogenen Medium (siehe Tabelle 3), um die Anzahl der koloniebildenden Zellen und Arten von hämatopoetischen Kolonien zu bewerten. Optimale Aussaatdichte ermöglicht die Identifizierung und Isolierung von einzelnen Kolonien, die getrennt voneinander wachsen und sich nicht überlappen. Aussaatdichte kann zwischen den Experimenten abhängig von Differenzierung Effizienz variieren, aber sollte 1 x ¹⁰ 4 Zellen pro 1 ml kommerziellen klonogenen Mediums nicht übersteigt.
   2. Mischen Sie Zellen in kommerziellen klonogenen Medium durch sanftes Vortexen, und übertragen 3 ml Suspension zu zwei 35 mm Ultra-Low-Befestigungs Gerichtefür CFC-Assay wurden 1,5 ml der Suspension in jede Schale. Medium gleichmäßig verteilen und bei 37 ° C, _5% CO 2 für 14 Tage. Vermeiden Sie das Geschirr zu stören; beobachten, Koloniebildung am Tag 7 und Tag 10 des Tests.
   3. Zu identifizieren und zu zählen hämatopoetischen Kolonien nach ihrer Morphologie am Tag 14.

Ergebnisse

Die schematische Darstellung des HE und Blut Induktion aus hPSCs durch Überexpression von Transkriptionsfaktoren ist in Abbildung 1 ETV2 mit GATA1 oder GATA2 Kombination gezeigt, induziert pan-myeloischer Blutbildung, während ein GATA2, TAL1 +/- LMO2 Kombination induziert vorwiegend erythro-megakaryozytären Hämatopoese. Beide TF-Kombinationen direkt induzierte HE-Zellen, die anschließend in Blutvorläuferzellen mit einem ausgeprägten Spektrums von hämatopoetischen Differenzierung verwandelt. Differenzier...

Diskussion

Das oben beschriebene Verfahren zur hämatopoetischen Differenzierung hPSCs durch Überexpression von TFs, stellt ein schnelles und effizientes Konzept für die Erzeugung von HE und myeloiden und erytho-magakaryocytic Progenitoren aus HES und iPSCs, wodurch die Produktion von bis zu 30 Millionen Blutzellen aus Million pluripotenten Stammzellen ^10. Diese Methode zeigte konsequente Differenzierung in mehreren hESC und iPSCs ^Leitungen 10. Während der Differenzierung von ETV2 und GATA2, GATA1 Faktoren sow...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Table 1. Induktion der Differenzierung von hPSCs mit Transkriptionsfaktoren und Analyse von hämogenem Endothel und Blutzellen.>
pSIN4-EF1a-ETV2-IRES-Puro	Addgene	Plasmid #61061	Lentiviraler Vektor
pSIN4-EF1a-GATA2-IRES-Puro	Addgene	Plasmid #61063	Lentiviraler Vektor
pSIN4-EF1a-GATA1-IRES-Puro	Addgene	Plasmid #61062	Lentiviraler Vektor
pSIN4-EF1a-TAL1-IRES-Puro	Addgene	Plasmid #61062	Lentiviraler Vektor
pSIN4-EF1a-LMO2-IRES-Puro	Addgene	Plasmid #61064	Lentiviraler Vektor
Hexadimethrinbromid (Polybrene)	Sigma-Aldrich	107689-10G	Kationisches Polymer zur Steigerung der Effizienz von Infektionen
Y-27632 (Dihydrochlorid) ROCK-Inhibitor	STEMCELL Technologies	72302	RHO/ROCK-Signalweg-Inhibitor Hemmt ROCK
StemPro Accutase-Zelldissoziationsreagenz	Life Technologies	A11105-01	Zelldissoziationsreagenz
unvollständiges (wachstumsfaktorfreies) Kulturmedium                                                                                         mTeSR1 Kundenspezifische Formulierung	WiCell Research Institute (Madison, WI)	MCF	Serumfreies mTeSR1-Medium ohne bFGF und TGFb
human SCF	Peprotech	300-07	Premium
grade human TPO	Peprotech	300-18	Research grade
human FGF-basic	Peprotech	100-18B	Premium
grade CD144 (VE-cad) FITC	BD Biosciences	560411	Endothelial marker (FACS)
CD226 PE	BD Biosciences	338305	Hämatopoetisch ( FACS)
CD43 PE	BD Biowissenschaften	560199	Hämatopoetika (FACS)
CD73 APC	R& D Systems	FAB5795A	Endothelmarker (FACS)
CD45 APC	BD Biosciences	555485	Hämatopoetika (FACS)
7AAD	Life Technologies	A1310	Lebend-/Tot-Assay (FACS)
Paraformaldehyd	Sigma-Aldrich	P6148-500G	Zellfixierung
Triton X-100	Sigma-Aldrich	T9284-500ML	Permeabilisierung
FBS	Fisher	Scientific SH3007003	Fötales Rinderserum
Maus Anti-Human-CD43	BD Biosciences	551457	Reiner, primärer Antikörper für die Immunfluoreszenz (IF)-Färbung
Kaninchen Anti-Human-VE-Cadherin	BenderMedSystem	BMS158	Primär (IF)
Anti-Kaninchen Alexa Fluor 488-konjugiert	JacksonResearch	715-486-152	Sekundär (IF)
Anti-Maus Alexa Fluor 594-konjugiert	JacksonResearch	715-516-150	Sekundär (IF)
DAPI-Nukleinsäure-Färbung	Life Technologies	D1306	Lebend-/Tot-Assay (IF)
Klonogenes Medium MethoCult H4435 Angereicherte	STEMCELL Technologies	4435	CFC-Assay
Wright Färbelösung	Sigma -Aldrich	32857	Färbung von Cytospins
Table 2. hPSCs culture.
Humane pluripotente Stammzellen (hPSCs)	WiCell Research Institute (Madison, WI)	hESCs (WA01, WA09) humane embryonale Stammzellen; iPSCs (DF-19-9-7T, DF-4-3-7T) transgenfreie induzierte pluripotente Stammzellen	hPSCs sind in der Lage, sich selbst zu erneuern und sich in Zellen aus drei Keimblättern zu differenzieren
Vollständiges serumfreies Medium für die Kultivierung von hPSCs                                                                                                     mTeSR1 Medien	WiCell Research Institute (Madison, WI)	M500	Serumfreies Medium mit Wachstumsfaktoren für die feederfreie Kultur von ESC/iPSCs
Matrigel	BD Biosciences/ Corning	356234	Matrix zur Konservierung von humanen ESC/iPSCs
DMEM/F-12, Pulver	Life Technologies	12500-062	Basalmedium
HyClone Dulbecco's PBS Pulver	Fisher Scientific	dSH30013.04	PBS
Dispase II, pulver	Life Technologies	17105-041	Neutrale Protease, Zelldissoziation
Table 3. Primers for detection of virus genomic integration.
Primer's Name	Vorwärts (Fwd)  5' -->3'	Rückwärtsgang (Rev) 5'-->3'	Beschreibung
pSIN EF1a Fwd	TTC CAT TTC AGG TGT CGT GA-	-	EF1a Promotorsequenz
GATA1 Rev	--	TCC CTG TAG TAG GCC AGT GC	Codierungsregion
GATA2 Rev	--	GGT TGG CAT AGT AGG GGT TG	Codierungsregion
TAL1 Rev	--	AGG CGG AGG ATC TCA TTC TT	Codierungsregion
LMO2 Rev	--	GGC CCA GTT TGT AGT AGA GGC	Codierungsregion
ETV2 Rev	--	GAA CTT CTG GGT GG GCA GTA AC	Codierungsregion