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Methodenartikel

Lavage-induzierte Surfactant Depletion in Schweine als Modell des Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

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DOI:

10.3791/53610

⸱

7. September 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, Campus Charité Mitte and Campus Virchow-Klinikum, Charité - Universitätsmedizin, Berlin, 2Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, University of Leipzig Medical Faculty

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wiederholte Lungenspülungen bei narkotisierten Schweinen Lungenverletzung ähnlich wichtigen Aspekte der menschlichen akutem Atemnotsyndrom (ARDS) induzieren. Zu diesem Zweck werden die Lungen wiederholt mit 0,9% Kochsalzlösung bei 37 ° C gespült. Das Ziel des Protokolls ist eine reproduzierbare Milderung der Gasaustausch und Hämodynamik für die Forschung in ARDS.

Zusammenfassung

Verschiedene Tiermodelle von Lungenverletzung existieren die komplexen Pathomechanismen menschlicher acute respiratory distress syndrome (ARDS) und auszuwerten zukünftige Therapien zu untersuchen. Schwere Lungenschädigung mit einer reproduzierbaren Verschlechterung der Lungengasaustausch und Hämodynamik kann in anästhesierten Schweinen wiederholt unter Verwendung von Lungenspülungen mit erwärmtem 0,9% Kochsalzlösung (50 ml / kg Körpergewicht) induziert werden. Einschließlich Standard-respiratorischen und hämodynamischen Überwachung mit klinisch angewendet Geräte in diesem Modell ermöglicht die Auswertung neuer therapeutischer Strategien (Drogen, moderne Ventilatoren, extrakorporalen Membran Oxygenatoren, ECMO) und schließt die Lücke zwischen Bank und Bett. Weiterhin Induktion von Lungenschädigung mit Lungenspülungen erfordert nicht die Injektion von Pathogenen / Endotoxinen, die Auswirkungen auf Messungen von pro- und anti-inflammatorischen Zytokinen. Ein Nachteil des Modells ist die hohe Rekrutierbarkeit von atelectatic Lungengewebe. Standardisierung des Modells hilft Fehler zu vermeiden, um sicherzustellen, comparability zwischen den Experimenten und die Anzahl der Tiere erforderlich zu verringern.

Einleitung

Die Sterblichkeit der menschlichen akuten Atemnotsyndrom (ARDS) bleibt hoch mit Werten zwischen 40 und 50% 1 trotz mehr als 4 Jahrzehnten intensiver Forschung. Tiermodelle der Lungenschädigung spielen eine wichtige Rolle, die komplexen Pathomechanismen oder neuartige Therapieansätze bei der Untersuchung Sterblichkeit zu reduzieren und langfristige Behinderungen begrenzen.

Verschiedene Modelle wurden eingerichtet , Lungenschädigung zu induzieren , die Aspekte der menschlichen ARDS in entweder groß (zB Schweine) oder kleine Tiere (zB Nagetiere) simuliert. Verfahren unterscheiden sich stark, einschließlich pulmonaler arterieller Infusion von Ölsäure, intravenöse (iv) Infusion von Bakterien und Endotoxinen oder cecal Ligation und Punktion (CLP) Modelle Sepsis-induzierten ARDS verursacht. Darüber hinaus direkte Lungenverletzungen durch große Hubvolumen und hohe Inspirationsspitzendruck (Ventilator-induzierten Lungenverletzung; VILI) häufig, Rauch / Brandverletzungen oder Lungen Ischämie / Reperfusion (I / R) Modelle2. Ein Hauptnachteil der CLP - Modelle sowie Modelle mit Endotoxinen arbeiten, ist die zugrunde liegende Entzündung , die die Analyse von biotrauma durch Lungenverletzung allein verursacht behindert. Darüber hinaus kann es Stunden bis Tage dauern, in Lungenverletzung zu führen, wie es der Fall für VILI bei großen Tieren ist.

Die Induktion von Lungenschädigung durch Tensids Auswaschen mit wiederholten Lungenspülungen, wie es zuerst von Lachmann et al. bei Meerschweinchen 3 ist ein Zeit effiziente Methode Lungenschädigung mit reproduzierbaren funktionellen und mechanischen Kompromisse, sowie Änderungen in pulmonalen Gefäßwiderstand zu induzieren. Die Adaption dieses Modell unterstützt mechanisch belüftet Schweine von etwa 30 bis 60 kg Körpergewicht Grundlagenforschung mit klinisch verwendeten mechanischen Ventilatoren, Katheter und überwacht, während die Kompromisse in den Gasaustausch und Hämodynamik 4 in hohem Maße reproduzierbar zugleich sind. Darüber hinaus macht die Induktion von Lungenschädigung durch Spülungen nichterfordern spezielle Ausrüstung, die für die Experimente in großen Tieren nicht allgemein verfügbar in Atem Laboratorien entwickelt wurde. Das Modell in diesem Artikel vorgestellten eignet sich für Forschungs anspruchsvolle Ausrüstung (zB Ventilatoren) , die für den Einsatz beim Menschen konzipiert ist, und gewährleistet weiterhin eine hohe Reproduzierbarkeit bei den auftretenden Verschlechterungen der Lungenfunktion. Die Standardisierung dieses Modells hilft Vergleichbarkeit zwischen den Experimenten zu gewährleisten und die Zahl der Tiere benötigt reduzieren. Das Potential Rekrutierbarkeit von atelectatic Lungenregionen mit vorsätzliches oder unbekannten Rekrutierungsmanöver ist eine schwerwiegende Einschränkung dieses speziellen Modells. Im folgenden Artikel geben wir eine ausführliche Beschreibung der Lavage Modell für die Induktion von Lungenverletzung und liefern repräsentative Daten, die die Stabilität der Kompromisse in die Lungenfunktion zu charakterisieren.

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Protokoll

Die Experimente wurden an der Abteilung für Experimentelle Medizin, Charité durchgeführt - Universitätsmedizin, Berlin, Deutschland (Zerti fi ziert nach EN DIN ISO 9001: 2000), und wurden von den Bundesbehörden für Tierforschung in Berlin, Deutschland vor den Experimenten bestätigt. Die Prinzipien der Labortierhaltung, die in allen Experimenten verwendet wurden, wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Europäischen und Deutschen Gesellschaft für Labortierwissenschaften.

1. Tierschutz und Labortieren

  1. Alle Experimente wurden in vollständig betäubten männlichen Schweinen (Deutsche Landrasse × Large White) von 3-4 Monate alt, mit einem Gewicht von 30-60 kg durchgeführt.

2. Anästhesie, Intubation und Beatmung

  1. Einbehalten Nahrung für 12 Stunden vor der Narkose einen vollen Magen des Schweins zu vermeiden, aber freien Zugang zu Wasser lassen Stress zu minimieren.
  2. Für Prämedikation, injizieren einen Combination von Azaperon (3 mg / kg), Atropin (0,03 mg / kg), Ketamin (25 mg / kg) und Xylazin (3,5 mg / kg) in die Nackenmuskulatur des Schweins, während das Tier noch in der Box gehalten zu minimieren Stress.
    1. Legen Sie das Tier auf eine Trage und bedecken die Augen mit einem Tuch für den Transport einmal ein angemessenes Niveau der Anästhesie erreicht wird.
    2. Transportieren Sie das Schwein auf dem OP-Theater und gewährleisten jederzeit eine ausreichende Spontanatmung durch die Schnauze ungehindert zu halten.
    3. Legen Sie das Schwein in der Bauchlage und preoxygenate mit einer Maske , die das Tier die Schnauze eine hohe Zufuhr von Sauerstoff passt (zB 10 l / min).
  3. Starten Sie die periphere Sauerstoffsättigungsüberwachung (S p O 2) durch den jeweiligen Sensor des Monitors auf eines der Ohren clipping. venösen Zugang mit einer klinisch verwendeten peripheren Venenkatheter Verstärkung (in der Regel 18 oder 20 G) platziert in einem der Ohrvenen nach einem abzuwischen Verfahren mit Alkohol-Swaps.
    1. Starten einer Infusion mit einer ausgewogenen kristalloiden Lösung mit einem 500 ml-Bolus gefolgt von einer kontinuierlichen Infusion von etwa 4 ml / kg / h (als klinisch notwendig erachtet je nach Experiment) und die korrekte Platzierung des Katheters für die nachfolgende Infusion von Anästhetika gewährleisten.
      HINWEIS: Die Infusion von größeren Volumina von normaler Kochsalzlösung anstelle einer ausgewogenen kristalloiden Lösung in hyperchlorämische Azidose führen kann, während die Infusion einer Lösung Lactat enthält, in erhöhten Serumlaktatkonzentrationen führen kann, und somit mit der Interpretation der Blutgasanalyse stören oder Ergebnisse der nachfolgenden Experimenten.
  4. Nach ausreichender Präoxygenierung (Präoxygenierung während der gesamten Zeit für die periphere Vene Zugriff, S p O 2 von 95-100% , gemessen) injizieren Propofol (etwa 5-10 mg / kg Körpergewicht - die genaue Dosis hängt von der Wirkung der Prämedikation und unterscheidet von Tier zu Tier), um die peripheren Venenkatheter verwendet wird.
  5. Intubate das Schwein in der Bauchlage eines Endotrachealtubus für die klinische Anwendung (7.5-8.5 ID) und einem Laryngoskop für große Tiere (gerade Klinge von etwa 25 cm Länge) ausgelegt.
    1. Bügel zwei Bandagen durch die Schnauze des Tieres (erster Ermittler). Ziehen Sie ein Verband nach oben, den Kopf in die richtige Position zu bewegen und die Mund-Rachen-Strukturen strecken, ziehen Sie den anderen Verband nach unten die Schnauze zu öffnen. Ziehen Sie die Zunge auf der einen Seite (zweiter Prüfer).
    2. Drücken Sie die Zunge mit der Klinge des Laryngoskops nach unten und die Klinge in Richtung der Epiglottis vorantreiben. Beachten Sie, dass die Epiglottis in dieser Position oft hinter dem weichen Gaumen der Schweine verkeilt.
    3. Mobilisieren des Epiglottis mit dem Rohr, und drücken Sie es mit der Klinge des Laryngoskops nach unten und die Stimmbänder zur Intubation visualisieren.
    4. Schieben Sie den Schlauch durch die Stimmbänder während das Rohr nach oben drehen und blockieren die Manschette wie im Detail von Theisen et al. 5 .
      HINWEIS: Intubation kann auch in der Rückenlage möglich sein, abhängig von der Ausbildung der Prüfer sowie die Standardverfahren einer bestimmten Institution. Ein großer Rohrdurchmesser unterstützt das oberflächenaktive Auswaschen durch schnellere Einströmen und Ausströmen der Waschflüssigkeit.
    5. Überprüfen Sie die korrekte Platzierung des Rohrs mit Kapnographie und Auskultation. Dafür sorgen die Capnogramm "normalerweise" geformt ist und abhorchen beide Lungen für gleiche Atem an, als in der Klinik durchgeführt klingt.
      HINWEIS: Mechanisch das Schwein mit Thoraxkompressionen bei Intubation fehlgeschlagen ist oder verzögert lüften. Dies erfordert eine manuelle Kompression des Brustkorbs von beiden Seiten, während Sauerstoff mit einer hohen Strömungs über eine eng anliegende Gesichtsmaske zu versorgen.
  6. Starten Sie mechanische Beatmung, die Einstellung der Anteil des eingeatmeten Sauerstoffs (F I O 2) auf 1, Beatmungsgerät Frequenz auf 15-20 / min, Atemvolumen von 8-9 ml / kg Körpergewicht, Einatmen zum Ausatmen Verhältnis (I: E)1: 1,5, und einen positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 5 cm H 2 O gelten Anpassen der Einstellungen eines endexpiratorischen Partialdruck von Kohlendioxid (P et CO 2) von 35-40 mmHg und einen S p O 2 über 95% zum Ziel.
    1. Aufrechterhaltung der Anästhesie mit kontinuierlicher iv-Infusion von Thiopental (20 mg / kg / h) und Fentanyl (7 & mgr; g / kg / h).
      HINWEIS: Die notwendige Dosierung von Tier zu Tier variieren können. Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen. Achten Sie auf eine ausreichende Anästhesie zu jeder Zeit während des Experiments für den Tierschutz und wissenschaftlichen Gründen.
    2. Prüfen Sie, ob Abwesenheit von Corneareflexe und überwachen das Tier eng für Stress / Schmerzreaktionen während Instrumentierung. Instrumentation sollte möglich sein, ohne dass ein Muskelrelaxans verabreicht, wenn Anästhesie ausreichend ist. Verabreichen Pancuroniumbromid (0,15 mg / kg KG iv Bolus von einer kontinuierlichen Infusion von 0,15 mg gefolgt / kgKG / h) , wenn die Muskelentspannung für das Experiment erforderlich ist (zB Lungencompliance Messungen).

3. Instrumentierung Techniken

  1. Legen Sie das Tier in die Rückenlage und ziehen sich die Beine Bandagen mit über den geplanten Inzisionsstellen die Haut zu dehnen. Sterilisieren der operativen Bereiche eine präoperative Hautdesinfektionsmittel wie ein Alkohol / 1% Jodlösung.
    HINWEIS: Wir verwenden ein Verfahren wischen Sie den Arbeitsbereich zu sterilisieren, aber nicht vollständig aseptische Techniken verwendet werden, da dies ein lebensfeindlich Modell. Die Höhe der chirurgischen Asepsis hängt von der Untersuchung nach der Induktion der Lungenschädigung.
  2. Machen Sie eine 10 cm langer Schnitt auf der Linie des Unterkiefers verbindet und das Brustbein (links oder rechts möglich) durch die Haut schneiden mit einem Skalpell für die Platzierung der zentralen Venenleitung und der Einführungshülle der Lungenkatheter Arterie. Neubewertung der Narkosetiefe und die Dosis erhöhen, wenn nötig.
  3. Trennen Sie das subkutane Gewebe und die platysma unter Verwendung von Gewebezange und chirurgische Schere. Sobald die brachiocephalic und die sternocephalic Muskeln sichtbar sind durchführen ein stumpfes Verfahren der Faszie zwischen den Muskeln, bis die äußere Jugularvene Trennung abgeholzt wird sichtbar Instrumente wie Pinzetten oder den Fingern.
  4. Kanülieren die externe Jugularvene mit dem zentralvenösen Katheter und die Einführungshülse mittels einer Seldinger-Technik modifiziert. Spülen Sie alle Katheter mit normaler Kochsalzlösung, bevor sie eingeführt werden.
    1. Dazu voran die entsprechende Nadel aus dem Einführungssatz in die Vene bis venösem Blut (dunkel, nicht pulsierend) abgesaugt werden kann. Vorzurücken, den Führungsdraht durch die Kanüle in die Vene für etwa 15 cm. Entfernen Sie die Nadel und voran die Einführschleuse in die Vene. Entfernen Sie den Führungsdraht. Wiederholen der gleichen Prozedur für die Platzierung eines zentralen Venenkatheters bei Bedarf für das Experiment.
  5. Kontrollieren Sie die korrekte Platzierung der Katheter durch Aspiration von venous Blut. Schließen Sie mit Standard-Nähten.
    HINWEIS: aufzuweiten nicht die Vene mit einer gefäßerweiternden , wie man es bei einem perkutanen Ansatz, da dies die Vene (Abbildung 1) reißen. Ein Ultraschall-geführte Ansatz ist auch möglich, wenn der Ermittler in Ultraschall-geführte cannulization Techniken bei Schweinen trainiert.
  6. Identifizieren Sie die Falte zwischen dem gracilis und sartorius Muskel des Hinterbein (links oder rechts möglich) für die Platzierung des arteriellen Katheters. Dies ist der Falte, wo das Pulsieren der Femoralarterie ertastet werden kann.
  7. Machen Sie eine 5 cm lange Inzision entlang der Falte Schnitt durch die Haut mit einem Skalpell.
  8. Trennen Sie das subkutane Gewebe unter Verwendung von Gewebe Pinzette und chirurgische Scheren. Verwenden Sie ein stumpfes abgeholzt Verfahren der Faszie zwischen den Muskeln auf der Ebene der Femoralarterie zu trennen. Beachten Sie, vermeiden Sie die Vena Gefäße Schneiden durch die abgeholzt Verfahren Schädel von ihnen durchführen.
  9. Kanülieren der Femoralarterie mittelseine modifizierte Seldinger-Technik, wie in 3.2 beschrieben. Eine Ligatur kann an der Stelle der Einstich von Blutungen um die Arterie und geschlossen für den Fall, durchgeschleift werden. Dieser Schritt sollte vermieden werden, wenn möglich, da es den Blutfluss zu dem Hinterbein Kompromisse. Schließen Sie mit Standard-Nähten.
  10. Schließen Sie den arteriellen Katheter und den zentralen Venenkatheter mit dem Wandlersystem und kalibrieren sowohl gegen die Atmosphäre (Null) und entweder 200 mmHg (arterielle Linie) bzw. 50 mmHg (zentralen Venenkatheter) die Überwachung zu starten.
  11. Legen Sie alle Drucksensoren auf der Höhe des rechten Vorhofs (bei Schweinen in der Rückenlage etwa die Hälfte der Höhe des Thorax).
  12. Führen Sie eine kleine (4-5 cm) Schnitt durch die Haut über der Blase Schneiden eines Skalpells für Katheterisierung der Harnblase verwendet wird. Auch hier trennen die stumpfe Instrumente unter Verwendung des subkutanen Gewebes.
  13. Führen Sie eine Tabaksbeutelnaht (1-2 cm Durchmesser) in der Wand der Blase, sobald es sichtbar gemacht wird.
    HINWEIS: Die Fäden sollten not durch alle Schichten der Blasenwand eindringen, da dies den Verlust von Urin durch die Einstiche führen würde.
  14. Haben einen minimalen Schnitt in der Mitte der Naht, einzuführen, um die Blasenkatheter, blockieren den Ballon mit 10 ml Aqua dest, ziehen Sie den Katheter zurück, bis ein leichter Widerstand spürbar ist, und schließen Sie die Tabaksbeutelnaht um den Katheter. Schließen Sie die Haut unter Verwendung von Standard Nähten.

4. Einführung des Pulmonalarterienkatheter

  1. Injizieren 0,5-1 ml Luft in den Ballon des Lungenarterienkatheters (abhängig von der Größe des Katheters) und prüfen, ob eine mögliche Beschädigung des Ballons. Lassen Sie die Luft wieder den Ballon.
  2. Schließen Sie den Lungenarterienkatheter an den Druckwandlersystem und Kalibrieren des PAC gegen die Atmosphäre (Null) und 100 mmHg (Abbildung 2 und 3).
    1. Führen Sie die Lungenarterie Katheter durch die Einführungshülle (entleerten Ballon) 10: 15 cm, in Abhängigkeit von der Mantellänge.
    2. Den Ballon (der Ballon auf die Hülle für diese verlassen haben) und rückt den Lungenarterienkatheter weiter, während die Drucküberwachung und die typischen Wellenformen auf dem hämodynamischen Monitor.
    3. Schieben Sie die PAC , während die Wellenformen , die für den rechten Vorhof typisch sind, rechten Ventrikel und Pulmonalarterie erscheinen und fort stoppen , wenn die Lungenkapillardruck Druck (PCWP) Kurve erscheint (Abbildung 4). Lassen Sie die Luft den Ballon.
      HINWEIS: Sobald der Ballon die PCWP-Wellenform entleert wird, muss sichtbar verschwinden und die Wellenform muss pulmonale arterielle Druck sein. Andernfalls wird der Katheter sehr wahrscheinlich zu weit in eine Pulmonalarterie eingeführt, was zu permanenten Okklusion der Arterie (auto Keilposition). In diesem Fall ziehen Sie den Katheter zurück , bis der pulmonalen arteriellen Druckwellenform erscheint wieder schwerwiegende Komplikationen zu vermeiden (zB Bruch des Blutgefäßes) 6.
    4. Stellen Sie sicher, dass der Ballon entleert wird, wenn der Katheter zurückgezogen wird schwerwiegende Komplikationen zu vermeiden.
      HINWEIS: Lungenarterienkatheter werden häufig versehentlich fortgeschritten in Lebervenen über die untere Hohlvene bei Schweinen. So ziehen Sie den Katheter wieder und wieder von vorne beginnen, wenn der rechte Ventrikel nicht nach ca. 30 cm erreicht ist.

5. Pulmonalarterieller Thermodilutionstechnik und hämodynamische Messungen

  1. Kopieren Sie alle hämodynamischen Werte wie Herzfrequenz, systolischen, diastolischen und mittleren arteriellen Druck (MAP), pulmonal-arteriellen Druck und zentrale Venendruck (CVP) aus dem hämodynamischen Monitor.
  2. Messen Sie umgehend PCWP. Hierzu wird der Ballon des Lungenarterienkatheter aufzublasen und zu gewährleisten , dass eine korrekte PCWP Kurve angezeigt wird (Abbildung 4). Kopieren Sie die Lungenkapillardruck Druck (PCWP) am Ende Ablauf vom Monitor ab. deflate Unmittelbar Ballon anschließend (siehe 4.2.4). deflaß den Ballon, ziehen Sie den Katheter zurück, und es neu zu positionieren, wenn Sie nicht in der Lage sind, eine korrekte PCWP Kurve zu sehen, wie in 4.2.2 beschrieben.
    1. Verbinden den Thermistor und einen geeigneten Fluß durch Gehäuse zu den zentralen venösen Lumen des Lungenarterienkatheter und an den Monitor für die Messung des Herzminutenvolumens (CO). Anschließend verbinden Sie das distale Temperatur Anschluss des Katheters (rote Kappe) mit dem Monitor.
    2. Starten Sie den Monitor und wählen Sie "Bolus CO 'Zeit-Temperatur - Kurven zu überwachen und damit die Herzleistung (CO) mit der Lungenarterie Thermodilutionstechnik 7 messen.
    3. Drücken Sie 'Inj Vol' und wählen Sie das Volumen der gekühlten Salzlösung (5 ml in den hier vorgestellten Experimente). Zurück zum vorherigen Bildschirm. Drücken Sie "Katheter" und wählen Sie die Größe der Lungenarterienkatheter, der verwendet wird. Zurück zum vorherigen Bildschirm.
    4. Wählen Sie "Start Bolus 'und injizieren 5 ml normaler Kochsalzlösung bei einer Temperatur von 4 ° C so schnell wie möglich mitdie Strömung durch das Gehäuse. Warten, bis die Messung abgeschlossen ist und die jeweilige Zeit-Temperatur-Kurve auf dem Monitor erscheint. Kopieren Sie den CO-Wert aus dem Monitor.
    5. Führen Sie 5 Messungen in schneller Folge in einer randomisierten, um über den Atemzyklus des Beatmungsgeräts, wie in 5.3.4 beschrieben. Ignorieren Sie den höchsten und den niedrigsten Wert und verwenden Sie die restlichen drei den Mittelwert der Herzleistung zu berechnen.
      HINWEIS: Diese Überwachungs-Setup für einen Edwards Vigilance-Monitor beschrieben, Modell V GS1. Das Setup kann in Abhängigkeit von dem Monitor abweichen. Dennoch ist es wichtig, die richtige Einspritzvolumen saline sowie Größe des Katheters zu wählen. Einige Monitore erfordern die Auswahl einer Berechnung Konstante, die Codes der jeweiligen Menge an Salzlösung und Kathetergröße. Die Konstanten werden in der Regel in einer Broschüre in der Verpackung des Katheters vorhanden. Halten Sie die Salzlösung bei der gleichen Temperatur während des gesamten Experiments (<5 ° C), um sicherzustellen, richtige measurements. Verwenden Sie 5% Glukoselösungen anstelle von Kochsalzlösung für Studien genaue Messungen der Elektrolytzufuhr und Homöostase beteiligt sind.
  3. Stellen Sie sicher, dass alle Parameter aufgezeichnet wurden und die arteriellen und venösen Misch wurden Blutproben entnommen Berechnung der Intra-Lungen-rechts-nach-links-Shunt zu ermöglichen.
  4. Notieren Sie alle Atmungsdaten prompt wie Spitze und Plateauinspirationsdruck vom Beatmungsgerät oder führen Sie zusätzliche Messungen erforderlich wie Transpulmonardrucksignale Messung der Daten zu einem bestimmten Zeitpunkt des Experiments zu vervollständigen.

6. Lungenspülungen Lungenschädigung zu induzieren

  1. Stellen Sie sicher , dass das Tier mit einem F I O 2 von 1,0 und stellen Sie den PEEP auf 2-4 cm H 2 O für das Spülverfahren belüftet wird. Ziehen Sie das Tier aus dem Beatmungsgerät.
  2. Füllen Sie die Lungen mit erwärmtem normalen steriler Kochsalzlösung (37 ° C, 50 ml / kg Körpergewicht). Dazu prefill einen Trichter und schließen Sie es ander Endotrachealtubus mit einem passenden elastischen Rohrs. Heben Sie den Trichter 1 m über das Tier und gießen Sie die Kochsalzlösung in die so schnell wie möglich die Lungen. Der hydrostatische Druck wird die Salzlösung in allen Lungenabschnitten zuzuordnen.
    ANMERKUNG: Sterile physiologische Kochsalzlösung verwendet, um die Lungenwäsche in der Krankheitserreger und möglich, septische Dekompensation des Tieres zu vermeiden. Die Verwendung von 0,9% Salzlösung ist von entscheidender Bedeutung, da hypotone Flüssigkeiten in unmittelbarer Lungenödem, Elektrolytstörungen und zum Tod des Tieres führen. Sie nicht die Kochsalzlösung nach einer Lavage Wiederverwendung Tensid zu maximieren auszuwaschen.
  3. Betanken aufhören, wenn MAP unter 50 mmHg fällt.
    HINWEIS: Nur hämodynamischen Parameter und S p O 2 kann das Tier Dekompensation überwacht werden, da das Tier , von dem Beatmungsgerät während der Lungenspülungen getrennt wird.
  4. Senken Sie den Trichter manuell auf dem Boden, lassen Sie das Lavage passiv und schließen Sie das Tier an das Beatmungsgerät für die Sauerstoffversorgung.
  5. Warten Sie until Tier ausgleicht (Erhöhung der MAP und S p O 2) und der Lavage so schnell wie möglich zu wiederholen. Der Zeitrahmen für die Wiederspülung sollte nicht mehr als 5 min.
    HINWEIS: Stabilisierung des Tieres zwischen zwei Spülungen im Fall von hämodynamischen Dekompensation dient die Verwendung von Vasopressoren zur Vermeidung systemischer Hypotension zu behandeln, und zur weiteren Einstellungs Manöver vermeiden Hypoxämie zu begegnen. Die Tiere werden mit einem F I O 2 von 1,0 belüftete während der Spülungen und die folgenden Versuche Oxygenierung trotz reduzierter P a O 2 / F I O 2 -Verhältnisse zu halten. Einstellen des PEEP bei 2-4 cm H 2 O während der Spülungen wird schnelle Bildung von atelectasis fördern. Aber hat PEEP bei oder über 5 cm H 2 O nach der Induktion der Lungenschädigung festgelegt werden , um die Berlin Definition von ARDS zu erfüllen. Während des Experiments in PEEP kein Rekrutierungsmanöver oder Änderung erlaubt ist, zu verhindern, dass Ermittler-induzierte Vorspannung bezüglichs auf die Schwere der Lungenschädigung.
  6. Nehmen Sie eine arterielle Blutgasprobe nach dem zweiten oder dritten Lavage in Abhängigkeit von der hämodynamischen Verschlechterung und des Kompromisses in S p O 2.
  7. Wiederholen Spülungen bis die P a O 2 / F I O 2 -Verhältnis (Horowitz Index) anhaltend unter 100 mmHg , gemessen für mindestens 60 min bei F I O 2 1,0 und PEEP ≥ 5 cmH 2 O.
  8. Stellen Sie den Ventilator Rate während der Dauer der Spülungen über 7,25, um den arteriellen pH-Wert zu halten hämodynamische Dekompensation zu verhindern.
  9. Starten Sie das Experiment / Behandlung basierend auf dem Tensid Auswaschung Modell , sobald die P a O 2 / F I O 2 Verhältnis (Horowitz Index) beharrlich für 60 min unter 100 mmHg gemessen.
    HINWEIS: Nach der Induktion der Lungenschädigung, wie beschrieben, werden die Veränderungen der Lungenfunktion stundenlang stabil bleiben, verschlechtern oder sogar verbessern die Einstellungen des Beatmungsgerätes abhängig.
    Hinweis: Dieses Tiermodell basiert auf Tensid Auswaschung und damit die Bildung von Atelektasen. Daher jede Abweichung von den vorgegebenen Einstellungen des Beatmungsgeräts, die Rekrutierung von atelectatic Lungenregionen führen kann (in PIP oder PEEP erhöhen), wird die schädliche Wirkung der Spülungen teilweise umkehren und Standardisierung dieses Modells behindern.

7. Ende des Experiments und Euthanasie

  1. Sicherzustellen, dass alle Messungen durchgeführt werden und die Daten vor dem Ende des Experiments befestigt.
  2. Injizieren von 0,5 mg Fentanyl zusätzlich zu der kontinuierlichen Anästhesie und mindestens 5 min warten. Injizieren Sie eine Überdosis von Thiopental (mindestens 1.000 mg) schnell gefolgt von mindestens 60 mmol Kalium die zentrale Leitung.

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Ergebnisse

P a O 2 / F I O 2 -Verhältnis nimmt während Lungenspülungen, aber die genaue Wirkung einer einzelnen lavage ist schwer vorherzusagen. Wir beginnen arterielle Blutgasproben aus der dritten Lavage nehmen weiter eine Abnahme der P eine O 2 / F I O 2 -Verhältnis von weniger als 100 mmHg zu erkennen. Sobald eine Abnahme der P a O 2 / F I O 2 -Verhältnis unterhalb...

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Diskussion

Dieser Artikel beschreibt Schritt Anleitung einen Schritt schweren Lungenschädigung bei Schweinen durch wiederholte Lungenspülungen wegen Tensid Auswaschung zu induzieren. Dieses spezifische Verfahren ermöglicht eine reproduzierbare und vergleichbare Verschlechterung der Lungenfunktion und Lungengefäßwiderstand. Es ist zwingend notwendig , die Schweine , bis die P a O 2 / F I O 2 Quote sank unter 100 mmHg und bleibt unter 100 mmHg für eine Stunde zu Spülung. Sobald dies die Ti...

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Offenlegungen

Wir danken Prof. Burkhard Lachmann für seine Hilfe bei der Betrachtung der Feinheiten der PEEP-Einstellungen während der Tensidauswaschung und für die hervorragende technische Unterstützung von Birgit Brandt und Sabine Molling.

Danksagungen

Alle Autoren legen keine finanziellen oder sonstigen Interessenkonflikte offen.

GRANTS:

Diese Studie wurde durch ein Stipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft an P. Pickerodt und W. Boemke (Pi795/2-2) unterstützt.

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Materialien

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NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Evita Infinity V500Dr& gerBeatmungsgerät für Intensivpflege
Vigilance I EdwardsMonitor
Vasofix Braunü le 20GB Braun4268113Bperipherer Venenkatheter
Mallinckrodt Trachealkanüle mit CuffedCovidien107-80  8,0 mm ID
MultiCath3Vygon157.3003 Lumen zentraler Venenkatheter, 20 cm Länge
Leader Cath SetVygon115.805arterieller Katheter
Percutaneus Sheath Introducer SetArrowSI-09600Einführschleuse für Pulmonalarterienkatheter von 4-6 Fr., 10 cm Länge
Swan-Ganz True Size ThermodilutionskatheterEdwards132F5Katheter für die Pulmonalarterie, 75 cm Länge
Durchflusskammer-ThermistorBaxter93-505zur Messung des Herzzeitvolumens
Harnkatheterkein spezifisches Modell erforderlich
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Referenzen

  1. Rubenfeld, G. D., et al. Incidence and Outcomes of Acute Lung Injury. N Engl J Med. 353 (16), 1685-1693 (2005).
  2. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. Ann Thorac Surg. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  3. Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiol Scand. 24 (3), 231-236 (1980).
  4. Donaubauer, B., et al. Low-dose inhalation of an endothelin-A receptor antagonist in experimental acute lung injury: ET-1 plasma concentration and pulmonary inflammation. Exp Biol Med (Maywood). 231 (6), 960-969 (2006).
  5. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Lab Anim. 43 (1), 96-101 (2009).
  6. Kelly, C. R., Rabbani, L. E. Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization. N Engl J Med. 369 (25), 35(2013).
  7. Forrester, J. S., et al. Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter. Am Heart J. 83 (3), 306-311 (1972).
  8. Deja, M., et al. The inhaled ET(A) receptor antagonist LU-135252 acts as a selective pulmonary vasodilator. Clin Sci (Lond). 103, Suppl 48 21-24 (2002).
  9. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).
  10. Kloot, T. E., et al. Recruitment maneuvers in three experimental models of acute lung injury. Effect on lung volume and gas exchange. Am J Respir Crit Care Med. 161 (5), 1485-1494 (2000).

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