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Methodenartikel

Techniques for Imaging Prometaphase und Metaphase der Meiose I in fester

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DOI:

10.3791/54666

⸱

31. Oktober 2016

 , 
1Waksman Institute, Rutgers University, 2Department of Genetics, Rutgers University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir präsentieren Protokolle für die Entnahme, Aufbereitung und Bildgebung von reifen Drosophila-Eizellen. Diese Methoden ermöglichen die Visualisierung des Chromosomenverhaltens sowie des Spindelaufbaus und der Funktion während der Meiose.

Zusammenfassung

Die Chromosomensegregation in menschlichen Eizellen ist fehleranfällig und führt zu Aneuploidie, die die häufigste genetische Ursache für Fehlgeburten und Geburtsfehler ist. Die Untersuchung des Chromosomenverhaltens in Eizellen von Modellorganismen ist vielversprechend, um die molekularen Grundlagen der Anfälligkeit menschlicher Eizellen für Aneuploidie aufzudecken. Drosophila melanogaster ist mit über 100 Jahren Forschung, Gemeinschaft und Technikentwicklung anfällig für genetische Manipulationen. Die Visualisierung des Chromosomenverhaltens und der Spindelassemblierung in Drosophila-Eizellen stellt jedoch besondere Herausforderungen dar, da die Eizelle von Membranen umgeben ist, die für Antikörper undurchdringlich sind. Wir beschreiben hier Protokolle für die Sammlung, Aufbereitung und Bildgebung der Meiose-I-Spindelassemblierung und des Chromosomenverhaltens in Drosophila-Oozyten, die die molekulare Dissektion der Chromosomensegregation in diesem wichtigen Modellorganismus ermöglichen.

Einleitung

Das Studium der Meiose wird manchmal als die "Genetik der Genetik" bezeichnet. Dies liegt daran, dass die grundlegenden Eigenschaften der Chromosomenvererbung und des unabhängigen Sortiments durch die Segregation der Chromosomen während der Gametenproduktion erreicht werden. Ein wichtiger Beweis für die Chromosomentheorie der Vererbung kam 1916 durch die Arbeit von Calvin Bridges an Drosophila melanogaster1. Diese und andere klassische genetische Studien an Drosophila trugen wesentlich zu unserem Verständnis der Genetik bei. Die zytologische Untersuchung der meiotischen Chromosomen in Drosophila-Eizellen war jedoch eine Herausforderung. Dies liegt vor allem daran, dass die Immunfluoreszenz von Drosophila-Eizellen im Spätstadium, wenn sich die Spindel zusammensetzt und die Chromosomen für die Segregation ausgerichtet sind, durch das Vorhandensein von Membranen behindert wird, die die Eizelle für Antikörper undurchdringlich machen.

Trotz dieser Herausforderung bleiben Drosophila-Eizellen ein attraktives Modell für die Untersuchung des Chromosomenverhaltens und der Spindelassemblierung. Das liegt an den leistungsfähigen genetischen Werkzeugen, die in Drosophila zur Verfügung stehen, aber auch daran, dass die Eizellen in der Metaphase I verharren, wenn die Chromosomen ausgerichtet sind und die Spindel vollständig ausgebildet ist. Dies erleichtert die Entnahme und Untersuchung einer großen Anzahl von Eizellen in dieser wichtigen Phase der Zellteilung. Darüber hinaus kann ein einfacher Modellorganismus, der für genetische Manipulationen zur Untersuchung der Chromosomentrennung von Eizellen zugänglich ist, einen wichtigen Beitrag zu unserem Verständnis der menschlichen reproduktiven Gesundheit leisten. Fehler in der Chromosomenzahl sind die häufigste genetische Ursache für Fehlgeburten und Geburtsfehler beim Menschen2. Ein Großteil dieser Fehler kann auf die Eizelle zurückgeführt werden und korreliert mit zunehmendem Alter der Mutter. Das Durchschnittsalter der Mütter in den USA ist gestiegen, was dies zu einem großen Problem für die öffentliche Gesundheit macht.

Wir beschreiben hier Methoden zur zytologischen Untersuchung von Drosophila-Eizellen, einschließlich einer Demonstration, wie die Eizellmembranen entfernt werden. Diese Methoden sind Modifikationen von Protokollen, die zuerst von Theurkauf und Hawley3, Zou et al. beschrieben wurden.4 und Dernburg et al.5. Wir schließen auch Methoden zur Anreicherung verschiedener Stadien von Eizellen ein, die auf einem Protokoll basieren, das zuerst von Gilliland et al. beschrieben wurde.6. Urheberrecht Schließlich fügen wir Anweisungen für die medikamentöse Behandlung von Drosophila-Eizellen hinzu. Zusammen ermöglichen diese Methoden die zytologische Untersuchung der Chromosomensegregation und des Spindelassemblierens von Eizellen in Drosophila.

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Protokoll

Anmerkung: Verfahren bei Raumtemperatur durchgeführt, sofern nicht anders angegeben. Die temperaturgeregelte Inkubatoren verwendet werden Temperaturen für das Fliegenzucht zu halten und Kreuze, sofern nicht anders vermerkt.

1. Vorbereitungen

  1. Bereiten Sie Flies.
    1. Oozyten Sammlungen Prometaphase angereicherte.
      1. Klar erwachsenen Fliegen von gesunden, jungen Aktien oder Quer Kulturen. Alter Flaschen für zwei Tage bei 25 ° C.
        HINWEIS: In der Regel zwei gesunde Flaschen genügt, wenn auch für einige Quer Kulturen benötigt werden.
      2. Nach zwei Tagen sammeln ~ 100 bis 300 Frauen (die zu diesem Zeitpunkt 0 bis 2 Tage alt sind) aus den Flaschen. Die Weibchen müssen nicht Jungfrauen zu sein. Fügen Sie einen Klecks Hefe-Paste auf die Seite eines Fläschchens und legen 30 Frauen und 10 bis 15 Männer jeweils in die yeasted Fläschchen. Alter Phiolen für zwei Tage bei 25 ° C.
    2. Metaphase angereicherte Oozyten Kollektionen.
      1. Sammeln Sie ~ 100 bis 300 Frauen ab Lager oder Quer cultures. Fügen Sie einen Klecks Hefe-Paste auf die Seite eines Fläschchens und legen 30 Frauen jeweils (ohne Männchen hinzugefügt) in die yeasted Fläschchen. Alter Phiolen für drei bis fünf Tage bei 25 ° C.
  2. Bereiten Sie Lösungen.
    Hinweis: Die Lösungen werden bei Raumtemperatur unbegrenzt gelagert, wenn nicht anders angegeben.
    1. Prepare Modifizierte Robb-Puffer (5x): 500 mM HEPES, 500 mM Sucrose, 275 mM Natriumacetat, 200 mM Kaliumacetat, 50 mM Glucose, 6 mM Magnesiumchlorid und 5 mM Calciumchlorid. Verwenden 10 N 11: 8 Natriumhydroxid: Kaliumhydroxid pH auf 7,4 zu bringen. Sterilisieren durch Filtration; nicht im Autoklaven. Lagerung bei -20 ° C. nach Bedarf auftauen ~ 200 ml 1x Robb prep pro Eizelle vorzubereiten.
    2. Fixation Solutions.
      1. Option # 1: Vorbereiten Formaldehyd / Heptan-Fixierung. Vorbereitung Fixation Buffer: 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) plus 150 mM Saccharose. Verwenden zu können, machen frisch mit 687,5 ul Fixation Buffer und 312,5 ul 16% Formaldehydpro Eizelle prep.
        ACHTUNG: Handschuhe tragen bei der Verwendung von Formaldehydlösungen in einem Abzug. Entsorgen von Abfällen gemäß gültiger Richtlinien.
      2. Option # 2: Vorbereiten Formaldehyd / Cacodylat Fixierung. Vorbereitung Fix Mix: 250 mM Sucrose, 100 mM Kaliumacetat (pH 7,5), 25 mM Natriumacetat (pH 7,0) und 25 mM EGTA (pH 8,0). Zur Verwendung machen frisch mit 400 ul Fix-Mix, 100 ul Kaliumcacodylat (1 M, pH 7,2) und 500 & mgr; l 16% Formaldehyd pro Eizelle prep.
        ACHTUNG: Kaliumcacodylat enthält Arsen.
    3. Bereiten PBS / Triton X-100: 1x PBS plus 1% oder 0,05% Triton X-100. Lagerung bei 4 ° C.
    4. Bereiten PBS-Tween 20-Rinderserumalbumin (BSA) (PTB): 1x PBS, 0,5% BSA (w / v) und 0,1% Tween-20. Kann für eine Woche bei 4 ° C gelagert werden.
    5. Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) Lösungen.
      1. Bereiten 20X Natriumchlorid-Natriumcitrat (SSC): 3 M Natriumchlorid und 0,3 M Natriumcitrat.
      2. Bereiten 2x SSC-Tween-20 (SSCT): 2x SSC plus 0,1% Tween-20. Machen Sie frische, ~ 20 ml pro Eizelle prep.
      3. Bereiten Formamid-Lösungen: 2 x SSC, 0,1% Tween-20, sowie Formamid. Machen Sie frische, 1 ml 20% Formamid, 0,5 ml 40% Formamid und 2 ml 50% Formamid pro Eizelle prep.
        ACHTUNG: Handschuhe tragen, während Formamid Lösungen in einem Abzug mit. Entsorgen von Abfällen gemäß gültiger Richtlinien.
      4. Bereiten Hybridisierungslösung: 2x SSC, 50% Formamid und 10% Dextransulfat (w / v). Lagerung bei 4 ° C.
    6. FISH-Sonden.
      1. Bestellen Oligonukleotide (Tabelle 1 für Sequenzen sehen) mit HPLC - Reinigung und Wunsch 5 'fluoreszierende Modifikation (zB Cy3 oder Cy5). Resuspendieren in Tris-EDTA (TE) bei 50 ng / & mgr; l.
        Hinweis: Schützen Sie Oligos von Lichtexposition zu allen Zeiten.

2. Sammlung der Late-Stage Drosophila Oozyten

  1. Wie Drosophila Oozyten mit Membranen intakt haften auf Kunststoff und Glas, Pre-Beschichtung der Innenseite einer 5 - ml - Röhrchen und einer Pasteur - Pipette pro Eizelle prep mit PTB.
  2. Anesthetize alle ~ 100 bis 300 yeasted Fliegen mit Kohlendioxid und fügen Sie in einen Mischer enthält ~ 100 ml 1x Robb Buffer. Pulse dreimal (~ 1 Sekunde pro Stück). Halten Sie Eizellen in Robb für <20 min Aktivierung zu vermeiden.
    HINWEIS: Alternativ Eizellen von Frauen von Hand präpariert werden können. Der Vorteil dieses Verfahrens ist, dass es weniger Weibchen erfordert. Allerdings ist darauf zu Exposition gegenüber Kohlendioxid nur wenige Minuten in Anspruch zu nehmen Artefakte mit Hypoxie assoziiert 7 zu vermeiden.
  3. Filter durch große Netz (~ 1500 & mgr; m) in 250-ml-Becher große Körperteile zu entfernen. Wenn viele intakte abdomens bleiben auf Mesh, Nachschliff Material zusätzliche Robb Puffer und Filter wieder. Lassen Sie siedeln ~ 2 min, dann obere Schicht absaugen, da viele der großen Körperteile wie möglich zu entfernen.
  4. Filter durch kleine Maschen (~ 300 & mgr; m) in einen 250-ml-Becher. Spülen restlichen Eizellen aus den ersten Becher mit zusätzlichen Robb und beschichteten Pasteur-Pipette. Lassen Sie settle ~ 3 min; Eizellen werden absetzen. Aspirieren aber ~ 10 ml ab.
  5. Gießen Sie so viel von den 10 ml wie in beschichteten 5-ml-Röhrchen passen. Lassen Sie, Entfernen Flüssigkeit, und wiederholen Sie mit Rest. Spülen restlichen Eizellen aus Becherglas mit zusätzlichen Robb und beschichteten Pasteur-Pipette. Lassen Sie siedeln in 5-ml-Tube für ~ 3-5 min.

3. Behandlungen mit Arzneimitteln (Optional)

  1. Mantel ein zweites 5-ml-Röhrchen mit PTB für jede Eizelle prep. Hinzufügen geeigneten Lösungsmittel (Kontrolle) oder Arzneimittel zu 1 ml Robbs jeweils für jede Oocyte prep (Tabelle 2).
  2. Split Eizellen in die zweite beschichtete 5-ml-Tube. Lassen Sie, Entfernen Flüssigkeit und 1 ml Robb plus Lösungsmittel in ein Röhrchen und 1 ml Robb plus Medikament in die zweite Röhre. Nutation für entsprechende Menge an Zeit für die Arzneimittelbehandlung (Tabelle 2). Let begleichen.

4. Fixation

  1. Absaugen alle Flüssigkeit und fügen sofort 1 ml Fix.
  2. Option 1: Formaldehyd / Heptan Fixation (Fixation Buffer plus 5% Formaldehyd).
    1. Fix für 2,5 min auf einer Nutator. 1 ml Heptan und Wirbel 1 min. Lassen Sie settle ~ 1 min.
    2. Entfernen Sie alle Flüssigkeit, und fügen Sie dann 1 ml 1x PBS. Vortex 30 Sekunden. Lassen Sie settle ~ 1 min.
    3. Entfernen Sie alle Flüssigkeit, und dann füllen Rohr mit 1x PBS.
      HINWEIS: Die Oocyten können sofort oder gehalten auf der Nutator mehrere Stunden bei Raumtemperatur verwendet werden.
  3. Option 2: Formaldehyd / Cacodylat Fixierung (Fix Mix plus 8% Formaldehyd und 100 mM Cacodylat).
    1. Fix für 6 min auf einem Nutator. Lassen Sie 2 Minuten absetzen. Entfernen Sie Flüssigkeit, und dann füllen Rohr mit 1x PBS.
      HINWEIS: Die Oocyten können sofort oder gehalten auf der Nutator mehrere Stunden bei Raumtemperatur verwendet werden.

5. Die Membranen Entfernen ( "Rolling")

  1. Mit beschichteten Pasteur-Pipette, fügen ~ 500 bis 1.000 Eizellen zur mattiert (sandgestrahlte) Teil eines Glasträger. Entfernen Sie alle Körperteile und Fremdmaterial mit einer Pinzette. Lassen Sie sich nicht Eizellen austrocknen; 1x PBS bei Bedarf hinzufügen.
  2. Legen Sie ein Deckglas auf der Eizellen und sanft "rollen" Eizellen, bis alle Membranen werden entfernt (Ziehen der Kante des Deckglases über die Eizellen am besten funktioniert.) Überprüfen Sie regelmäßig die Fortschritte unter dem Mikroskop, das Hinzufügen von mehr 1x PBS wie nötig. Achten Sie darauf, wie zu viel Druck wird die Eizellen zerstören.
    HINWEIS: Nur für Immunofluoreszenz mit 6. Schritt weiter für Fische (mit oder ohne Immun), fahren Sie mit Schritt 7.

6. Antikörper - Färbung von Drosophila Oozyten

  1. Extraktion und Blockierung
    1. Spülen gewalzten Oozyten in ein 15 ml konisches Röhrchen mit ~ 15 ml PBS / 1% Triton X-100. Nutation Oozyten in dieser Lösung nicht weniger als 1,5 Stunden und nicht mehr als 2 Stunden.Dieser Schritt ermöglicht Antikörper Penetration.
    2. Lassen Sie Eizellen absetzen ~ 2 min. Entfernen Flüssigkeit zusammen mit so vielen Membranen wie möglich, dann fügen PBS / 0,05% Triton X-100.
      HINWEIS: Die Membranen werden siedeln langsamer als gerollt Eizellen.
    3. Lassen Eizellen absetzen ~ 2 min, dann entfernen Sie alle, aber ~ 1 ml Flüssigkeit. Transfer-Oozyten abgestuft bis 1,5-ml-Röhrchen und restliche Flüssigkeit zu entfernen. 1 ml der PTB für die Sperrung und Nutation für 1 Stunde.
  2. Antikörper-Färbung
    1. Pre-Absorption von sekundären Antikörpern gegen Embryonen.
      HINWEIS: Dieser Schritt eliminiert Hintergrundfärbung von nicht-spezifischen Antikörper - Wechselwirkungen mit Drosophila - Proteine.
      1. Sammeln und beheben Drosophila - Embryos (~ 25 & mgr; l) pro typisches Verfahren 8. Speichern in Methanol bei -20 ° C.
      2. Entfernen von Methanol aus Embryonen, fügen Sie 800 ul Methanol plus 200 ul 1x PBS und Nutation für 15 min. Entfernen Sie 500 ul Überstand und ersetzen mit 500 ul 1x PBS. Dann nutiert für 15 min. Wiederholen Sie zweimal (für insgesamt ca. 1 Stunde von Waschungen) und dann in der PTB zu beenden.
        HINWEIS: Die Embryonen verwendet werden können, sofort oder auf der Nutator für mehrere Stunden bei Raumtemperatur gehalten.
      3. Entfernen Sie Flüssigkeit füllen mit PTB bis 200 & mgr; l pro Eizelle prep, und fügen Sie fluoreszenzmarkierten sekundären Antikörper in geeigneten Verdünnungen (wenn man bedenkt, dass das endgültige Volumen von 300 & mgr; l wird, vgl. Schritt 7.4) Nutation bei 4 ° C über Nacht (bevorzugt) oder bei Raumtemperatur für 3 bis 4 Stunden.
        HINWEIS: Die vorge absorbierte Antikörper werden in Schritt 6.2.4 verwendet werden.
        HINWEIS: Bewahren Sie Proben im Dunkeln, so viel wie möglich, sobald fluoreszierende Antikörper hinzugefügt wurden.
    2. Entfernen von Flüssigkeit aus Oozyten, füllen mit PTB bis 300 & mgr; l, und fügen Sie primären Antikörper bei geeigneten Verdünnungen. Nutiert bei 4 ° C über Nacht (bevorzugt) oder bei Raumtemperatur für 3 bis 4 Stunden.
    3. Wasch Oozyten viermal für jeweils 15 min mit 1 ml PTB.
    4. EntfernenFlüssigkeit aus Oozyten wurden 200 ul Überstand von Embryonen (vorabsorbiert Sekundärantikörper) hinzuzufügen. Dann füllen sich mit PTB bis 300 & mgr; l. über Nacht nutiert für 3 bis 4 h (bevorzugt) oder bei 4 ° C bei Raumtemperatur.
    5. Waschen Sie Eizellen einmal für 15 Minuten mit 1 ml PTB, entfernen Flüssigkeit. Dann fügen 0,5 ul Hoechst 33342 und 500 ul PTB und Nutation für 7 min.
    6. Waschen Oozyten zweimal für jeweils 15 min mit 1 ml PTB.
      HINWEIS: Die Oocyten können unmittelbar an einem Schlitten montiert werden, oder kann für die Bildgebung in PTB bei 4 ° C bis bereit gespeichert werden.

7. FISH (weiter von Schritt 5 oben)

  1. Spülen Sie rollte Eizellen in eine 15 ml konischen Röhrchen mit ~ 15 ml 2x SSCT-. Lassen Sie Eizellen absetzen ~ 2 min. Entfernen Sie alle ~ 0,5 ml Flüssigkeit zusammen mit so vielen Membranen wie möglich.
    HINWEIS: Die Membranen werden siedeln langsamer als gerollt Eizellen.
  2. Transfer-Oozyten bis 0,5-ml-Röhrchen und entfernen restliche Flüssigkeit. Nacheinander hinzufügen und 500 ul entfernen20%, 40% und 50% Formamid-Lösungen, Taumel für 10 min in jeder Lösung.
    HINWEIS: Die Oozyten werden mit einem höheren Prozentsatz an Formamid langsamer absetzen.
  3. Entfernen Sie Flüssigkeit, fügen Sie dann 500 ul 50% Formamid-Lösung und Nutation bei 37 ° C für 1 bis 5 Stunden.
    HINWEIS: Längere Inkubationen führen zu einer besseren Sonde Penetration.
  4. Entfernen Flüssigkeit und hinterlässt nicht mehr als ~ 100 & mgr; l - Oozyten und fügen 36 ul Hybridisierungslösung plus 2 & mgr; l Sonde (50 ng / ul) und 2 ul Wasser oder 2 & mgr; l einer 2 nd Sonde (Tabelle 1).
  5. bei 91 ° C inkubieren 3 min (FISH only) oder 80 ° C für 20 min (FISH und Immunofluoreszenz), gefolgt von einer Inkubation über Nacht in einem Wasserbad 37 ° C.
    Hinweis: diese Schritte in einem Thermocycler durchgeführt werden.
  6. Entfernen Sie nicht flüssig. Hinzufügen 500 ul 50% Formamid-Lösung und nutiert bei 37 ° C für 1 Stunde.
  7. Lassen Sie, Entfernen Flüssigkeit, 500 & mgr; l 50% Formamid-Lösung eind nutiert bei 37 ° C für 1 Stunde.
  8. Lassen Sie, Entfernen Flüssigkeit, 500 & mgr; l 20% Formamid-Lösung und Nutation bei Raumtemperatur für 10 min.
  9. Führen Sie drei schnelle Waschungen in 500 ul 2x SSCT- (lassen, Entfernen dann Flüssigkeit hinzufügen, kehren mehrmals wiederholen.) Lassen Sie, Entfernen Flüssigkeit, dann fügen Sie 500 ul PTB und Nutation für 4 Stunden.

8. Antikörper-Färbung nach FISH

  1. Entfernen von Flüssigkeit aus Oozyten, füllen mit PTB bis 300 & mgr; l, und dann werden 10 & mgr; l anti-α-Tubulin-Antikörper an FITC konjugiert. Alternativ können auch andere Antikörper verwendet werden, nach oben Protokoll. über Nacht bei Raumtemperatur Nutation.
  2. Waschen Sie Eizellen einmal für 15 Minuten mit 500 ul PTB, entfernen Flüssigkeit, dann fügen 0,5 ul Hoechst 33342 und 500 ul PTB und Nutation für 7 min.
  3. Waschen Oozyten zweimal für 15 min mit jeweils 500 ul PTB.
    HINWEIS: Die Oocyten können unmittelbar an einem Schlitten montiert werden, oder sie können für in PTB bei 4 ° C bis bereit gespeichert werdenBildgebung. Halten Sie Eizellen im Dunkeln, so viel wie möglich, sobald fluoreszierende Antikörper hinzugefügt wurden.
Wiederholen Sie Namen Chromosom Oligo Sequenz *
359 X GGGATCGTTAGCACTGGTAATTAGCTGC
AACAC 2 AACACAACACAACACAACACAACACAACACAACACAACAC
dodeca 3 CCCGTACTGGTCCCGTACTCGGTCCCGTACTCGGT
1,686 2 + 3 AATAACATAGAATAACATAGAATAACATAG
AATAT 4 (+ Y) AATATAATATAATATAATATAATATAATAT
* 359 - Sequenz von Eric Joyce, persönliche Kommunikation, andere Sequenzen von Sullivan et al. 8

Tabelle 1: FISH - Sonden für Drosophila zentromerischen wiederholt.

Droge Lösungsmittel Auf Konzentration Die Endkonzentration Behandlungszeit Bewirken
Colchicin Ethanol 125 mM 150 & mgr; M 10 min oder 30 min destabilisieren nicht kinetochore (10 min) 9 oder alle (30 min) Mikrotubuli
Paclitaxel DMSO 10 mM 10 & mgr; M 10 Minuten stabilisieren microtubules
Binucleine 2 DMSO 25 mM 25 & mgr; M 20 Minuten hemmen Aurora B - Kinase 10

Tabelle 2: Die medikamentöse Behandlung.

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Ergebnisse

Die Methoden , die wir hier beschrieben haben , in der Sammlung von Spätstadium der Drosophila - Oozyten , die drei Stadien der Meiose (Abbildung 1) wird zur Folge haben . Oozyten in Prophase werden durch das Vorhandensein der Kernhülle aus, die durch das Fehlen von Tubulin - Signal in der Region um die karyosome (1A) sichtbar ist. Prometaphase ist die Zeit, nach der Kernhülle Zusammenbruch während der die Spindel montiert. Während Prometaphase ...

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Diskussion

Staging Drosophila Oozyten

Obwohl ein längliches karyosome oft in der Prometaphase Oocyten gesehen wird, karyosome Form unter Verwendung von Metaphase Prometaphase Oozyten unterscheiden kann problematisch sein. Während Prometaphase beginnt die karyosome als eine runde Form, längt, und zieht dann in eine runde Form wie die Eizelle die Verhaftung Metaphase nähert. Dies bedeutet, dass viele der Prometaphase Oozyten keine längliche karyosome haben. Darüber hinaus, wenn ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Wir danken Christian Lehner für die Bereitstellung des CENP-C-Antikörpers und Eric Joyce für Empfehlungen zu FISH. Die Arbeit im McKim-Labor wurde durch einen Zuschuss des NIH (GM101955) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
15 ml konische RöhrchenVerschiedene
16% FormaldehydTed Pella, Inc.18505GEFÄHRLICH; nach dem Öffnen nach einem Monat entsorgen
250 ml BecherVerschiedene
5 ml RöhrchenVerschiedene
aktive TrockenhefeVerschiedenemit Wasser mischen, um eine Paste herzustellen die Konsistenz von Erdnussbutter
Anti-Α-Tubulin Antikörper konjugiert an FITCSigmaF2168Klon DM1A
Binuclein 2SigmaB1186HAZARDOUS
MixerVerschiedenes
RinderserumalbuminSigmaA4161
Calciumchlorid Verschiedenes
ColchicinSigmaC-9754HAZARDOUS
DeckgläserVWR48366-227Nr. 1 1/2
Dextransulfat Verschiedenes
DMSOVerschiedenes
EGTAVerschiedenes
EthanolVerschiedenes
PinzettenTed Pella, Inc.5622Dumont Pinzette High Precision Grade Style 5
FormamidSigma47670-250ML-F
ObjektträgerVWR48312-003
GlukoseDiverse
graduierte 1,5 ml RöhrchenDiverse
HEPESVWREM-5330bei verschiedenen Anbietern erhältlich
Hoechst 33342Verschiedenes
MagnesiumchloridVerschiedenes
MethanolVerschiedenes
großmaschiges (~1.500 &Mikro; m)VWRAA43657-NKVielzahl von Formaten und anderen Lieferanten, 12 oder 14 Mesh
kleine Maschen (~300 µ m)Spektrumlabore146 424verschiedene Formate, z.B. , 146 422 oder 146 486
NutatorDiverse
PasteurpipettenDiverse
CacodylsäureSigmaC0125GEFÄHRLICH; alternativ kann Natriumcacodylat Kalium substituiert werden
HydroxidVerschiedenes
NatriumacetatVerschiedenes
NatriumchloridVerschiedenes
NatriumcitratVerschiedenes
NatriumhydroxidVerschiedenes
SaccharoseVerschiedenes
Taxol (Paclitaxel)SigmaT1912GEFÄHRLICH
Triton X-100FisherPI-28314
Tween 20FisherPI-28320
vortexSonstiges
Kaliumacetat Diverse

Referenzen

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