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Methodenartikel

Lateral Chronic Cranial Fenster Vorbereitung Ermöglicht In Vivo Beobachtung Nach Artery Occlusion Distal cerebri bei Mäusen

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DOI:

10.3791/54701

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29. Dezember 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery and Center for Stroke-research Berlin (CSB), Charité-Universitätsmedizin, 2Department of Physics, University of California San Diego

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Chirurgische Verschluss eines distalen Arteria cerebri media Zweig (MCAo) ist ein häufig verwendetes Modell in experimentellen Schlaganfallforschung. Diese Handschrift beschreibt die grundlegende Technik der Dauer MCAo, mit der Einfügung eines seitlichen Schädelfenster kombiniert werden, die die Möglichkeit für eine Längsintravitalmikroskopie in Mäusen bietet.

Zusammenfassung

Fokaler zerebraler Ischämie (dh ischämischer Schlaganfall) verursachen kann schwere Hirnverletzung, zu einem schweren Verlust der neuronalen Funktion führen und damit zu einer Vielzahl von motorischen und kognitiven Behinderungen. Die hohe Prävalenz stellt eine ernste gesundheitliche Belastung, wie Schlaganfall zu den Hauptursachen für langfristige Behinderung und Tod weltweit 1 ist. Wiederherstellung der neuronalen Funktion ist in den meisten Fällen nur teilweise. Bisher sind Behandlungsmöglichkeiten sehr begrenzt, insbesondere aufgrund der engen Zeitfenster für die Thrombolyse 2,3. Die Bestimmung Methoden Erholung von Schlaganfall zu beschleunigen bleibt ein hervorragendes medizinisches Ziel; jedoch wurde dies durch eine unzureichende mechanistische Einblicke in den Recovery-Prozess behindert. Experimentelle Schlaganfall Forscher häufig Nagetiermodellen von fokaler zerebraler Ischämie beschäftigen. Jenseits der akuten Phase wird der Schlaganfallforschung an der subakuten und chronischen Phase nach einer zerebralen Ischämie zunehmend konzentriert. Die meisten Schlaganfall Forscher gelten permanent oder transient Verschluss der MCA bei Mäusen oder Ratten. Bei Patienten, Verstopfungen des MCA gehören zu den häufigsten Ursachen für einen ischämischen Schlaganfall 4. Neben proximalen Verschluss der MCA mit dem Glühfaden Modell, chirurgische Verschluss des distalen MCA ist wahrscheinlich die am häufigsten verwendete Modell in der experimentellen Schlaganfallforschung 5. Occlusion eines distalen (zur Verzweigung der lenticulo-Striatum Arterien) MCA Zweig erspart typischerweise das Striatum und betrifft vor allem die Neocortex. Gefäßverschluss können dauerhaft oder vorübergehend sein. Hohe Reproduzierbarkeit der Läsion Volumen und sehr niedrige Mortalitätsraten in Bezug auf die langfristige Ergebnis sind die wichtigsten Vorteile dieses Modells. Hier zeigen wir, wie eine chronische Hirn Fenster (CW) Vorbereitung lateral des Sinus sagittalis durchzuführen, und danach, wie chirurgisch zu einem distalen Hub unter dem Fenster induzieren eine Kraniotomie Ansatz. Dieser Ansatz kann über für sequentielle Abbildung von akuten und chronischen Veränderungen nach Ischämie angewendet werdenepi-Beleuchtung, konfokalen Laser-Scanning und Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie.

Einleitung

Schlaganfall gehört weltweit zu den Hauptursachen für langfristige Behinderung und Tod1 und steht nach der koronaren Herzkrankheit an zweiter Stelle. Darüber hinaus ist der Schlaganfall die Hauptursache für langfristige Behinderungen, was seine enormen sozioökonomischen Auswirkungen unterstreicht6-8. Über die Akutbehandlung hinaus bleibt die Erforschung neuer Ansätze und Mechanismen zur Beschleunigung und Verbesserung der Genesung nach einem Schlaganfall ein vorrangiges medizinisches Ziel7.

In den letzten Jahrzehnten haben Daten aus der experimentellen Schlaganfallforschung wesentlich zum Verständnis der komplexen pathophysiologischen Kaskaden beigetragen, die durch Ischämie ausgelöst werden9,10. Exzitotoxizität, Apoptose, Periinfarkt-Depolarisation und Entzündung wurden als die wichtigsten Mediatoren des Zelltods nach fokaler zerebraler Ischämie identifiziert. Darüber hinaus wurden anhand von Tiermodellen der zerebralen Ischämie wichtige Konzepte, diagnostische Modalitäten und Therapieansätze entwickelt und validiert (z. B. "Penumbra" und Thrombolyse)11.

Die Verfügbarkeit von experimentellen Schlaganfallmodellen, kombiniert mit nicht-invasiven bildgebenden Verfahren (z.B. Magnetresonanztomographie (MRT), Computertomographie oder Laser-Speckle-Kontrastanalyse), ermöglicht es dem Forscher, hyperakute und chronische pathophysiologische Veränderungen, die durch den ischämischen Insult induziert werden, longitudinal zu untersuchen12. Neben der Untersuchung des raumzeitlichen Profils der sich entwickelnden Läsion können Veränderungen, die der neuronalen Plastizität ähneln, untersucht und mit funktionellen Ergebnissen und histologischen Befunden korreliert werden. In den letzten Jahren wurden weitere methodische Fortschritte mit der Kombination von zerebralen Ischämiemodellen und in vivo-Mikroskopie über kraniale Fenstererzielt 13. Diese neuen Techniken ermöglichen es den Forschern, die neurovaskuläre Einheit auf zellulärer und molekularer Ebene zu analysieren, mit großer analytischer Leistung in der akuten, subakuten und chronischen Phase nach fokaler zerebraler Ischämie14. Darüber hinaus hat die In-vivo-Mikroskopie der mikrozirkulatorischen Dynamik neue Aspekte der zerebralen Mikrovaskulaturfunktion und der Angioarchitektur mit signifikanter pathophysiologischer Relevanz aufgedeckt15-17.

In diesem Protokoll stellen wir vor, wie man ein chronisches CW-Präparat lateral des sagittalen Sinus durchführt und wie man chirurgisch einen distalen Schlaganfall unter dem Fenster induziert. Dieses Mausmodell kann für die sequentielle Bildgebung von akuten, subakuten und chronischen Veränderungen nach fokaler zerebraler Ischämie mittels epi-illuminativer, konfokalem Laserscanning und Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie eingesetzt werden.

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Protokoll

ETHIK STATEMENT: Experimente mit Versuchstieren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften her durch Landes fuer Gesundheit und Soziales, Berlin, Deutschland (G0298 / 13) und den ANKOMMEN Kriterien durchgeführt, soweit zutreffend. Für diese Studie wurden 10 bis 12 Wochen alte männliche C57BL / 6J-Mäuse wurden verwendet.

1. Seitliche Chronische Cranial Fenster Vorbereitung

  1. Führen Anästhesie mit einer subkutanen Injektion von Ketamin (90 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg). Test für eine ausreichende Sedierung mit einem Schmerzreiz.
  2. Sterilisieren der chirurgischen Instrumente und OP-Feld mit 70% Ethanol.
  3. Entfernen Sie die Kopfhaare vom Hals bis zu den Augen ein Nagetier Rasierer.
  4. Befestigen Sie den Kopf in einem stereotaktischen Rahmen.
  5. Verwenden Sie Dexpanthenol Augensalbe auf beiden Augen Austrocknung zu vermeiden.
  6. Reinigen Sie den OP-Bereich alle Haare zu entfernen und zu sterilisieren es mit drei Schichten von 74,1% Ethanol und 10% 2-Propranolol.
  7. Führen Sie eine MittellinieInzision vom Hals bis zu den Augen unter Verwendung eines Skalpells.
  8. Umspannen den Hautlappen mit 4 Ausbeulung Nähten.
  9. Entfernen Sie die Periost vorsichtig auf der linken Hemisphäre, indem Sie sie mit einem Skalpell zu dem Punkt, Schaben, wo der Schläfenmuskel beginnt.
    ANMERKUNG: Diese Zubereitung dient auch eine gute Haftfläche für das Dentalkleber zu schaffen, die das Deckglas fixiert.
  10. Durchführen einer fronto-parietalen Kraniotomie mit einem Durchmesser von 4 mm durch den Schädel an dem Rand der Knochenlappen Dünnung eines Mikrobohrers verwendet wird. Bewerben Salzlösung während des Bohrens Hitze Verletzungen zu vermeiden.
  11. Elevate den Knochendeckel mit Kanülen und entfernen Sie sie microforceps verwenden.
  12. Spülen Sie sorgfältig und ausgiebig mit Kochsalzlösung.
  13. Mischen Sie die Dentalkleber , bis er die richtige Konsistenz hat und nicht Flüssigkeit (dh sollte der Kleber nicht produzieren Fäden mehr). Legen Sie es auf den Knochen um die Kraniotomie.
  14. Legen Sie ein Deckglas mit einem 6-mm Durchmesser auf dem vorbereiteten Kleber und fixieren Sie es mit the Rest des Dentalkleber. Achten Sie darauf, dass es wasserdicht ist. Warten Sie, bis der Kleber getrocknet und hart indem sie sie mit einer Pinzette zu testen.
    HINWEIS: Eine zusätzliche Bewässerung beschleunigt die Aushärtung.
  15. Entfernen Sie die Ausbeulung Nähte und schließen Sie die Wunde mit Hautnähte.
  16. Ziehen Sie die Haut von der Flanke der Maus nach oben. Legen Sie eine Nadel subkutan und ersetzen sanft 0,5 ml steriler Kochsalzlösung subkutan für den Flüssigkeitshaushalt.
  17. Nach der Operation bleiben die Tiere im beheizten Erholungskäfig für 90 min. Warten Sie, bis die Tiere, bevor sie vollständig wach sind verlassen sie unbeaufsichtigt. Warten Sie, bis die Tiere vollständig zurückgewonnen werden, bevor sie in einen Käfig mit anderen Tieren zurück.
  18. Wiederholen Sie die subkutane Salzvolumensubstitution nach etwa 12 Stunden, wie in Schritt 1.16 beschrieben.
  19. Immer anwenden Analgesie über eine Magensonde oder direkt in die Mundhöhle nach der Operation (zB Paracetamol (10 mg / ml) oder andere nicht-steroidale Antirheumatika).
  20. Überprüf den Zustand der jeden Tag nach der Operation Tiere, und immer auf dem Boden Tierfutter in einer Petrischale püriert bieten Essen einfach zu machen und kritische Gewichtsverlust nach der Operation zu vermeiden.
    HINWEIS: Intravitalmikroskopie kann am ersten Tag nach dem Schädelfenster Vorbereitung durchgeführt werden.
  21. Bewerben Isofluran-Narkose und befestigen Sie das Tier in einem Kopfhalter. Öffnen Sie die Hautnaht und reinigen Sie das Fenster mit Wattestäbchen und steriler Kochsalzlösung. Nach 24 Stunden sollte das kraniale Fenster mit Zerebrospinalflüssigkeit von diesem Zeitpunkt gefüllt werden, die Bildgebung ermöglicht. Führen Bildgebung durch etablierte Mikroskopie - Protokolle 18.

2. Distal MCAo

HINWEIS: Die MCAo Verfahren sollte etwa 5 d nach CW Vorbereitung durchgeführt werden. Dies minimiert die Interferenz von der Immunreaktion durch die CW-Zubereitung mit dem Hub-induzierte Immunreaktion verursacht.

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Abbildung 1. Übersicht über die Distal MCAo. A. Dies ist eine schöne Übersicht über die Gefäße vor dem op. B. Die Gefäße nach dem ersten bipolaren Kontakt. C. Die Gefäße nach der zweiten bipolaren Kontakt. D. Die Übersicht über die Schiffe, die nun vollständig geschlossen sind. E. Abschließende Übersicht mit geringerer Vergrößerung. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

  1. Betäuben die Mäuse eine Narkosemaske und eine angemessene Betäubung Regime, in Beratung mit Tierärzten (zB Induktion mit 1,5 bis 2% Isofluran und Wartung mit 1,0 bis 1,5% Isofluran in 2/3 N 2 O und 1/3 O 2 über einen Verdampfer).
  2. Rasur und entfernen Sie die Haare und desinfizieren die Haut und die umliegenden Fell mit einem geeigneten Mittel (zB 70% Ethylalkohol) und trocknen Sie es danach.
  3. Aufrechterhaltung der Körpertemperatur der Mäuse bei 36,5 ° C ± 0,5 ° C während der Operation. Eine Rückkopplung gesteuert Heizkissen, erhitzt nach der Rektaltemperatur der Maus, ist sehr zu empfehlen.
  4. Legen Sie das Tier in der Seitenlage. Befestigen Sie die Nase in der Narkosemaske und stellen Sie die Isofluran-Konzentration auf 1,0 bis 1,5%.
  5. Tragen Sie nass-Salbe (Dexpanthenol) für beide Augen.
  6. Verwenden Sie den Hautschnitt für die CW-Vorbereitung gemacht.
  7. trennen die Haut sanft und identifizieren unterhalb des Schläfenmuskel.
  8. Stellen Sie die Energie des Hochfrequenzgenerators (5 bis 7 W) und den bipolaren Modus verwenden.
  9. Verwenden Sie die Elektrokoagulation einer Pinzette vorsichtig die Schläfenmuskel aus dem Schädel zu entfernen, einen Muskellappen zu schaffen, ohne völlig den Muskel zu entfernen.
  10. Identifizieren Sie den MCA unter der transparenten Schädel im rostralen Teil des Schläfenbereich, dorsal der retro Orbital Sinus. Wenn der MCA Bifurkation nicht identifiziert werden kann, versuchen Sie das Schiff die meisten rostral zu identifizieren.
  11. Dünne der Schädel über dem MCA Zweig mit einem Mikrobohrer, während kontinuierlich Hitzeschäden zu vermeiden Bewässerung.
  12. Heben Sie den Knochen mit Kanülen und entfernen Sie sie mit microforceps.
  13. Verringern die Energie des Hochfrequenzgenerators auf 3 bis 5 W.
  14. Nähern Sie sich die Arterie von oben und sanft berühren mit der bipolaren Pinzette auf beiden Seiten, ohne das Schiff zu heben.
  15. Koagulieren der Arterie proximal und distal zu der Gefäßverzweigung.
  16. Warten für 30 Sekunden, und dann um die Arterie sanft berühren, um sicherzustellen, dass der Blutfluss dauerhaft unterbrochen wird. Wiederholen Sie die Elektrokoagulation, wenn ein Rekanalisation beobachtet wird.
  17. Befestigen Sie den Schläfenmuskel mit 1 oder 2 Stiche am Muskelansatz den Knochendefekt zu bedecken, wenn möglich.
  18. Nähen Sie die Wunde und legen Sie das Tier in die erhitzte Rückgewinnungskasten. Im Allgemeinen Tiere Erholung schnell nach dem flüchtigen anesthesia.
  19. Für Volumensubstitution gelten 0,5 ml steriler Kochsalzlösung subcutan, wie in Schritt 1.16 beschrieben.
  20. Nach der Operation lassen sich die Tiere für 90 min im beheizten Erholungskäfig zu bleiben. Warten Sie, bis die Tiere bewusst sind, bevor sie unbeaufsichtigt lassen. Nur bringt sie mit anderen Tieren zu einem Käfig, wenn sie vollständig wiederhergestellt werden.
  21. Wiederholen Sie die Volumensubstitution, wie in Schritt 1,16, nach 12 h erläutert.
  22. Bewerben postoperativen Analgesie über das Trinkwasser (zB Paracetamol (10 mg / ml) oder andere nicht-steroidale Antirheumatika).
  23. Überprüfen Sie den medizinischen Zustand der jeden Tag nach der Operation Tiere. Geben Sie püriert Tierfutter in einer Petrischale auf dem Boden essen zu vereinfachen und postoperativen Gewichtsverlust zu minimieren.

3. Sham-Behandlung

  1. Führen Sie alle identisch zu den Schritten 1 und 2 beschrieben oben einschließlich CW Vorbereitungs ausnehmen nicht die exponierten cerebri ar gerinnenrie.

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Ergebnisse

Die Zeitleiste und repräsentative Ergebnisse sind in den Abbildungen 2 und 3 dargestellt ist . Der kraniale Fenstervorbereitung, mit einem kleinen Fenster cranial lateral des Sinus sagittalis superior (Abbildung 2 B, C, D) führt zu einer sehr niedrigen Mortalität und Morbidität , wenn sie von einem erfahrenen Chirurgen durchgeführt. Alle 10 Tiere überlebten, und alle chronischen CW für qualitativ hochwertige Bildgebung verwendet werden k...

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Diskussion

Der Schlaganfall ist unter den Hauptursachen für langfristige Behinderung und Tod weltweit 1. Jenseits der Akutbehandlung, neue Ansätze und Mechanismen zu untersuchen Genesung nach einem Schlaganfall zu beschleunigen und zu verbessern bleibt ein erstklassiges medizinisches Ziel 7. Experimentelle Schlaganfall Forscher häufig Nagetiermodellen von fokaler zerebraler Ischämie beschäftigen. In der Tat, Modelle vorübergehend oder bleibend MCAo induzieren imitieren eine der häufigsten Arten von fokaler ze...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

VP ist Teilnehmer des Charité Clinical Scientist Program, das von der Charité - Universitätsmedizin Berlin und dem Berlin Institute of Health finanziert wird. TB ist Stipendiatin des SNF PostDoc Mobility. Die Autorinnen und Autoren erhalten eine Förderung durch die EinsteinStiftung/A-2012-153 an PV.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Binokulares OperationsmikroskopZeissStemi 2000 C
Lichtquelle für MikroskopZeissCL 6000 LED
Heizkissen mit RektalsondeFST21061-10
Stereotaktischer RahmenKopfModell 930
Anästhesiesystem fürIsofluran Draeger
IsofluranAbott
Dumont Pinzette #5FST11251-10
Dumont Pinzette #7FST11271-30
Bipolare PinzetteErbe20195-501
Bipolare Pinzette Erbe                                                          20195-022
MikrobohrmaschineFST                                                          18000-17                 
NadelhalterFST12010-14
5-0 SeidennahtFeuerstein, Suprama
7-0 SeidennahtFeuerstein, Suprama
8-0 SeidennahtFeuerstein, Suprama
Veterinärmedizinische AuffangkammerPeco ServicesV1200

Referenzen

  1. Mukherjee, D., Patil, C. G. Epidemiology and the global burden of stroke. World Neurosurg. 76 (6), Suppl 85-90 (2011).
  2. Ebinger, M., Prüss, H., et al. Effect of the use of ambulance-based thrombolysis on time to thrombolysis in acute ischemic stroke: a randomized clinical trial. JAMA. 311 (16), 1622-1631 (2014).
  3. Ebinger, M., Lindenlaub, S., et al. Prehospital thrombolysis: a manual from Berlin. J vis Exp. (81), e50534(2013).
  4. Bogousslavsky, J., Van Melle, G., Regli, F. The Lausanne Stroke Registry: analysis of 1,000 consecutive patients with first stroke. Stroke. 19 (9), 1083-1092 (1988).
  5. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. J Vis Exp. (47), (2011).
  6. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  7. Meairs, S., Wahlgren, N., et al. Stroke research priorities for the next decade--A representative view of the European scientific community. Cerebrovasc Dis. 22 (2-3), 75-82 (2006).
  8. Rosamond, W., Flegal, K., et al. Heart disease and stroke statistics--2007 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 115 (5), 69-171 (2007).
  9. Moskowitz, M. A., Lo, E. H., Iadecola, C. The science of stroke: mechanisms in search of treatments. Neuron. 67 (2), 181-198 (2010).
  10. Dirnagl, U., Iadecola, C., Moskowitz, M. A. Pathobiology of ischaemic stroke: an integrated view. Trends Neurosci. 22 (9), 391-397 (1999).
  11. Dirnagl, U., Endres, M. Found in Translation: Preclinical Stroke Research Predicts Human Pathophysiology, Clinical Phenotypes, and Therapeutic Outcomes. Stroke. , (2014).
  12. Prinz, V., Hetzer, A. -M., et al. MRI heralds secondary nigral lesion after brain ischemia in mice: a secondary time window for neuroprotection. J Cereb Blood Flow Metab. , (2015).
  13. Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain. J Vis Exp. (61), (2012).
  14. Holtmaat, A., Bonhoeffer, T., et al. Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  15. Iadecola, C., Dirnagl, U. The microcircualtion--fantastic voyage: introduction. Stroke. 44 (6), Suppl 1 83(2013).
  16. Blinder, P., Tsai, P. S., Kaufhold, J. P., Knutsen, P. M., Suhl, H., Kleinfeld, D. The cortical angiome: an interconnected vascular network with noncolumnar patterns of blood flow. Nat Neurosc. 16 (7), 889-897 (2013).
  17. Shih, A. Y., Driscoll, J. D., Drew, P. J., Nishimura, N., Schaffer, C. B., Kleinfeld, D. Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain. J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).
  18. Cabrales, P., Carvalho, L. J. M. Intravital microscopy of the mouse brain microcirculation using a closed cranial window. J Vis Exp. (45), (2010).
  19. Rosell, A., Agin, V., et al. Distal occlusion of the middle cerebral artery in mice: are we ready to assess long-term functional outcome. Transl Stroke Res. 4 (3), 297-307 (2013).
  20. Dorand, R. D., Barkauskas, D. S., Evans, T. A., Petrosiute, A., Huang, A. Y. Comparison of intravital thinned skull and cranial window approaches to study CNS immunobiology in the mouse cortex. Intravital. 3 (2), (2014).
  21. Balkaya, M., et al. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (3), 330-338 (2013).
  22. Balkaya, M., Kröber, J., Gertz, K., Peruzzaro, S., Endres, M. Characterization of long-term functional outcome in a murine model of mild brain ischemia. J Neurosci Methods. 213 (2), 179-187 (2013).
  23. Freret, T., Bouet, V., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: Usefulness of adhesive removal test. Beh Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
  24. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. RODENT STROKE MODEL GUIDELINES FOR PRECLINICAL STROKE TRIALS (1ST EDITION). J Exp Stroke Trans Med. 2 (2), 2-27 (2009).
  25. Florian, B., Vintilescu, R., et al. Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia. Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).
  26. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
  27. Barber, P. A., Hoyte, L., Colbourne, F., Buchan, A. M. Temperature-regulated model of focal ischemia in the mouse: a study with histopathological and behavioral outcomes. Stroke. 35 (7), 1720-1725 (2004).
  28. Shin, H. K., Nishimura, M., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
  29. Kapinya, K. J., Prass, K., Dirnagl, U. Isoflurane induced prolonged protection against cerebral ischemia in mice: a redox sensitive mechanism. Neuroreport. 13 (11), 1431-1435 (2002).
  30. Gertz, K., Priller, J., et al. Physical activity improves long-term stroke outcome via endothelial nitric oxide synthase-dependent augmentation of neovascularization and cerebral blood flow. Circ Res. 99 (10), 1132-1140 (2006).
  31. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (12), 1465-1478 (2006).

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