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Methodenartikel

Die Bestätigung der myokardialen Ischämie und Reperfusion Injury in Mäusen Oberflächen Pad Elektrokardiographie

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DOI:

10.3791/54814

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24. November 2016

 , 
1Department of Biomedical Sciences, James H. Quillen College of Medicine, East Tennessee State University, 2James H. Quillen Veterans Affairs Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Während der murinen myokardialen Ischämie/Reperfusionsoperation wird die korrekte Platzierung der okkludierenden Ligatur typischerweise durch sichtbare Beobachtung der Myokardblässe bestätigt. Hierin wird ein Verfahren zur elektrokardiographischen Bestätigung von Ischämie und Reperfusion zur Ergänzung der beobachteten Myokardblässe an männlichen C57Bl/6-Mäusen demonstriert.

Zusammenfassung

Viele Tiermodelle wurden für die Untersuchung des myokardialen Umbaus und der Herzinsuffizienz etabliert, da es weltweit die häufigste Todesursache ist. Beim Menschen bildet sich ein pathologischer Verschluss in einer Koronararterie, und eine Reperfusion dieser verschlossenen Arterie wird als wesentlich angesehen, um die Lebensfähigkeit des gefährdeten Myokards aufrechtzuerhalten. Obwohl die Reperfusion des ischämischen Myokards für die Wiederherstellung des Myokards unerlässlich ist, führt sie zu einer eigenen Gewebeverletzung. Das physiologische Ansprechen und die Heilung einer Ischämie/Reperfusionsverletzung unterscheidet sich von einer chronischen Okklusionsverletzung. Die myokardiale Ischämie/Reperfusionsverletzung wird zunehmend als klinisch relevantes Modell für Myokardinfarktstudien anerkannt. Aus diesem Grund sind parallele Tiermodelle der Ischämie/Reperfusion von entscheidender Bedeutung, um die Wissensbasis über Myokardschäden zu erweitern. Typischerweise wird eine Ischämie des Mausherzens nach einem Verschluss der linken anterior absteigenden Koronararterie (LAD) durch eine sichtbare Blässe des Myokards unterhalb der Okklusion (Ligatur) bestätigt. Dies bietet jedoch nur eine subjektive Möglichkeit, die korrekte oder konsistente Platzierung der Ligatur zu bestätigen, da es mehrere große Arterien gibt, die in verschiedenen Myokardregionen Blässe verursachen können. Eine Methode zur Aufzeichnung elektrokardiographischer Veränderungen zur Beurteilung der korrekten Ligaturplatzierung und der daraus resultierenden Ischämie sowie der Reperfusion zur Ergänzung der beobachteten Myokardblässe würde dazu beitragen, konsistente Infarktgrößen in Mausmodellen zu erzielen. Dies würde wiederum dazu beitragen, die Anzahl der verwendeten Mäuse zu verringern. Darüber hinaus können elektrokardiographische Veränderungen auch nach der Operation weiterhin nicht-invasiv und zeitabhängig erfasst werden. In diesem Artikel wird eine Methode zur elektrokardiographischen Bestätigung von Myokardischämie und Reperfusion in Echtzeit vorgestellt.

Einleitung

Herzkrankheit bleibt die führende Todesursache weltweit 1,2. Nicht nur ist der linke Ventrikel (LV) die kräftigste Kammer, verantwortlich für das Blut vom Herzen zu den gesamten Körper pumpt 3, es ist eine gemeinsame Herzverletzungsstelle nach einem Myokardinfarkt 4. Die linksventrikuläre Absterben von Gewebe führt oft zu systolischen Herzinsuffizienz. Tiermodelle von Herzkrankheiten sind unerlässlich für die Förderung der biomedizinischen Forschung kardiovaskulär. Die C57Bl / 6-Stamm von Mäusen eine beliebte Wahl für Tiermodellen haben aufgrund ihrer schnellen Brutzeit, geringe Kosten und Leichtigkeit in genetischen Veränderungen. Die meisten chirurgischen murine Modelle für die Untersuchung von Herzkrankheiten beinhalten Okklusion des LAD Ast der linken Koronararterie. Die LAD wird manchmal mit der linken stumpfen Rand 5,6. Die LAD liefert Blut in den linken Ventrikel vorderen und anterolateralen Wände. LAD Okklusion Studien sind bei der Induktion anterioren Infarkten gerichtet, manchmal int Verlängerungo den unteren und seitlichen Wandbereiche 7.

Zwei Modelle, die häufig für Myokardinfarkt Studien verwendet werden, umfassen chronische Verstopfung Myokardinfarkt und myokardiale Ischämie / Reperfusion. Die chronische Verstopfung wird durch chirurgisch um Vernähen und permanent den Blutfluss durch die LAD zu blockieren. Die Ischämie / Reperfusion wird viel auf die gleiche Weise erstellt nur mit einer vorübergehenden, in der Regel 30 bis 60 min, ischämische Periode. transiente Ischämie, die okkludierende Naht Krawatten um den LAD und einer kleinen PE-Rohr 10 zu erreichen, die parallel zu der LAD an der epikardialen Oberfläche des Herzens platziert ist, von einer Reperfusionsperiode gefolgt, wo der Schlauch und Okkludieren Naht entfernt und Blut um erneut Fluss durch die Arterie und in das Myokard erlaubt. Die Ischämie / Reperfusion der Operation wurde klinisch relevant aufgrund der Natur von Reperfusionsverletzung parallel zu der Behandlung von menschlichen Infarkte zu sein als die prom umfasstpt koronare Angioplastie und Stent-Implantation der Arterie oder koronaren Bypass. Typischerweise wird während dieser Operationen, Ischämie des LV in einem Maus-Herz wird durch sichtbare Blässe der myokardialen Wand bestätigt. Allerdings, indem einfach die Operationen auf einem Elektrokardiogramm (EKG) Pad unter ständiger Überwachung Bedingungen durchgeführt wird, sichtbare Veränderungen können in der EKG-Kurve beobachtet werden, wodurch Ischämie und Reperfusion der Maus Myokard bestätigt.

Obwohl das murine heart für das menschliche Herz in vieler Hinsicht ähnlich ist, einschließlich der vier Kammern Struktur, haben die Herzen auch Unterschiede. Ein offensichtlicher Unterschied ist die durchschnittliche Ruheherzfrequenz von erwachsenen Mäusen ist von 600 bis 700 Schlägen pro Minute (bpm) , während die von erwachsenen Menschen ist ~ 60-100 bpm 8,9. Zusätzlich bei Mäusen die Repolarisation Wellen, J und T, verschmelzen oft mit der Depolarisation QRS-Komplex eine klare ST-Segment schwierig macht , 10 zu erkennen. Um den Prozess der electrocardiographicall erschwereny Myokardischämie bestätigt, es ist die Höhe der T-Welle ist und der ST-Segment , das als Marker für die Diagnose von Ischämie und Myokardinfarkt Verletzungen bei Menschen verwendet werden, bezeichnet klinisch als ST e levation m yocardial i nfarction oder STEMI. Einer der wichtigsten Unterschiede zwischen humanen und murinen Wellenformen ist, daß S-Welle unmittelbar folgt ein J-Welle sein, die direkt in eine negative T-Welle überträgt. Während akuter myokardialer Ischämie in Mäusen , die Amplitude der S-Welle ab , und wird durch eine abnormale J-Welle und eine invertierte T-Welle 11 direkt folgt. Die T-Welle scheint nicht , 11 einen wesentlichen Teil der Repolarisation in Mäusen zu repräsentieren. Trotz Nomenklatur und Maus gegen menschliche Unterschiede, EKG-Bestätigung von murinen myokardialen Ischämie und Reperfusion ist nach wie vor möglich und relativ einfach. Aus Gründen der Vereinfachung Wellenform Auslegung wird das Segment zwischen der SJT bezeichnet als ST-SEGMnt hier.

STEMI - Richtlinien im Jahr 2013 veröffentlicht , einen Patienten Tür-zu-Ballon Zeit von weniger als 90 min 12 .Dies bedeutet , wird empfohlen , dass der Zeitrahmen , von der Identifizierung der Koronararterienokklusion des Patienten , bis die Arterie wieder geöffnet wird , sollte weniger als 90 min betragen. Das schlagende Herz arbeitet ständig und hat daher einen hohen oxidativen Stoffwechsel und ein hohes Maß an Sauerstoffverbrauch 3. Um dies zu schaffen, ist ein Netzwerk von Kapillaren an jedem Myozyten - 3 erhältlich. Es dauert nur ein Herz ein paar Takte seiner Sauerstoff- und Nährstoffversorgung zu erschöpfen. In einem 90 Minuten-Fenster wird eine ischämische Herzregion in einem menschlichen Empfang von zwischen 5.400 und 9.000 Herz blockiert wurden im Wert von sauerstoffreichem Blut schlägt. Im selben 90 Minuten Fenster, wäre eine Maus 54.000 bis 63.000 Herzschläge haben. Versuchszeitpunkte für murine Ischämie / Reperfusionsverletzung liegen typischerweise zwischen 30 und 60 min.

Die Bedeutung der Entwicklungeine ergänzende Methode ing myokardialen Ischämie und Reperfusion in einem Mausmodell der Bestätigung hat tiefgreifende Auswirkungen auf die Konsistenz und Reproduzierbarkeit der Daten in myokardialen Ischämie / Reperfusion-Studien. Die derzeitige Praxis der optisch das Herz für eine Veränderung der Gewebefarbe zu beobachten ist nicht ausreichend, als Stand-alone-Diagnose. Zusätzlich wird der Reperfusion nach Entfernen des Schlauchs und Naht nicht garantiert. Obwohl die Arterie ist nicht mehr abgebunden, kann die Arterie während des Verfahrens nachhaltig geschädigt haben und unmöglich werden kann reperfuse. Es wäre vorteilhaft, eine Aufzeichnung von Veränderungen im Elektrokardiogramm zu haben Reperfusion, um zu bestätigen, anstatt sich auf Beobachtungen der myokardialen Blässe und rubor (rote Farbe). Herzen, die dann schnell markiert werden nicht die Marker der Ischämie / Reperfusion Verletzungen zeigen kann, und eine Entscheidung darüber, wie die Ermittler gehen kann gemacht werden.

Schließlich ändert sich im gesamten th von der Basislinie eine Aufzeichnung der EKG-Einrichtunge ischämischen und Reperfusions-Perioden ermöglicht Ermittler das Herz nach der ersten Operation zu überwachen, um fortzufahren. Die Ermittler derzeit aus den Augen Herz verlieren, sobald die Operation beendet ist. EKG ist eine einfache Möglichkeit, Einblick in die Veränderungen in den Myokard Stunden nach der Operation zu Tage auftreten, zu gewinnen. EKG zu den Zeitpunkten aufgezeichnet nach der Operation späten Entwicklung Q-Wellen anzeigt, fortgesetzt oder eine Verschlechterung Absterben von Gewebe offenbaren könnte. Allerdings effektiv Gage neue oder sich verschlechternde Elektrokardiographie-Marker, muss ein Basis-EKG zum Vergleich zur Verfügung stehen.

Dieses Protokoll wird zeigen, wie man sich vorbereiten, zu erhalten, und das EKG interpretieren Ischämie und Reperfusion der Maus Herz mit 8 bestätigen - 12 Wochen alten männlichen C57BL / 6-Mäuse.

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Protokoll

Alle chirurgischen Eingriffe an Tieren durchgeführt , sollte mit Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren 13 oder einer anderen geeigneten ethischen Richtlinien entsprechend durchgeführt werden. Protokolle sollten von der Tierschutzausschusses bei der entsprechenden Institution, bevor Sie fortfahren genehmigt werden.

1. Vorbereitung für die EKG

HINWEIS: Bevor Sie beginnen, don persönliche Schutzausrüstung einschließlich der Handschuhe, Brillen und einem sauberen Laborkittel oder Einweg-Kleid.

  1. Reinigen Sie die EKG-Pad mit einem Nicht-Alkohol und nicht-Bleich basierte Dekontaminationslösung. Verwenden Sie vorsichtig eine heikle Aufgabe wischen überschüssige Lösung abtupfen, um sicherzustellen, dass die Elektroden-Pad nicht beschädigt wird.
  2. Wenn das EKG-Pad eine Heizung Funktion hat, es zu benutzen. Narkotisierten Mäusen neigen schnell die Körperwärme zu verlieren. Erhitzen Sie das Pad auf 40-42 ° C bis normothermic Körpertemperatur von 37 ° C in der gesamten Operation 14 halten. Monitor-Körper TemperamentAture eine rektale Thermometer. Einstellen auflage Temperatur wie notwendig, um die Körpertemperatur ~ 37 ° C zu halten.
  3. Da die meisten Thorakotomie mit der Maus auf dem Rücken liegend (Rücken) durchgeführt werden, stellen Sie sicher, dass das Umschalten auf den "Rücken" Einstellung gekippt wird. Viele EKG-Pads haben eine Funktion zwischen Bauch- und Rückenlage zu wechseln. Fehler die richtige Orientierung zu wählen können in falsche Darstellung von Elektrokardiographie Ereignisse zur Folge haben.
  4. Anesthetize Maus mit 5% inhaliert Isofluran und 1 l / min Sauerstoff. Sobald die Maus betäubt, Transfer Maus auf EKG-Pad mit einer Anästhesie Nasenkegel ausgestattet und Isofluran bis 2% und 1 l / min Sauerstoff reduzieren. Bestätigen Sie die richtige Anästhesie mit der Maus gewährleistet nicht reagiert, wenn der Fuß des Maus mit einer Pinzette eingeklemmt wird.
  5. Eine dünne Schicht von Augen Schmierung Salbe über die Augen der Maus Trockenheit und Hornhautschäden zu verhindern, während narkotisiert.
  6. Reinigen Sie die Maus die Pfoten mit einem feuchten Tuch abwischen alle sichtbaren Betten zu entfernendas kann auf die Pfoten stuck sein oder kann mit der Übertragung von elektrischen Impulsen von den Pfoten an den ECG-Pad stören. Trockene Pfoten mit einem Tuch.
  7. Eine kleine Menge (etwas kleiner als ein USD dime) aus hochleitfähigem Elektrolyt-Gel zu jeder der vier Metallelektroden auf dem ECG-Pad.
    Hinweis: Achten Sie darauf, nur eine kleine Menge des Gels auftragen als zu viel Gel macht es schwierig, die Pfoten auf das Pad mit Klebeband zu begrenzen. Zusätzlich Pfoten sind wahrscheinlich aus der Zurückhaltung während der Operation zu rutschen, wenn sie vor dem Auftragen Band nass waren.
  8. Mit der Maus in Rückenlage, mit klarem medizinischem Klebeband jede Pfote an die entsprechende Elektrode (Abbildung 1) zu begrenzen. Drücken Sie zuerst auf jeder Pfote auf seine Stück Klebeband und dann das Band an den EKG-Pad haftet. Stellen Sie sicher, dass jeder zurückhaltender Pfote in Kontakt mit dem Elektrolyt-Gel und der Elektrode.

2. Der Erwerb der EKG

  1. Je nach Ausstattung für die EKG-Erfassung verwendet, confild der Maschine, so daß die EKG-Wellenform in Echtzeit sichtbar gemacht werden können. Für EKG-Aufzeichnungen die physiologischen Überwachungseinstellungen auf einer Echokardiographie Maschine, ein Live-B-Modus-Bild wird die EKG-Kurve entlang der Unterseite des Bildschirms ausgeführt haben.
    Hinweis: Siehe einzelnen Maschinen Anleitungen, um zu bestimmen, wie am besten, dass Geräte zu konfigurieren.
  2. Aktivieren Sie die Echtzeit-Visualisierung von EKG-Kurve durch die B-Modus-Taste auf einer Echokardiographie Maschine oder das Äquivalent auf andere EKG-Aufzeichnungsgeräte.
    1. Stellen Sie die Auflösung für die Unterschiede in der Amplitude zu berücksichtigen. Wenn die Spitze der R-Welle oder der Mulde (Tal) der Q-Welle aus dem Sichtrahmen sind, passen die Auflösung, bis die gesamte Höhe der Wellenform beobachtet werden.
      Hinweis: Dies kann unter physiologischen Einstellungen Registerkarte auf einer Echokardiographie Maschine durchgeführt werden. Klicken Sie auf die Zunahme oder Abnahme Pfeile, bis die gesamte Kurve sichtbar ist.
  3. Jedes Mal, dass ein Bild zu sein obtained, deaktivieren Sie das EKG-Pad von Werkzeugen. Das Berühren der Maus während der EKG-Aufzeichnung mit einer Pinzette oder den Fingern wird die Wellenform stören. Stellen Sie sicher, dass die Maus immer noch und unberührt auf dem EKG-Pad vor, nachdem alle EKGs Aufnahme.
  4. Verwenden Sie die "Record" der Maschine oder "Speicher" -Funktion vor chirurgischen Einschnitten auf der Maus zu machen. Dieses Bild wird als Grundlage für den Vergleich auf später verwendet werden.

3. Chirurgische Verfahren und Aufnahme-EKG

  1. Injizieren narkotisierten Maus mit schmerzlindernd (Buprenorphin, 1,5 ug, intraperitoneale) vor Beginn. Die Einzelheiten der Ischämie / Reperfusion chirurgische Verfahren kann auch an anderer Stelle 5 gefunden werden.
  2. Entfernen Sie Haare rund um die Operationsstelle chemisch oder mechanisch und desinfizieren Sie den Bereich mit Betadin Lösung. Verwenden Sie ein Skalpell einen vertikalen Schnitt parallel zu der Speiseröhre und der Luftröhre zu machen. Bewegen Sie die Lymphknoten an jeder Seite des Einschnitts, bis die dünne Gewebe bedeckt die Tracheaausgesetzt. Mit einer Pinzette, trennen Sie sanft in das Gewebe, bis die weißen Knorpelspangen der Luftröhre sichtbar sind.
    Hinweis: Wir verwenden in der Regel Nair Haarentfernung Lotion. Die Lotion wird für ca. 1 min auf der Operationsstelle aufgetragen. Nair wird dann abgewaschen gründlich Kochsalzlösung oder mit Wasser. Dieses Verfahren ist in unserem Labor bevorzugt, da hochauflösende Echokardiographie (die Haarfollikel erkennen kann) durchgeführt wird vor und nach der Operation. Vorsicht ist jedoch getroffen werden, um empfindliche Gebiete zu vermeiden, wie Genitalien, und dann gründlich Nair Abwaschen mögliche Verätzungen der Haut zu vermeiden.
  3. Schnell die Nase Maus entfernen Nasenkegel und Lüftungsschlauch in den Mund der Maus und in Richtung der Kehle ein. Wenn die Spitze des Beatmungsschlauch sichtbar durch die freiliegenden Nackenbereich wird, richten sich die Röhre mit dem Beginn der Luftröhre. Sanft wackeln die Röhre einer Seite zur anderen, während Aufwärtsdruck, bis der Schlauch gleitet in die Trachea Anwendung, die visuell bestätigt werden kann turch die transluzente Trachea.
  4. Stellen Sie sicher, dass die Maus während des Intubationsvorgang narkotisierten bleibt. Pause von Intubation und gibt die Maus an den Nasenkegel, wenn es zu rühren beginnt.
  5. Mit Hilfe einer Schleife der Schnur, die beiden vorderen Zähne der Maus Haken durch die Schlaufe und kleben Sie die Zeichenfolge endet mit dem EKG-Pad, um den Kopf der Maus zu stabilisieren und die Lüftungsschlauch, um sicherzustellen, nicht während der Operation zu bewegen. Schnell Belüftungsschlauch an Nagetieren Beatmungsgerät anschließen und Lüftungs Einstellungen entsprechend dem Gewicht der Maus anpassen. Bandlüftungsschlauch an Ort und Stelle.
  6. Decken Sie die freiliegenden Trachea-Maus mit einer Gaze in warmen Kochsalzlösung getränkten Gewebe zu halten vor dem Austrocknen.
  7. Machen Sie einen vertikalen Schnitt mit einem Skalpell entlang der linken Seite des Brustbeins verwendet wird.
  8. Mit einer Pinzette, trennen Sie vorsichtig die Fascia-Schicht von der Muskelschicht. Schneiden Sie vorsichtig die zugrunde liegenden Muskelschichten ohne sichtbare Blutgefäße zu schneiden.
  9. Mit einer Pinzette greifen die dritte Rippe und ziehennach oben sanft. Pflegen Griff auf der Rippe mit einer Hand und chirurgische Schere vorsichtig die intercostal Gewebe zwischen dem dritten und vierten Rippe geschnitten. Stellen Sie sicher, dass die Lungen nicht beschädigt werden.
    Hinweis: Lungs einzufahren tief in die Brusthöhle unmittelbar nach der Brusthöhle durch die chirurgische Inzision durchstochen wird durch den Verlust des Druckgradienten. Warten Sie, bis die Lungen, bevor Sie fortfahren zurückgezogen haben.
  10. Verwenden einer Pinzette zu greifen und vorsichtig auf die dünne Schicht des Perikards trennen, die das Herz umgibt.
  11. Legen Sie Retraktoren oder manuell verwenden Zange als Rippe Retraktoren die Rippen in eine Position zu bewegen, wo das Herz zwischen den Rippen sichtbar ist.
    Hinweis: Es ist üblich, die Maus des unteren linken Pfote zu bewegen, so dass sie die untere rechte Pfote während der Platzierung der Ligatur überlappen. Dies hilft, um das Herz zu positionieren, so dass die linke Herzohr oder Ohrmuschel, während der Platzierung der Ligatur leicht sichtbar ist. Seien Sie sich bewusst, dass gültige EKG waveforms nicht erhalten werden, während die untere linke Pfote aus der Elektrode ist. Aus diesem Grund ist es ratsam, die Pfote zu seiner Elektrode zurückzukehren, nachdem das Vernähen Ligatur durch das Myokard-Gewebe geführt wird, aber bevor ein Knoten festgezogen wird.
  12. Suchen Sie die LAD visuell, unter dem linken Ohrmuschel. Geschwind legen Sie eine 7-0 Seide verjüngte Nähnadel in das Myokard tief genug unter der LAD zu passieren, aber nicht so tief, wie die LV Hohlraum eindringen. Ziehen Sie das Vernähen Ligatur durch, bis es etwa 4 cm von Vernähen Seide links auf dem freien (nicht-Nadel) Ende des Nähens Ligatur.
  13. Beginnen Sie mit einem einfachen Naht Knoten zu binden. Sobald das freie Ende des Nähens Seide hat den Knoten durch die Schlaufen zu bilden, Pause gezogen worden.
  14. sowohl die freien und Nadelenden des Nähens Seide mit einer Pinzette halten, legen Sie eine ca. 1 cm langen Abschnitt von PE-10 Schlauch unterhalb der Form Knoten und oben auf der epikardialen Oberfläche.
  15. Wenn die linke Pfote Maus gekreuzt wird, kehren die Pfote auf seine Propro Elektrode. Ziehen Sie Knoten, so dass die PE-10 Schlauch an das Herz vernäht. Lassen Sie alle physischen Kontakt mit der Maus zu ermöglichen EKG aufgezeichnet werden.
  16. Lassen Sie EKG-Kurve, um durch die für ~ 10 Sekunden. Prüfen Sie das EKG-Wellenform visuell und Rekordwellenform als "Time of Occlusion". Wenn die T-Welle innerhalb von 1 min in der Amplitude nicht erhöht, neu bewerten Platzierung der Ligatur.
    1. Wenn die T-Wellen-Amplitude nicht erhöht, entweder zu verwerfen, das Tier aus der Studie oder versuchen, die Ligatur Platzierung zu korrigieren.
  17. Sichtkontrolle der Farbe des Myokard ischämischen paling des LV zu bestätigen.
  18. Wenn EKG-Veränderungen und myokardiale Ischämie Farbänderungen, doppelten Knoten der Naht um den PE-10 Schlauch an.
  19. Decken Sie die offene Brusthöhle mit warmem Salz Gaze.
  20. Nehmen Sie EKG alle 5-10 min für die Dauer der ischämischen Periode.

4. Bestätigung der Reperfusion EKG Verwendung

  1. Entfernen Sie Kochsalzlösung getränkten BuchtRing der Brusthöhle und zu visualisieren, das Herz.
  2. Verwenden Sie eine Klinge die Vernähen Seide oben auf dem PE-10 Schlauch zu schneiden. Sobald die Ligatur geschnitten wird, entfernen Sie den Abschnitt von PE-10 Schlauch und sanft die Vernähen Ligatur aus dem Myokard zu entfernen.
  3. Lassen Sie alle physischen Kontakt mit der Maus und lassen Sie die EKG-Kurve ~ 10 sec zu Zyklus. Nehmen Sie Wellenform als "Zeit der Reperfusion." Weiter zur EKG-Kurven alle 5-10 Minuten, bis die gewünschte Versuchszeitpunkt erreicht ist aufzuzeichnen.
  4. Passen Sie die Auflösung für Änderungen in der Amplitude nach Bedarf. Wenn die T-Welle ändert sich nicht beim Entfernen des PE-10 Schlauch und Ligatur wird Reperfusion nicht bestätigt.
    1. Wenn die T-Welle ändert sich nicht beim Entfernen von Schläuchen, entweder zu verwerfen, das Tier aus der Studie oder versuchen, die Ligatur Platzierung zu korrigieren.
  5. Sichtprüfung Myokard Reperfusion durch Rückkehr in rote Farbe zusätzlich bestätigen.
  6. Schließen Brusthöhle durch den ICR mit einem 5-0 VernähenSeidennaht während sanften Druck auf die Brust des Maus Anwendung überschüssige Luft zu entfernen, die während der Operation eingetreten ist. Dann nähen die Muskelschichten und schließlich die Haut. Hinweis: Anwenden von Druck auf die Brusthöhle kann nicht ausreichend sein, um die Brusthöhle von Luft in allen Mäusen zu evakuieren. Daher sollte die Spritze und Nadel Verfahren der Evakuierung verwendet werden, um sicherzustellen, dass die gesamte Luft ausgetrieben worden ist.
  7. Nehmen Sie die letzte EKG vor inhalativen Anästhesie ab und entfernen Sie die Maus des Pfoten von den Elektroden drehen. Erhöhen Sie Sauerstoff zu 2 l / min und halten Belüftung, bis die Maus das Bewusstsein wiedererlangt.
  8. Lassen Sie die Maus eine konstante Temperatur kontrollierten Umgebung, zB Heizkissen oder warmen Inkubator zu erholen, Infarkt Variabilität zu vermeiden. Behandeln Sie die Maus mit Buprenorphin 24 Stunden nach der Operation und dann benötigt, wie sie durch die Maus Grimasse Skala angezeigt.
    Hinweis: Verfahren zur Reperfusion wird auch im Detail von Xu et al diskutiert 5.

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Ergebnisse

Eine normale Maus - ECG ist in Figur 2 mit alphabetischen Markierungen für elektrische Ereignisse P, Q, R, S, J und T. P angezeigt ist die anfängliche Vorhofdepolarisation. QRS ist die Welle der Depolarisation über den Ventrikeln. J ist eine frühe Repolarisation und T heterogenen Repolarisation stellt auch als Recovery - 11 bekannt. Es ist zu beachten , dass viele Labors verwenden Sie nicht die J-Welle Nomenklatur und stattdessen beziehen sich auf die SJT-Segm...

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Diskussion

Mit EKG-Veränderungen als eine ergänzende Methode für myokardiale Ischämie und Reperfusion bestätigt die genaue Platzierung des verdeck Ligatur gewährleistet. Die Genauigkeit der Ligatur Platzierung ist entscheidend für die Datenvariabilität unter den Tieren zu reduzieren. Die LAD in einem Maus-Herz ist eine schwierige Arterie zu visualisieren. Daher kann mit Veränderungen im Elektrokardiogramm visuelle Blässe Ergänzung wird dazu beitragen, die korrekte Platzierung der Ligatur und daraus resultierende Gewebeschäden gewä...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch Merit Review Awards (BX002332 und BX000640) vom Biomedical Laboratory Research and Development Service des Veterans Affairs Office of Research and Development, National Institutes of Health (R15HL129140) und Mittel aus dem Institutional Research and Improvement Account unterstützt. Das Projekt wird teilweise durch das Stipendium der National Institutes of Health C06RR0306551 unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Vevo 1100Fujifilm
Visual Sonics		Echokardiographie-Gerät
Maus-HandhabungsplatteFujifilm
Visual Sonics Beheizte		EKG-Platte
Signa-GelHochleitfähiges
Multi-Elektroden-GelParker15-25Purpose Elektrolyt
Transpore Medical Tape3M1527-0
PI-Spray IIPharmaceutical InnovationsNDC 36-2013-25Reinigungsmittel für EKG-Platte
C57Bl6 MäuseThe Jackson Laboratory000664Männlich, 8 - 12 Wochen
IsoThesia-IsofluranHenry ScheinNDC 1169-0500-1
ExcelMicrosoft
Systane Nachtschmiermittel AugensalbeAlcon65050935
7-0 Perma-Hand SeidennähteEthicon640.O32
5-0 Perma-Hand SeidennähteEthiconK809. O32
Chirurgische SchereROBOZRS-5881
PinzetteFine Science Tools11052-10
GauzeBio Nuclear Diagnostics IncDIS-022B
NadelhalterFine Science Tools12565-14
Buprenex CIII Patterson Veterinary0-891-9756Buprenorphinhydrochlorid Analgetikum 
BetadinePurdue Products67618-150-08
NairChurch und Dwight Co.NRSL-22339-05

Referenzen

  1. Kochanek, K. D., Murphy, S. L., Xu, J. Deaths: Final Data for 2011. Natl Vital Stat Rep. 63 (3), 1-120 (2015).
  2. World Health Organization. The 10 leading causes of death in the world. , Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs310/en/ (2012).
  3. Klabunde, R. E. Cardiovascular Physiology Concepts 2edn. , Wolters Kluwer Health Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 243(2012).
  4. Bhardwaj, R., Kandoria, A., Sharma, R. Myocardial infarction in young adults-risk factors and pattern of coronary artery involvement. Niger Med J. 55 (1), 44-47 (2014).
  5. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. J Vis Exp. (86), (2014).
  6. Fernández, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. J Anat. 212 (1), 12-18 (2008).
  7. Thaler, M. S. The Only EKG Book You'll Ever Need. , Lippincott Williams & Wilkins. Philadelphia. 4 edn (2003).
  8. Poirier, P. Exercise, heart rate variability, and longevity: the cocoon mystery? Circulation. 129 (21), 2085-2087 (2014).
  9. Boudoulas, K. D., Borer, J. S., Boudoulas, H. Heart Rate, Life Expectancy and the Cardiovascular System: Therapeutic Considerations. Cardiology. 132 (4), 199-212 (2015).
  10. Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. Mouse electrocardiography: an interval of thirty years. Cardiovasc Res. 45 (1), 231-237 (2000).
  11. Boukens, B. J., Rivaud, M. R., Rentschler, S., Coronel, R. Misinterpretation of the mouse ECG: 'musing the waves of Mus musculus. J Physiol. 592 (21), 4613-4626 (2014).
  12. O'Gara, P. T., et al. ACCF/AHA guideline for the management of ST-elevation myocardial infarction: executive summary: a report of the American College of Cardiology Foundation/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines: developed in collaboration with the American College of Emergency Physicians and Society for Cardiovascular Angiography and Interventions. Catheter Cardiovasc Interv. 82 (1), E1-E27 (2013).
  13. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , National Academies Press. Washington DC. 8 edn (2011).
  14. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).
  15. Jong, W. M., et al. Reduced acute myocardial ischemia-reperfusion injury in IL-6-deficient mice employing a closed-chest model. Inflamm Res. 65 (6), 489-499 (2016).
  16. Nadtochiy, S. M., et al. In vivo cardioprotection by S-nitroso-2-mercaptopropionyl glycine. J Mol Cell Cardiol. 46 (6), 960-968 (2009).
  17. Preda, M. B., Burlacu, A. Electrocardiography as a tool for validating myocardial ischemia-reperfusion procedures in mice. Comp Med. 60 (6), 443-447 (2010).
  18. Speerschneider, T., Thomsen, M. B. Physiology and analysis of the electrocardiographic T wave in mice. Acta Physiol (Oxf. 209 (4), 262-271 (2013).
  19. Kersten, J. R., Schmeling, T. J., Pagel, P. S., Gross, G. J., Warltier, D. C. Isoflurane mimics ischemic preconditioning via activation of K(ATP) channels: reduction of myocardial infarct size with an acute memory phase. Anesthesiology. 87 (2), 361-370 (1997).
  20. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53 (1), E55-E69 (2012).
  21. Curtis, M. J., et al. The Lambeth Conventions (II): guidelines for the study of animal and human ventricular and supraventricular arrhythmias. Pharmacol Ther. 139 (2), 213-248 (2013).

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Nachdrucke und Genehmigungen

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