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Methodenartikel

Der Nachweis von Inter-chromosomale Stable Abberationen durch Mehrfachfluoreszenz

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DOI:

10.3791/55162

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11. Januar 2017

 ,  , 
1Division of Radiation Health, Department of Pharmaceutical Sciences, College of Pharmacy, University of Arkansas for Medical Sciences, 2Department of Environmental Health, Fay W. Boozman School of Public Health, University of Arkansas for Medical Sciences, 3Surgical Service, Central Arkansas Veterans Healthcare System

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Nützlichkeit der multiplen Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (mFISH) und der spektralen Karyotypisierung (SKY) bei der Identifizierung interchromosomaler stabiler Aberrationen in den Knochenmarkzellen von Mäusen nach Exposition gegenüber Ganzkörperbestrahlung.

Zusammenfassung

Ionisierende Strahlung (IR) induziert zahlreiche stabile und instabile Chromosomenaberrationen. Instabile Aberrationen, bei denen die Chromosomenmorphologie erheblich beeinträchtigt ist, können mit herkömmlichen Chromosomenfärbetechniken leicht identifiziert werden. Der Nachweis stabiler Aberrationen, bei denen genetisches Material ausgetauscht oder translokiert wird, ohne dass die Chromosomenmorphologie wesentlich verändert wird, erfordert jedoch ausgeklügelte Chromosomenmaltechniken, die auf der In-situ-Hybridisierung von fluoreszenzmarkierten DNA-Sonden beruhen, einer Chromosomenmaltechnik, die im Volksmund als Fluoreszenz in situ bekannt ist Hybridisierung (FISH). FISH-Sonden können spezifisch für ganze(s) Chromosom(en) oder für präzise Unterregionen auf Chromosom(en) sein. Die Methode ermöglicht nicht nur die Visualisierung stabiler Aberrationen, sondern auch den Nachweis des Chromosoms bzw. der spezifischen DNA-Sequenzen, die an einer bestimmten Aberrationsbildung beteiligt sind. In der Zytogenetik steht eine Vielzahl von Chromosomenmaltechniken zur Verfügung; hier werden zwei hochempfindliche Methoden, die multiple Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (mFISH) und die spektrale Karyotypisierung (SKY), diskutiert, um interchromosomale stabile Aberrationen zu identifizieren, die sich in den Knochenmarkzellen von Mäusen nach Ganzkörperbestrahlung bilden. Obwohl beide Techniken auf fluoreszenzmarkierten DNA-Sonden beruhen, unterscheiden sich die Detektionsmethode und der Prozess der Bildaufnahme der Fluoreszenzsignale. Diese beiden Techniken wurden in verschiedenen Forschungsbereichen eingesetzt, wie z.B. in der Strahlenbiologie, der Krebszytogenetik, der retrospektiven Strahlenbiodosimetrie, der klinischen Zytogenetik, der evolutionären Zytogenetik und der vergleichenden Zytogenetik.

Einleitung

Die beiden zuverlässigsten Methoden zur Identifizierung strahleninduzierter interchromosomaler stabiler Aberrationen sind die multiple Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (mFISH), die die gleichzeitige Bemalung von zwei oder mehr Chromosomen ermöglicht, und die spektrale Karyotypisierung (SKY), die jedem homologen Chromosomenpaar im Genom eine eindeutige Farbe verleiht. Im Gegensatz zu instabilen Aberrationen sind stabile Aberrationen von Natur aus persistent und können sich über mehrere Generationen in bestrahlten Populationen vermehren1 und gelten als kritische molekulare "Signaturen" für strahleninduzierte zytogenetische Läsionen2. Studien verschiedener Gruppen haben gezeigt, dass stabile Aberrationen mit der Pathogenese und Entwicklung einer Reihe von Krankheiten, einschließlich Krebs, verbunden sind3. Vor der Ära der Chromosomenmalerei (auch als molekulare Zytogenetik bezeichnet) war die konventionelle G-Banding-Technik die einzige Methode, um stabile Chromosomenaberrationen nachzuweisen. Die Chromosomenbandierung ist jedoch eine Herausforderung für Zytogenetiker, da die Auflösung begrenzt ist, die Reproduzierbarkeit unsicher ist, es sich um ein arbeitsintensives Verfahren handelt und für eine zuverlässige Dateninterpretation hochqualifizierte und erfahrene Zytogenetiker erforderlich sind4. Darüber hinaus ermöglicht die klassische Banding-Technik nicht den Nachweis komplexer chromosomaler Umlagerungen, bei denen drei oder mehr Brüche aufeinander verteilt sind, was eine häufige Folge von Strahlenschäden ist. Komplexe Aberrationen können bei Individuen viele Jahre nach der Strahlenexposition bestehen bleiben, was sie für die retrospektive Biodosimetrie nützlich macht5. Daher war ein alternativer Ansatz erforderlich, um die Einschränkungen herkömmlicher Banding-Techniken zum Nachweis stabiler chromosomaler Umlagerungen zu überwinden.

In den späten 1960er Jahren leitete die Pionierarbeit von Gall und Pardue (1969) zur molekularen Hybridisierung mit Nukleinsäuresonden, die mit radioaktivem Material markiert wurden, eine neue Ära auf dem Gebiet der Zytogenetik ein, die den Nachweis einer spezifischen DNA-Sequenz auf den Chromosomen6 ermöglichte. Die Verwendung von radioaktiven Sonden für die molekulare Hybridisierung hatte jedoch mehrere Nachteile: Radioaktive Sonden sind relativ instabil, die Sondenaktivität hängt vom radioaktiven Zerfall des verwendeten Isotops ab, die Hybridisierung dauert länger, die Auflösung ist begrenzt, die Sonden sind relativ kostspielig und die radioaktiven Materialien sind gesundheitsgefährdend. Daher wurde es notwendig, nicht-radioaktive Sonden zu entwickeln und zu konstruieren. Die Einführung von fluoreszenzmarkierten Nukleinsäuresonden in den 1980er und 1990er Jahren überwand die Einschränkungen radioaktiver Sonden und verbesserte die Sicherheit, Empfindlichkeit und Spezifität der Hybridisierungstechnik7-10 erheblich. Fluoreszierende Sonden erzeugen extrem helle Signale, wenn sie unter Fluoreszenzmikroskopen betrachtet werden, die mit den entsprechenden Anregungs- und Emissionsfiltern ausgestattet sind. Jeder Verlust, Gewinn oder jede Neuanordnung von fluoreszierend markierten Chromosomen oder einem Teil des Chromosoms ist mit dieser FISH-Technik leicht identifizierbar.

Die Analyse von Chromosomenaberrationen durch FISH-Malerei hat im Laufe der Jahre zu deutlichen Fortschritten in der zytogenetischen Forschung geführt. Die Entwicklung von fluoreszenzmarkierten Sonden für spezifische Anwendungen, die von locusspezifischen Sonden bis hin zu Ganzchromosomen-Malsonden reichen, hat das Feld erheblich vorangebracht. Dies hat auch den Nachweis von submikroskopischen ("kryptischen") Umlagerungen erleichtert, die mit herkömmlicher Chromosomenbandierung nicht möglich waren. Die Chromosomenmalerei mit mFISH und SKY hat sich als wertvolles Werkzeug für die Identifizierung einfacher und komplexer interchromosomaler Umlagerungen erwiesen. Die Grundprinzipien für beide Techniken sind ähnlich, aber die Methode zur Detektion und Unterscheidung des Fluoreszenzsignals nach in situ-Hybridisierung und der Prozess der Bildaufnahme sind unterschiedlich. In mFISH werden separate Bilder von jedem der vier Fluorochrome mit Hilfe von Schmalbandpassmikroskopfiltern aufgenommen; Anschließend wird eine spezielle Software verwendet, um die Bilder zu kombinieren. Bei SKY basiert die Bildaufnahme auf einer Kombination aus Epifluoreszenzmikroskopie, ladungsgekoppelter Bildgebung und Fourierspektroskopie, die die Messung des gesamten Emissionsspektrums mit einer einzigen Belichtung an allen Bildpunkten ermöglicht. Sowohl in mFISH als auch in SKY werden monochrome Bilder unabhängig voneinander aufgenommen, dann zusammengeführt und schließlich den Chromosomen in monochromatischen Bildern einzigartige Pseudofarben zugewiesen, die auf dem spezifischen Farbstoff basieren, der an jede Fluorochromsonde gebunden ist.

Der Beitrag der mFISH- und SKY-Analyse auf dem Gebiet der Strahlenbiologie ist bemerkenswert, insbesondere für die retrospektive Dosisabschätzung der Exposition des Menschen gegenüber IR (Strahlenbiodosimetrie)11-14, die Risikobewertung von Strahlenkarzinogenese15 sowie die Erkennung und Risikoabschätzung von strahlentherapiebedingten Sekundärkrebserkrankungen16. Eine kürzlich durchgeführte Studie an Mäusen hat gezeigt, dass eine FISH-basierte Chromosomenmaltechnik auch ein wichtiges Instrument zur Bewertung der Wirksamkeit von Strahlungsgegenmaßnahmen ist17. In der vorliegenden Studie wurde der Einfluss der Strahlenexposition des gesamten Körpers auf die Induktion stabiler Chromosomenaberrationen in den Knochenmarkzellen von Mäusen mit Hilfe von mFISH- und SKY-Techniken nachgewiesen.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden in strikter Übereinstimmung mit den Empfehlungen im Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren der National Institutes of Health durchgeführt. Das Tier Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Use Committee der University of Arkansas for Medical Sciences genehmigt. 15 Stundentakt von frischer Luft und den freien Zugang zu Standard-Nagerfutter und Wasser - Alle Tiere wurden mit 10 bei 20 ± 2 ° C unter Standard klimatisierten Tieranlage untergebracht. Bei der Ankunft wurden die Mäuse für 1 Woche in Quarantäne gehalten und zertifiziertes Nagerfutter zur Verfügung gestellt.

1.Radiation Belichtung und In - vivo - Arrest von Metaphasezellen

  1. Expose un-narkotisierten Mäusen 2 Gy Ganzkörperbestrahlung in einer Bestrahlungskammer. Während der Bestrahlung statt Mäuse in einem gut belüfteten Aufnahmekammer sicherstellen, dass sie sich nicht frei bewegen und eine einheitliche Dosis erhalten.
  2. Inject 100 ul von 0,05% Colchicin-Lösung (colchicine Pulver Calcium und Magnesium-freiem PBS gelöst in) intraperitoneal unter Verwendung einer 25 G Nadel befestigt mit 1 ml Einwegspritze. Vermeiden Sie direkte Injektion in jedem Organ.
  3. Lassen Sie das Tier in den Käfig für 2 h vor Knochenmarkzellernte. Beobachten Sie das Tier auf Anzeichen von Schmerzen oder Leiden.

2. Knochenmarkzellernte und Isolierung von Knochenmark mononukleären Zellen durch Dichtegradientenzentrifugation

  1. Euthanize die Maus durch CO 2 Ersticken.
  2. Spray 70% Ethanol auf der dorsalen und ventralen Seite.
  3. Machen Sie eine 2 cm lange Inzision auf der Bauchhaut mit einer scharfen Schere. Fassen Sie die Haut auf beiden Seiten des Einschnitts mit stumpfen Pinzette und ziehen Sie vorsichtig die Bauchmuskeln zu öffnen.
  4. Schneiden Sie sowohl die Hinterbeine mit einer Schere und sofort legen Sie sie in vorgekühlte PBS mit 4% FBS.
  5. sorgfältig reinigen, alle an den hinteren Gliedmaßen mit einem scharfen Rasierklinge und Baumwolle Mullbinde ansetzenden Muskeln.
  6. Trennen Sie die Tibia vom Femur. Schneiden Sie die beiden Spitzen jedes Knochen mit einer Rasierklinge.
  7. Spülen des Inhalts des Knochenmarks mit 3 ml PBS (mit 4% FBS) unter Verwendung einer 23 G-Nadel an einer 3 ml Spritze und sammeln den Inhalt in ein 15 ml Zentrifugenröhrchen. Übergeben Sie die Zellsuspension mindestens 10 Mal durch die Nadel eine Einzelzellsuspension zu machen.
  8. Overlay sorgfältig die Zellsuspension auf einem gleichen Volumen von Lymphozytentrennmedium (3 ml), ohne die Schnittstelle zwischen der Zellsuspension und Lymphozyten-Separationsmedium zu stören. Zentrifuge bei 400 × g für 30 min bei Raumtemperatur.
  9. Sammeln Sie die Leukozytenmanschette vorsichtig, ohne zu stören die anderen Schichten und die Übertragung in einem neuen 15 ml Zentrifugenröhrchen.

3. Herstellung von Metaphase Zelle Aufstriche

  1. 10 mL PBS auf das Rohr die buffy coat enthält.
  2. Zentrifuge bei 400 × g für 5 min bei Raumtemperatur.
  3. Entfernen Sie vorsichtig den Überstand. Dann brechen ter Pellet mit leichtes Klopfen Zelle und 10 ml PBS hinzufügen.
  4. Zentrifuge bei 400 × g für 5 min bei Raumtemperatur.
  5. Entfernen Sie den Überstand ohne das Zellpellet zu stören, brechen das Pellet auf, und 4 ml vorgewärmten hypotone 0,075 M Kaliumchloridlösung. In hypotone Lösung tropfenweise mit sanften konstantem Schütteln.
  6. Inkubiere Zellen für 20 min bei 37 ° C in einem Wasserbad.
  7. Nach dem hypotonischer Behandlung, ein gleiches Volumen (4 ml) Fixiermittel (Methanol: Eisessig, 3: 1 v / v) vorsichtig in den 15 ml-Röhrchen und mischen Sie den Schlauch durch Umkehren.
  8. Zentrifuge bei 400 xg für 5 min bei Raumtemperatur und den Überstand verwerfen.
  9. Brechen Sie das Zellpellet mit von sanften Wirbel für ein paar Sekunden, gefolgt tippen und 3 ml Fixierungslösung tropfenweise mit konstantem Schütteln.
  10. Inkubieren für 30 min bei Raumtemperatur und dann bei 400 xg für 5 min zentrifugieren.
  11. Entfernen Sie den Überstand, brechen die Zellpellet mit gent uple tippen und 3 ml frisches Fixiermittel.
  12. Zentrifuge bei 400 xg für 5 min bei Raumtemperatur, und entfernen Sie den Überstand. Brechen Sie das Zellpellet mit leichtes Klopfen auf, und fügen Sie frische 3 ml Fixiermittel.
  13. Wiederholen Sie Schritt 3.12 zweimal.
  14. Zentrifuge bei 400 × g für 5 min bei Raumtemperatur und Entfernen von Überstand ohne das Zellpellet zu stören. Dann fügen Sie 400 bis 600 & mgr; l Fixiermittel und gründlich mischen mit Pipettieren.
  15. Drop-30 & mgr; l fixierten Zellen auf vorgereinigte und nassen Rutschen bei einem Winkel von 45 ° geneigt und lassen Sie die Folien an der Luft trocknen über Nacht vollständig.

4. Maus Chromosome Painting von MFISH

  1. Chromosome Denaturierung
    1. Legen Sie die Folie mit der Metaphase Zelle Aufstriche in 2 × SSC für 2 Minuten bei Raumtemperatur.
    2. Entwässern Sie die Folie durch serielle Ethanol Waschen für jeweils 2 Min in 70%, 80% und 100%. bei 65 ° C für 60 min inkubieren.
    3. Vorheizen 40 ml Denaturierungslösung (70% Formamid / 2x SSC; pH 7,0) auf 70 ° C (± 2 ° C) in einem Glas Coplin jar für 30 min. Denaturieren Chromosomen durch die Folie in vorgewärmten Denaturierungslösung Inkubation mit 1 - 1,5 min.
    4. Quench rutschen sofort in eiskaltem 70% Ethanol für 2 min die Denaturierung als auch zu stoppen, zu verhindern, dass die denaturierten Chromosomen wieder Glühen. Dann Dehydratisieren mit 80% Ethanol für 2 min durch Waschen. Wiederholen des Ethanols Wäsche mit 100% Ethanol für 2 min. vollständig trocknen die Folie bei Raumtemperatur.
  2. Denaturierung und Hybridisierung der Sonde Mischung
    1. Kurz die Sondenmischung vom Hersteller geliefert, Zentrifuge, übertragen 10 & mgr; l Probenmischung in einen 500 & mgr; l Kappe Zentrifugenröhrchen schnappen, und für 7 min bei 80 ° C (± 2 ° C) in einem Wasserbad durch Inkubation denaturieren.
    2. Platzieren Sie die Zentrifugenröhrchen mit Probenmischung in einem Wasserbad bei 37 ° C für 10 min.
    3. Tragen Sie die denaturierte Sonde Mischung auf den Objektträger mit denaturierten chromosomes.
    4. Deckel vorsichtig den Bereich mit einem 18 mm x 18 mm Deckglas und beseitigen alle sichtbaren Luftblasen durch sehr sanft das Deckglas drücken gleiten. Dichten Sie alle vier Seiten des Deckglases mit Gummizement und Inkubation für 12 h bis 16 h im Dunkeln bei 37 ° C in einer befeuchteten Kammer für die Hybridisierung.
  3. Beitrag Hybridization Waschen und Nachweis
    1. Entfernen Sie vorsichtig den Gummizement und das Deckglas.
    2. Ort Schieber in vorgewärmten 0,4x SSC bei 74 ° C (± 2 ° C) für 5 min.
    3. Wasch slide in Waschlösung II (4x SSC / 0,1% Tween-20) für 2 min.
    4. Legen Sie 20 & mgr; l anti-fade Eindeckmedium mit DAPI counterstain (1,5 ug / ml) geben und mit einem Deckglas. Drücken Sie vorsichtig auf Deckglas mit Labor Gewebe, um Luftblasen und überschüssige Montagelösung zu entfernen. Seal die Ränder des Deckglases mit Nagellack.
    5. Blick gleitet ein Fluoreszenzmikroskop mit geeigneten Filtern.

5. Spektrale Karyotypisierung (SKY) von Maus-Chromosome

  1. Chromosome und Probe Denaturierung
    1. Äquilibrieren Folie in 2x SSC bei Raumtemperatur für 2 Minuten, ohne Schütteln.
    2. Dehydratisieren Folie in einer Ethanolreihe (70%, 80% und 100% Ethanol) für 2 min jeweils bei Raumtemperatur. Der Luft trocknen die Folie, um das Ethanol vollständig zu entfernen.
    3. Warme 40 ml Denaturierungslösung (70% Formamid / 2 × SSC, pH 7,0) in einem Glas Glasküvette 30 min.
    4. Inkubiere Objektträger in vorgewärmten Denaturierungslösung für 1 bis 1,5 min.
    5. Tauchen Sie sofort das Abgleiten in eiskaltem 70% Ethanol für 2 min die Denaturierung als auch zu stoppen, wie auf die denaturierten Chromosomen wieder Glühen verhindern.
    6. Entwässern die Folie, indem sie in 80% Ethanol für 2 min und dann in 100% Ethanol für 2 min bei Raumtemperatur setzt.
    7. Denaturieren die SKY-Sonde (Vial # 1 durch Hersteller mitgeliefert) in einem Wasserbad auf 80 ° C (± 2 ° C)7 min, und legen Sie dann sofort in ein anderes Wasserbad für 10 min auf 37 ° C eingestellt.
  2. Sondenhybridisierung
    1. Fügen Sie 10 ul der denaturierten SKY-Sonde auf die denaturierten Chromosomen.
    2. eine 18 mm x 18 mm Deckglas auf den SKY-Sonde vorsichtig platzieren, so dass keine Luftblasen unter dem Deckglas gefangen sind.
    3. Seal die Ränder des Deckglases mit Gummi-Zement.
    4. Legen Sie die Folie in einer angefeuchteten lichtundurchlässigen Kammer und Inkubation im Dunkeln bei 37 ° C für 24 h bis 36 h.
  3. Post-Hybridisierung Waschen und Fluoreszenzdetektion
    1. Entfernen Sie Gummizement sehr vorsichtig, ohne das Deckglas zu stören.
    2. Legen Sie die Folie in vorgewärmten schnelle Waschlösung (0,4x SSC) bei 72 ° C (± 2 ° C) für 5 min unter konstantem Schütteln. Tauchen Abgleiten in die Waschlösung III (4x SSC / 0,1% Tween 20) und Inkubation für 1 min unter Schütteln.
    3. Optional: Fügen Sie 80 ul Blockingreagenz(Flasche # 2 durch Hersteller mitgeliefert) auf dem Gebiet der Hybridisierung, legen Sie eine 24 mm x 60 mm Kunststoff-Deckglas, und für 30 min in einer feuchten Kammer bei 37 ° C im Dunkeln inkubiert.
    4. Sie vorsichtig die Kunststoffdeckglas entfernen und den Schlitten mit vorgewärmten (45 ° C) Waschlösung III 5 min waschen.
    5. Bewerben 80 ul von Cy5 Färbungsreagens (Fläschchen # 3 durch Hersteller geliefert), legen Sie eine 24 mm x 60 mm Kunststoff-Deckglas, und bei 37 ° C im Dunkeln für 40 min in einer feuchten Kammer.
    6. Tauchen Sie den Schlitten in ein Glas Coplin Gefäß mit vorgewärmten (45 ° C) Waschlösung III (4x SSC / 0,1% Tween 20) und Inkubation bei 45 ° C in einem Wasserbad für 2 Minuten unter Schütteln. Wiederholen Sie diesen Waschschritt 3 mal.
    7. Bewerben 80 ul von Cy5.5 Färbungsreagens (Fläschchen # 4 durch Hersteller geliefert), legen Sie eine 24 mm x 60 mm Kunststoff-Deckglas, und bei 37 ° C im Dunkeln für 40 min in einer feuchten Kammer.
    8. Waschen Sie die Schieber 3 mal mit vorgewärmten (45 ºC) Waschlösung III.
    9. Halten Sie die Folie in einer gekippten Position gegen ein Papiertuch, um überschüssige Flüssigkeit abfließen kann. In 20 & mgr; l anti-fade DAPI-Reagenz (Fläschchen # 5 vom Hersteller geliefert) und legen Sie vorsichtig mit einem 24 mm x 60 mm Deckglas ohne Luftblasen einzuführen. Seal die Ränder des Deckglases mit Nagellack und beobachten mit einem Epifluoreszenz-Mikroskop für die Erfassung von SKY Bilder ausgestattet.

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Ergebnisse

Gesamtkörperbestrahlung induziert zahlreiche Chromosomenaberrationen in den Knochenmarkzellen von bestrahlten Mäusen. Das aktuelle Protokoll wird für die in - vivo - mitotischen Arrest von Knochenmarkzellen nach Strahlenexposition optimiert, Ernte von Knochenmarkszellen von den Hinterbeinen von bestrahlten Mäusen, die Isolierung von Knochenmark mononukleären Zellen durch Dichtegradientenzentrifugation, die Vorbereitung der Metaphase Zelle ausbreitet, und die anschließen...

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Diskussion

Mehrere wichtige Schritte bestimmen den Erfolg von MFISH und SKY. Der erste und wichtigste Schritt ist es, die Colchicin - Behandlung für in vivo mitotischen Arrest der Knochenmark mononukleäre Zellen zu optimieren. Die Colchicin Konzentration und die Behandlungszeit der mitotischen Index sowie Chromosomenkondensation-zwei wichtige Voraussetzungen für eine effektive chromosome painting einzeln oder gemeinsam bestimmen. Eine hohe Konzentration Colchicin oder längere Behandlungszeit führt zu hoch kondensierter Ch...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Diese Studie wurde von Arkansas Raum Grants Consortium und National Space Biomedical Research Institute durch National Aeronautics and Space Administration unterstützt wurde, gewährt NNX15AK32A (RP) und RE03701 (MH-J) und P20 GM109005 (MH-J) und die US Veterans Administration ( MH-J). Wir danken Christopher Fettes, Programm-Koordinator für die Abteilung für Umwelt- und Arbeitsmedizin an der University of Arkansas for Medical Sciences, für redaktionelle Unterstützung bei der Vorbereitung des Manuskripts.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
FormamidSigma-Aldrich221198-100ML
SSC Puffer 20 x KonzentratSigma-AldrichS6639-1L
SKY Laborreagenz fürMaus Applied Spectral ImagingFPRPR0030/M40
CAD - Konzentriertes Antikörper-Detektionskitfür angewandte spektrale BildgebungFPRPR0033
einzelnen Farben kundenspezifisch - 3 Farben; Maus-Chromosom 1: Rot, Maus-Chromosom 2: Grün, Maus-Chromosom 3: AquaApplied Spectral ImagingFPRPR0182/10
Glas-DeckgläserFisher Scientific12-545B
Tween 20Fisher ScientificBP337-100
Salzsäure, 37%, Acros OrganicsFisher ScientificAC45055-0025 
Fisherbrand Glasfärbeschalen  mit SchraubverschlussFisher Scientific08-816
KaryoMAX Kaliumchlorid-Lösung Life Technologies10575-090
Fisherbrand Superfrost Plus ObjektträgerFisher Scientific12-550-15
Colcemid PulverFisher Scientific50-464-757 
Histopaque-1083 Sigma-Aldrich10831
Shepherd Mark I, Modell 25 137Cs BestrahlungsgerätJ. L. Shepherd & AssociatesModel 484B
Spritze 1 mLBD Biosciences647911
Ethylalkohol, 200 ProofFisher ScientificMEX02761
PBS, (1x PBS Liq.), ohne Calcium und MagnesiumFisher ScientificICN1860454
fötales RinderserumFisher Scientific10-437-010
MethanolFisher ScientificA454SK-4
EisessigFisher ScientificAC295320010
Zeiss MikroskopZeissAXIO Imager.Z2

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