Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Induktion und Diagnose von Tumoren in

15.3K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/55901

⸱

25. Juli 2017

 , 
1Structural Biology Center, National Institute of Genetics and Department of Genetics, School of Life Science, SOKENDAI, 2Graduate School of Media and Governance, Keio University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Mosaik Klonanalyse in Drosophila imaginären Scheibenepithelien ist ein leistungsfähiges Modellsystem, um die genetischen und zellulären Mechanismen der Tumorentstehung zu studieren. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Induktion von Tumoren in Drosophila Flügel imaginären Scheiben mit dem GAL4-UAS-System, und führen Sie eine Diagnose-Methode, um die Tumor-Phänotypen zu klassifizieren.

Zusammenfassung

In den frühen Stadien des Krebses zeigen transformierte mutierte Zellen zytologische Anomalien, beginnen unkontrollierte Überwucherung und zerstören die Gewebeorganisation schrittweise. Drosophila melanogaster hat sich als ein populäres experimentelles Modellsystem in der Krebsbiologie entwickelt, um die genetischen und zellulären Mechanismen der Tumorentstehung zu untersuchen. Insbesondere genetische Werkzeuge für Drosophila- Imagialscheiben (Entwicklung von Epithelien in Larven) ermöglichen die Entstehung von transformierten Pro-Tumor-Zellen innerhalb eines normalen Epithelgewebes, eine Situation ähnlich der Anfangsphase des menschlichen Krebses. Eine neuere Studie der Tumorentstehung in Drosophila- Flügel-Imaginalscheiben zeigte jedoch, dass die Tumorinitiierung von der gewebe-intrinsischen Cytoarchitektur und der lokalen Mikroumgebung abhängt, was darauf hindeutet, dass es wichtig ist, die regionsspezifische Anfälligkeit für tumorigene Reize bei der Bewertung von Tumor-Phänotypen im imaginären Bereich zu berücksichtigen Scheiben Zur Erleichterung der phänotypischen Analyse von Tumor progressiIn imaginären Scheiben beschreiben wir hier ein Protokoll für genetische Experimente mit dem GAL4-UAS-System, um neoplastische Tumore in Flügel-imaginären Scheiben zu induzieren. Wir stellen ferner eine Diagnosemethode vor, um die Phänotypen von in imaginären Epithelien induzierten klonalen Läsionen zu klassifizieren, da eine klare Klassifizierungsmethode zur Unterscheidung verschiedener Stadien der Tumorprogression (wie Hyperplasie, Dysplasie oder Neoplasie) bisher nicht beschrieben wurde. Diese Methoden können weitgehend auf die Klonanalyse von Tumor-Phänotypen in verschiedenen Organen in Drosophila anwendbar sein.

Einleitung

Epithelgewebe sind hoch organisierte Systeme, die die bemerkenswerte homöostatische Fähigkeit haben, ihre Organisation durch Entwicklung und Zellumsatz zu erhalten. Dieses robuste Selbstorganisationssystem wird jedoch während der Tumorentwicklung zunehmend unterbrochen. Zu Beginn der Tumorentwicklung treten einzelne Mutantenzellen aus der Onkogenaktivierung oder der Tumor-Suppressor-Gen-Inaktivierung innerhalb einer Epithelschicht auf. Wenn diese transformierte "Pro-Tumor-Zelle" einer unterdrückenden Umgebung entzieht, die Epithelorganisation stört und unkontrollierte Proliferation beginnt, tritt die Tumorentstehung auf 1 . In den vergangenen Jahrzehnten haben herausragende technologische Fortschritte in der Genetik und Molekularbiologie bemerkenswerte Fortschritte bei der Krebsforschung gemacht. Insbesondere wurden neuere Studien unter Verwendung der genetischen Mosaikanalyse-Werkzeuge in Drosophila melanogaster , wie FLP-FRT (Flippase-Rekombinase / Flippase-Rekombinase-Target) mitotisches RekombinatAtion 2 und Flip-out-GAL4-UAS (Upstream-Aktivierungssequenz) -Systeme 3 haben wesentlich dazu beigetragen, die genetischen Mechanismen der Bildung und Metastasierung der Tumore 4 , 5 , 6 besser zu verstehen.

Untersuchungen einer Gruppe konservierter Drosophila- Tumor-Suppressor-Gene, tödlicher Riesen-Larven ( lgl ), Scheiben groß ( dlg ) und Scribble ( Scrib ), unterstrichen die kritische Beziehung zwischen dem Verlust der Epithelorganisation und der Tumorentwicklung, da diese Gene eine Schlüsselrolle spielen In Regulation der apikalen Basalzellpolarität und Zellproliferation in Epithelgeweben 7 . Während Drosophila- Imagialscheiben normalerweise monolayered Epithelien sind, verursachen homozygote Mutationen in einem dieser drei Gene Zellen zu verlieren Struktur und Polarität, nicht zu unterscheidenVermietung, überproliferieren und letztlich mehrschichtige amorphe Massen bilden, die mit angrenzenden Geweben verschmelzen 7 . Ebenso ist die Störung dieser Gene bei Säugetieren an der Entwicklung von bösartigen Tumoren beteiligt 8 , 9 . Die neoplastischen Phänotypen, die von den mutierten Geweben gezeigt wurden, führten zur Klassifizierung dieser drei Gene als konservierte, neoplastische Tumorsuppressorgene (nTSGs) 7 , 8 . Wenn jedoch homozygote nTSG-Mutantenzellen sporadisch bei der Entwicklung von Wildtyp-Imagialscheiben unter Verwendung von FLP-FRT-vermittelter mitotischer Rekombination erzeugt werden, werden mutierte Zellen aus dem Gewebe durch c-Jun-N-terminale Kinase (JNK) -abhängige Apoptose 10 , 11 eliminiert , 12 , 13 , 14 , Extrusion 15 , 16 oder Engagierung und Phagozytose durch Nachbarn 17 . In diesen genetisch mosaischen Epithelien wird die Apoptose meist in nTSG-Mutantenzellen, die sich an der Klongrenze befinden, nachgewiesen, was darauf hindeutet, dass benachbarte normale Zellen die Apoptose der nTSG-Mutantenzellen 10 , 11 , 12 , 18 auslösen. Jüngste Studien in Säugetierzellen haben bestätigt, dass diese zellwettbewerbsabhängige Eliminierung von Pro-Tumor-Zellen ein evolutionär konservierter epithelialer Selbstverteidigungsmechanismus gegen Krebs ist. 19 , 20 , 21 , 22 , 23 .

Eine neuere Studie in Drosophila- Imagialscheiben zeigte jedoch, dass Mosaik-NTSG-Knockdown-Klone neoplastische Tumore induzierenIc Bereiche von Flügel imaginären Scheiben 16 . Die anfängliche Tumorbildung fand sich immer in der peripheren "Scharnierregion" und wurde niemals im zentralen "Beutel" -Bereich des Flügelscheibenepithels beobachtet, was darauf hindeutet, dass das tumorigene Potential der nTSG-Knockdown-Zellen von der lokalen Umgebung abhängt. Der zentrale Beutelbereich fungiert als "Tumor-Kaltfleck", wo Pro-Tumor-Zellen keine dysplastische Überwucherung zeigen, während sich die periphere Scharnierregion wie ein "Tumor-Hotspot" 16 verhält. In "Kaltfleck" Beutelregionen delaminieren nTSG-Knockdown-Zellen von der Basalseite und unterziehen sich der Apoptose. Im Gegensatz dazu, als "Hotspot" Scharnierzellen besitzen ein Netzwerk von robusten zytoskeletalen Strukturen auf ihren basalen Seiten, nTSG-Knockdown-Zellen delaminieren von der apikalen Seite des Epithels und initiieren tumorigene Überwucherung 16 . Daher erfordert die Analyse von Tumor-Phänotypen in imaginären Scheiben sorgfältige consiVerringerung der regionsspezifischen Anfälligkeit für tumorigene Reize.

Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Induktion der neoplastischen Tumorbildung in den Drosophila- Flügel-Imaginalscheiben unter Verwendung des GAL4-UAS- RNAi- Systems, durch das nTSG-Knockdown-Zellen in normalen Flügelscheibenepithelien erzeugt werden. Obwohl diese experimentellen Systeme nützlich sind, um die frühen Stadien von Krebs zu untersuchen, wurde eine eindeutige Klassifizierungsmethode zur Bewertung der Stadien der Tumorprogression in imaginären Scheibenepithelien bisher nicht klar beschrieben. Daher schlagen wir auch eine Diagnosemethode vor, um pro-Tumor-Klon-Phänotypen, die in den Flügelscheibenepithelien induziert werden, in drei Kategorien zu klassifizieren: Hyperplasie (Akkumulation einer übermäßigen Anzahl von normal erscheinenden Zellen mit erhöhter Proliferation), Dysplasie (prämalignes Gewebe, das aus ungewöhnlich erscheinendem zusammengesetzt ist Zellen) und Neoplasien (gutartiger oder bösartiger Tumor aus Zellen mit abnormalem Aussehen und abnormalem Proliferationsmuster).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Fliegen Sie Kreuze und Klon Induktion

  1. Entfernen Sie alle Fliegen in der Durchstechflasche 12 h, bevor Sie Jungfliegen sammeln.
  2. Anästhesieren Sie die Fliegen in der Durchstechflasche, indem Sie CO 2 -Gas injizieren und Fliegen auf ein CO 2 -Flugpad legen.
  3. Übertragen Sie 10 - 20 Jungfrauen und 10 Männer aus dem CO 2 Fliegenkissen in eine frische Ampulle und inkubieren für 1 Tag bei 25 ° C.
  4. Übertragen Sie diese Fliegen in eine frische Ampulle und inkubieren für 12 h bei 25 ° C.
    HINWEIS: Verwerfe die erste Durchstechflasche als Jungfrau Weibchen legen nicht genug Eier am ersten Tag.
  5. Für Enhancer-GAL4-Linien entfernen Sie die erwachsenen Fliegen und inkubieren die Durchstechflasche bei 25 ° C bis zur Dissektion.
  6. Zur Induktion von Mosaikklonen durch Flip-out-GAL4, entfernen Sie die erwachsenen Fliegen und inkubieren Sie die Durchstechflasche für 2 - 4 Tage bei 25 ° C. Die Inkubationszeit vor Hitzeschock ist abhängig vom experimentellen Zweck. Ein Hitzeschock 2 Tage nach Eiablagerung (AED) erzeugt Mosaikklone in unreifer SekundeImagin imaginale epithelien Ein Hitzeschock nach 3 oder 4 Tagen AED erzeugt Mosaikklone im differenzierten frühen bis mittleren Drittel der imaginären Epithelien.
    HINWEIS: Es ist wichtig, die Wirkung eines veränderten Hitzeschock-Timings auf tumorigene Phänotypen zu untersuchen.
  7. Zur Induktion von Mosaikklonen durch Flip-out-GAL4 wird die Durchstechflasche durch Eintauchen in ein 37 ° C-Wasserbad für 10 - 45 min erhitzt, gefolgt von einer Inkubation für 2 - 3 Tage bei 25 ° C.
    HINWEIS: Die Informationen über die Hitzeschockzeit, das Timing und die Inkubationszeit in jedem Experiment sind in den Figuren der Legenden dargestellt.

2. Dissektion von Larven

  1. Sammeln Sie wandernde dritte Larven mit einem Holzstab oder einer stumpfen Pinzette, indem Sie sie durch geeignete fluoreszierende Marker ( z. B. EGFP) unter einem fluoreszierenden stereoskopischen Mikroskop herotypisieren und in eine Dissektion mit PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung) geben.
  2. Die Larven in PBS durch Pipettieren mit 2 ml Plastikübertragungspipetten waschen.
  3. Klemmen Sie die Mitte der Larve mit einer Pinzette und reißen den Körper in der Hälfte mit der anderen Pinzette.
  4. Klemmen Sie den Mundhaken der vorderen Hälfte mit einer Pinzette und schieben Sie den Mund in Richtung des Körpers mit der anderen Pinzette, um den Körper von innen nach außen zu drehen.
  5. Entfernen Sie unnötige Materialien wie Speicheldrüsen oder Fettkörper mit Pinzette.

3. Fixierung und Antikörperfärbung

  1. Übertragen Sie die seziertes vordere Hälfte des Larvenkörpers (einschließlich der imaginären Flügelscheiben) auf ein 1,5 ml Plastikrohr und fixieren Sie in 1 ml Fixlösung (4% Formaldehyd in PBS) für 10 min bei Raumtemperatur im Dunkeln unter leichter Rotation.
    ACHTUNG: Formaldehyd ist giftig und hat krebserzeugendes Potential. Tragen Sie Schutzhandschuhe und Kleidung, um den Hautkontakt zu vermeiden.
    ANMERKUNG: In diesem Teil finden alle Schritte auf einem Nutator bei Raumtemperatur im Dunkeln statt, wenn nicht anders angegeben.
  2. Entfernen Sie die Fix-Lösung und entsorgen Sie sie. Waschen Sie das Gewebe mit 1 ml PBT (0,3% TritAuf X-100 in PBS) dreimal für jeweils 15 min.
  3. Entfernen Sie die PBT und fügen Sie 1 ml PBTG (0,2% Rinderserumalbumin und 5% normales Ziegenserum in PBT) zum Blockieren und Nähren von 1 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C hinzu.
  4. Entfernen Sie PBTG und fügen Sie eine primäre Antikörperlösung hinzu, die in geeigneter Weise mit PBTG verdünnt ist (siehe Materialtabelle ) und über Nacht bei 4 ° C nähren.
  5. Entfernen Sie die primäre Antikörperlösung und waschen Sie das Gewebe mit 1 ml PBT dreimal für jeweils 15 min.
  6. PBT entfernen und sekundäre Antikörperlösung entsprechend mit PBTG (1: 400) verdünnen lassen. Für 2 h bei Raumtemperatur oder über Nacht bei 4 ° C inkubieren.
  7. Sekundäre Antikörperlösung entfernen und das Gewebe mit je 1 mL PBT zweimal für jeweils 15 min waschen.
  8. Um F-Aktin zu färben, PBT zu entfernen und Phalloidin-Lösung zuzugeben, die in PBS (1:40) in geeigneter Weise verdünnt ist. Dann für 20 min nähren. Entfernen Sie die Phalloidin-Lösung und waschen Sie das Gewebe mit 1 ml PBT zweimal für jeweils 15 min.
  9. Um Nuklear-DNA zu bekämpfen, PBT zu entfernen und DAPI (4 ', 6-Diamidino-2-phenylindol) -Lösung (0,5 μg / ml DAPI in PBS) zuzugeben. Dann 10 min nähren.
    ACHTUNG: DAPI hat krebserzeugendes Potential. Tragen Sie Schutzhandschuhe und Kleidung, um den Hautkontakt zu vermeiden.
  10. DAPI-Lösung entfernen und das Gewebe mit je 1 mL PBT zweimal für jeweils 15 min waschen.
  11. Spülen Sie einmal in 1 ml PBS für 10 min bei Raumtemperatur.
  12. Entfernen Sie PBS und fügen Sie 500 μl 100% Glycerin als Vormontagemedium hinzu.

4. Montage auf Mikroskop-Objektträger

  1. Legen Sie die gefärbten Gewebe auf eine Objektträger mit einer 2 ml Plastik-Transferpipette.
  2. Übertragen Sie das Gewebe auf Tropfen des Montagemediums auf einem anderen Mikroskop-Objektträger mit Pinzette.
  3. Halten Sie das Ende des zerlegten Gewebes mit einer Pinzette und ziehen Sie Gehirn und Augen Antenne Scheiben mit der anderen Pinzette.
    HINWEIS: Halten Sie die zerlegten Gehirne, um sie in der Nähe der Flügel imaginären Discs zu platzieren. Die Gehirne fungieren als Plattform, die verhindert, dass das Deckglas die Flügel-Imagialscheiben zermalmt.
  4. Um die Flügel-imaginären Scheiben zu isolieren, halten Sie das Ende des zerlegten Gewebes mit einer Pinzette fest und kratzen sanft die Körperwand und reißen die Scheiben mit der anderen Pinzette ab.
    HINWEIS: Wenn es schwierig ist, Flügel imaginäre Scheiben zu finden, schälen Sie die Trachea von der hinteren zur vorderen Seite. Flügel-imaginäre Scheiben bleiben an der Trachea.
  5. Die imaginären Scheiben vorsichtig mit einem Deckglas und einer Dichtung mit Nagellack bedecken; Bei 4 ° C aufbewahren.

5. Konfokale Mikroskopie

  1. Um konfokale Bilder unter Verwendung eines konfokalen Mikroskopsatz-Bilderfassungsparameters einschließlich des Bereichs der Emissionswellenlänge, der Laserintensität, des Verstärkungsfaktors, des Versatzes, der Abtastgeschwindigkeit und der Bildgröße 24 zu erhalten,
    HINWEIS: Detaillierte Vorgehensweise bei der Einstellung der Bildaufnahme finden Sie in der Bedienungsanleitung des jeweiligen Mikroskopherstellers.
  2. Um einzelne co zu erfassenNfocal Abschnitte einer ganzen Flügel imaginären Scheibe, verwenden Sie ein 20X Objektiv Objektiv.
  3. Erfassen Sie dreidimensionale Bilder durch z-Stapel-Scannen bei Schrittgröße von 0,5 - 1,0 μm mit 40X- oder 60X-Linsen.
    HINWEIS: Um zelluläre Phänotypen in hoher Auflösung zu analysieren, sollte eine Bildgröße größer als 512 x 512 Pixel sein.

6. Bildanalyse mit ImageJ

  1. Verwenden Sie Fidschi, eine Open-Source-ImageJ-Software, die sich auf die biologische Bildanalyse (https://fiji.sc/) 25 konzentriert , um konfokale z-Stack-Bilder zu erfassen und zu analysieren.
  2. Um vertikale Abschnitte zu erwerben, öffnen Sie die Z-Stack-Bilder in ImageJ und wählen den Menüpunkt "Image / Stacks / Reslice".
    HINWEIS: Im Menü Reslice sind entweder die XZ-Achse oder die YZ-Achse wählbar. Der vertikale Abschnitt kann auch in einer beliebigen Richtung erhalten werden, indem eine gerade Linie oder ein Rechteck auf das z-Stapelbild gezeichnet wird.

7. Diagnose von neoplastischen Phänotypen

  1. Öffnen Sie die Vertikale(XZ- oder YZ-Achse), die aus einem Satz von Z-Stack-Bildern erhalten wurden und morphologische Phänotypen und Antikörper-Färbung analysieren.
  2. Für die Diagnose von Tumor-Phänotypen konzentrieren sich vor allem auf die folgenden drei Punkte: (1) Wenn eine Zellmasse, einschließlich Knockdown-Klone, von der Hauptepithelschicht abweicht, (2) wenn die subzelluläre Lokalisation von junctionalen Proteinen in dieser Zellmasse verändert wird , Und (3) wenn der Durchmesser dieser Zellmasse größer als 4 Zellen ist.
  3. Kategorisieren Sie Tumor-Phänotypen gemäß dem in Abbildung 1 beschriebenen Flussdiagramm.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Um die neoplastische Tumorbildung, die experimentell durch RNAi- vermittelte NTSG-Knockdown in Drosophila- Flügel-Imagialscheiben induziert wurde, zu demonstrieren, wurden drei verschiedene GAL4-Treiber verwendet, um UAS-RNAi für lgl oder scrib auszudrücken : (1) sd-GAL4, das eine starke UAS-Expression in der Flügelbeutel und milde Expression in den Scharnierbereichen ( Fig. 2 und Fig...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Das GAL4-UAS-System ist eines der leistungsstärksten genetischen Werkzeuge für die gezielte Genexpression in Drosophila 26 und erleichtert die Injektion und Analyse von Tumorzellen in vivo 4 . Dieses System ermöglicht die Erzeugung von Klonen, die den Knockdown von Tumorsuppressorgenen oder die Überexpression von Onkogenen im Wildtyp-Epithelgewebe tragen, eine Situation, die den Anfangsstadien des menschlichen Krebses sehr ähnlich ist, wo transformierte P...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Wir danken J. Vaughen für kritisches Lesen des Manuskripts. Diese Arbeit wurde unterstützt durch Zuschüsse von JSPS KAKENHI Grant Numbers 26891025, 15H01500 und The Takeda Science Foundation Research Grant zu YT

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Reagenzien
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)Wako162-19321
TritonX-100Wako168-11805
FormaldehydWako064-00406
RinderserumalbuminSigmaA7906
normales ZiegenserumSigmaG6767
Eindeckmedium, VectashieldVector LaboratoriesH-1000
DAPISigmaD9542
Maus-Anti-Dlg 4F3Developmental Studies Hybridoma Bank4F3 Anti-Discs groß, RRID:AB_528203in PBTG verdünnt, 1:40
Maus-anti-MMP1Developmental Studies Hybridoma Bank3A6B4, RRID:AB_5797803 gemischt 1:1:1 und verdünnt in PBTG, 1:40
mouse-anti-MMP1Developmental Studies Hybridoma Bank3B8D12, RRID:AB_5797813 gemischt 1:1:1 und verdünnt in PBTG, 1:40
mouse-anti-MMP1Developmental Studies Hybridoma Bank5H7B11, RRID:AB_5797793 gemischt 1:1:1 und verdünnt in PBTG, 1:40
mouse-anti-atubulinDevelopmental Studien Hybridoma BankAA4.3, RRID:AB_579793in PBTG verdünnt, 1:100
Alexa Fluor 546 PhalloidinMolekularsondenA22283verdünnt in PBS, 1:40
Ziegen-Anti-Maus-IgG-Antikörper, Alexa Fluor 546MolekularsondenA11030in PBTG verdünnt, 1:400
NameCompanyKatalognummerComments
Fly strains
sd-Gal4BloomingtonDrosophila Stock Center#8609rekombiniert mit UAS-EGFP
>upd-Gal4BloomingtonDrosophila Stock Center#26796rekombiniert mit UAS-EGFP
UAS-lgl-RNAiVienna Drosophila RNAi center#51247
UAS-scrib-RNAiVienna Drosophila RNAi center#105412
UAS-RasV12Bloomington Drosophila Stock Center#64196
UAS-Yki3SABloomington Drosophila Stock Center#28817
hsFLPBloomington Drosophila Stock Center#6
Act>CD2>GAL4 (ausklappbar GAL4)Bloomington Drosophila Stock Center#4780rekombiniert mit UAS-EGFP
UAS-EGFPBloomington Drosophila Stock Center#5428X-Chromosom
UAS-EGFPBloomington Drosophila Stock Center#6658drittes Chromosom
UAS-Dicer2Bloomington Drosophila Stock Center#24650zweites Chromosom
UAS-Dicer2Bloomington Drosophila Stock Center#24651drittes Chromosom
vkg-GFPMorinet al. 2001GFP-Proteinfalle

Referenzen

  1. Hanahan, D., Weinberg, R. A. The hallmarks of cancer. Cell. 100 (1), 57-70 (2000).
  2. Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117 (4), 1223-1237 (1993).
  3. Struhl, G., Basler, K. Organizing activity of wingless protein in Drosophila. Cell. 72 (4), 527-540 (1993).
  4. Potter, C. J., Turenchalk, G. S., Xu, T. Drosophila in cancer research. An expanding role. Trends Genet. 16 (1), 33-39 (2000).
  5. Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Dis Model Mech. 4 (6), 753-761 (2011).
  6. Tipping, M., Perrimon, N. Drosophila as a model for context-dependent tumorigenesis. J Cell Physiol. 229 (1), 27-33 (2013).
  7. Bilder, D. Epithelial polarity and proliferation control: links from the Drosophila neoplastic tumor suppressors. Genes Dev. 18 (16), 1909-1925 (2004).
  8. Humbert, P. O., et al. Control of tumourigenesis by the Scribble/Dlg/Lgl polarity module. Oncogene. 27 (55), 6888-6907 (2008).
  9. Huang, L., Muthuswamy, S. K. Polarity protein alterations in carcinoma: a focus on emerging roles for polarity regulators. Curr Opin Genet Dev. 20 (1), 41-50 (2010).
  10. Brumby, A. M., Richardson, H. E. scribble mutants cooperate with oncogenic Ras or Notch to cause neoplastic overgrowth in Drosophila. EMBO J. 22 (21), 5769-5779 (2003).
  11. Igaki, T., Pastor-Pareja, J. C., Aonuma, H., Miura, M., Xu, T. Intrinsic tumor suppression and epithelial maintenance by endocytic activation of Eiger/TNF signaling in Drosophila. Dev Cell. 16 (3), 458-465 (2009).
  12. Tamori, Y., et al. Involvement of Lgl and Mahjong/VprBP in cell competition. PLoS Biol. 8 (7), e1000422(2010).
  13. Cordero, J. B., et al. Oncogenic Ras diverts a host TNF tumor suppressor activity into tumor promoter. Dev Cell. 18 (6), 999-1011 (2010).
  14. Yamamoto, M., Ohsawa, S., Kunimasa, K., Igaki, T. The ligand Sas and its receptor PTP10D drive tumour-suppressive cell competition. Nature. 542 (7640), 246-250 (2017).
  15. Vaughen, J., Igaki, T. Slit-Robo Repulsive Signaling Extrudes Tumorigenic Cells from Epithelia. Dev Cell. 39 (6), 683-695 (2016).
  16. Tamori, Y., Suzuki, E., Deng, W. -M. Epithelial Tumors Originate in Tumor Hotspots, a Tissue-Intrinsic Microenvironment. PLoS Biol. 14 (9), e1002537(2016).
  17. Ohsawa, S., et al. Elimination of oncogenic neighbors by JNK-mediated engulfment in Drosophila. Dev Cell. 20 (3), 315-328 (2011).
  18. Menéndez, J., Pérez-Garijo, A., Calleja, M., Morata, G. A tumor-suppressing mechanism in Drosophila involving cell competition and the Hippo pathway. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (33), 14651-14656 (2010).
  19. Hogan, C., et al. Characterization of the interface between normal and transformed epithelial cells. Nat Cell Biol. 11 (4), 460-467 (2009).
  20. Kajita, M., et al. Interaction with surrounding normal epithelial cells influences signalling pathways and behaviour of Src-transformed cells. J Cell Sci. 123 (Pt 2), 171-180 (2010).
  21. Norman, M., et al. Loss of Scribble causes cell competition in mammalian cells. J Cell Sci. 125 (1), 59-66 (2012).
  22. Wagstaff, L., et al. Mechanical cell competition kills cells via induction of lethal p53 levels. Nat Commun. 7, 1-14 (2016).
  23. Kajita, M., Fujita, Y. EDAC: Epithelial defence against cancer-cell competition between normal and transformed epithelial cells in mammals. J Biochem. 158 (1), 15-23 (2015).
  24. North, A. J. Seeing is believing? A beginners' guide to practical pitfalls in image acquisition. J Cell Biol. 172 (1), 9-18 (2006).
  25. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  26. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118 (2), 401-415 (1993).
  27. Jory, A., et al. A survey of 6,300 genomic fragments for cis-regulatory activity in the imaginal discs of Drosophila melanogaster. Cell Rep. 2 (4), 1014-1024 (2012).
  28. McGuire, S. E., Le, P. T., Osborn, A. J., Matsumoto, K., Davis, R. L. Spatiotemporal rescue of memory dysfunction in Drosophila. Science. 302 (5651), 1765-1768 (2003).
  29. Rodrigues, A. B., et al. Activated STAT regulates growth and induces competitive interactions independently of Myc, Yorkie, Wingless and ribosome biogenesis. Development. 139 (21), 4051-4061 (2012).
  30. Khan, S. J., et al. Epithelial neoplasia in Drosophila entails switch to primitive cell states. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (24), E2163-E2172 (2013).
  31. Pagliarini, R. A., Xu, T. A genetic screen in Drosophila for metastatic behavior. Science. 302 (5648), 1227-1231 (2003).
  32. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13 (3), 172-183 (2013).
  33. Patel, P. H., Edgar, B. A. Tissue design: how Drosophila tumors remodel their neighborhood. Semin Cell Dev Biol. 28, 86-95 (2014).
  34. Nakajima, Y. -I., Meyer, E. J., Kroesen, A., McKinney, S. A., Gibson, M. C. Epithelial junctions maintain tissue architecture by directing planar spindle orientation. Nature. 500 (7462), 359-362 (2013).
  35. Colombani, J., Andersen, D. S., Léopold, P. Secreted peptide Dilp8 coordinates Drosophila tissue growth with developmental timing. Science. 336 (6081), 582-585 (2012).
  36. Garelli, A., Gontijo, A. M., Miguela, V., Caparros, E., Dominguez, M. Imaginal discs secrete insulin-like peptide 8 to mediate plasticity of growth and maturation. Science. 336 (6081), 579-582 (2012).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Drosophila ImaginalscheibenGAL4 UAS SystemTumorinduktionTumordiagnoseKonfokalmikroskopieImageJ AnalyseFlip out GAL4HitzeschockinduktionKlassifizierung klonaler L sionenStadieneinteilung der Tumorprogression
Induktion und Diagnose von Tumoren in
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.