Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Ein chirurgischer Eingriff für die Verwaltung der Medikamente an das Innenohr in eine nicht-menschliche Primaten Weißbüschelaffe (Callithrix Jacchus)

8.3K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/56574

⸱

27. Februar 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Regenerative Medicine, Jikei University School of Medicine, 2Department of Otorhinolaryngology, Jikei University School of Medicine, 3Department of Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery, Keio University School of Medicine, 4Laboratory Animal Facilities, Jikei University School of Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir berichten über eine chirurgische Methode, Drogen an das Innenohr von nichtmenschlichen Primaten, Weißbüschelaffe (Callithrix Jacchus), zu verwalten über die Membran des runden Fensters.

Zusammenfassung

Forschung zu hören wurde lange durch Nager-Modelle, erleichtert zwar bei einigen Krankheiten menschliche Symptome zusammengefaßt werden können nicht. Der Weißbüschelaffe (Callithrix Jacchus) ist ein kleines, einfach zu handhabende New World Affe hat eine ähnliche Anatomie des Schläfenbeins, einschließlich nimmt Ketten Mittelohr und Innenohr auf den Menschen, als im Vergleich zu derjenigen von Nagetieren. Hier berichten wir ein reproduzierbares, sicheres und rationelle chirurgisches Vorgehen in der Cochlea-Runde Fensternische zur Wirkstoffabgabe an das Innenohr der Weißbüschelaffe. Wir verabschiedeten posterior Tympanotomy, ein Verfahren klinisch in der menschlichen Chirurgie zur Manipulation von dem Trommelfell zu vermeiden, die Schallleitungsschwerhörigkeit verursachen können. Dieses chirurgische Verfahren führten nicht zu einer erheblichen Hörverlust. Dieser Ansatz konnte aufgrund der großen Bulla Struktur der Weißbüschelaffe, obwohl Semicircular Seitenkanal und vertikale Teil des Nervus facialis beachtet werden sollten. Diese Operationsmethode erlaubt uns, die sichere und genaue Verabreichung von Medikamenten ohne Hörverlust, ausführen, die von großer Bedeutung bei der Beschaffung der präklinischen Proof of Concept für translationale Forschung ist.

Einleitung

Schallempfindungs-Schwerhörigkeit (SNHL) ergibt sich überwiegend aus Schaden oder Mangel in der Cochlea. Häufige Ursachen für SNHL sind Altern (z.B. Presbyakusis), genetische Defekte, Exposition gegenüber Lärm, Infektionen und ototoxische Medikamente1. Die Weltgesundheitsorganisation (WHO) schätzt, dass mehr als 360 Millionen Menschen, das 5,3 % der Weltbevölkerung leiden Verlust2zu hören. Es wird auch geschätzt, dass 1 in 900 bis 1 in 2.500 Neugeborene haben moderate, schwere und tiefgreifende angeborene dauerhaften Hörverlust und rund ein Drittel der Erwachsenen über 65 Jahren ein gewisses Maß an Gehör Verlust3 haben. Allerdings gibt es keine effektive klinische Behandlung des Verlusts der Hörfähigkeit für diese Patienten.

Hörfähigkeit Forschung lange mit Nagetier oder Meerschweinchen Modelle durchgeführt wurde, und viele Ansätze, wie Gentherapie und regenerative Therapie als eine neue Behandlung für Hörverlust vorgeschlagen worden. Allerdings gibt es ein großer Unterschied zwischen Mensch und Nagetiere in Bezug auf das auditive System, und es ist sehr schwierig, Tiermodelle, menschliche Anwendungen zu übersetzen. Der Weißbüschelaffe (C. Jacchus), eine neue Welt-Affe mit Ursprung aus dem Amazonas, ist aus mehreren Gründen eine attraktive nichtmenschlichen Primaten-Modell für die verschiedenen grundlegenden Studien geworden. Erstens sind die Anatomie und Physiologie mehr ähnlich denen des Menschen anstatt Nagetiere. Zweitens ist die grundlegende biologischen Informationen über dieser Spezies, darunter Krankheiten, neuronale Netze, Verhalten und das Genom gut charakterisiert. Auditive und vokalen Verarbeitung, die kortikale Kodierung der Periodizität, die Darstellung der Tonhöhe und der auditiven Vocal Interaktionen gemeinsame Krallenaffen wurden auch berichtet4,5,6,7 , 8 , 9 , 10. neuere histologische Studien Forscher identifizierten charakteristischen Expressionsmuster von 20 Taubheit Gene und Anion Austauscher in der Cochlea der Weißbüschelaffe und festgestellt, dass fünf Gene, die fortschreitende Taubheit und drei ursächliche Anion Exchanger, hatte verschiedene Expressionsmuster von denen der Nagetiere11,12. Diese Profile führen uns zu der Annahme, dass der Weißbüschelaffe ein leistungsfähiges Werkzeug für die Anhörung Forschung ist.

Die am stärksten ausgeprägten Attribute der Weißbüschelaffe als ein Versuchstier sind wie folgt:

  • Einfache Handhabung mit einer kleinen Körpergröße im Vergleich zu einigen Arten der alten Welt Affen: Erwachsene Krallenaffen wiegen 300-400 g und sind ca. 60 cm in der Höhe, die Ratten ähnlich ist.
  • Hoch reproduktiver Primas: Krallenaffen erreichen die Geschlechtsreife im Alter von 18 Monaten und zweimal im Jahr zu tragen und können 4 bis 6 Nachkommen pro Jahr zu produzieren.
  • Gentechnische Veränderungen stehen zur Verfügung: Sasaki E Et Al. gelungen transgenen13 und Knock-out-14 Primaten mit Krallenaffen durch gentechnische Veränderungen in neurologischen Erkrankungen (z.B. Parkinson verwickelt zu schaffen. Krankheit und Alzheimer-Krankheit).
  • Embryonale Stammzellen (ES) und induzierte pluripotente Stammzellen (iPS) sind etablierte15,16gewesen. Obwohl es ziemlich schwierig, die gleiche Anzahl von Krallenaffen im Vergleich zu Nagern zu halten, bietet die Verfügbarkeit von Stammzellen oder iPS-Zellen in Vitro Assays, die die Zahl der in Vivo Tests erforderlich.

Um besser translationale Forschung auf dem Gebiet der Taubheit und deren mögliche Therapie zu erleichtern, haben wir eine bildgebende Studienprotokoll mit CT und MRT, allgemeine Anästhesie und Hörtests mit auditiven Hirnstamm Antworten (ABR) gegründet. Diese experimentellen Systemen bietet uns eventuell bessere Chancen auf prä-klinischen Beweis für Konzeptstudien, die wesentlich für die Überbrückung der Kluft zwischen Nagetier Studien und klinischen Studien sind. Hier berichten wir über eine chirurgische Methode, um Drogen an das Innenohr Weißbüschelaffe durch die Membran des runden Fensters verwalten. Erhalten Sie eine klare Sicht rund um das Runde Fenster, ohne zu manipulieren das Trommelfell, das eine Schallleitungsschwerhörigkeit verursachen könnten, ist es sinnvoll, Ansatz aus dem mastoid Hohlraum. Klinisch, dieser Ansatz, genannt "hinteren Tympanotomy" ist gut etabliert und in der Regel für Cochlea-Implantation und Cholesteatom Chirurgie verwendet. Wir glauben, dass die hinteren Tympanotomy ermöglicht, die genaue Verabreichung von Medikamenten führen Sie ohne Verlust der Hörfähigkeit.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle experimentelle Verfahren wurden an der Jikei Universität, Tokyo Japan durchgeführt. Umgang mit Tier und experimentelle Verfahren wurden von der institutionellen Animal Care und verwenden Ausschuss der Jikei Universität genehmigt (Genehmigung keine: 26-060) und im Einklang mit den institutionellen Richtlinien für den Einsatz von Versuchstieren in der Jikei durchgeführt Universität, denen die Richtlinien für die richtige Durchführung von Tierversuchen Science Council of Japan (2006) zustimmen. Pflege der Tiere erfolgte gemäß den Empfehlungen des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren (Institute of Labor Tier Resources, 1996).

1. präoperative Untersuchung

  1. Nehmen Sie einen Craniale Computertomographie (CT)-Scan von Tieren (gemeinsame Krallenaffen) zur Erleichterung der Identifizierung der einzelnen anatomischen Strukturen mindestens einen Monat vor der Operation.
  2. Eine audiometrische Prüfung mindestens einen Monat vor der Operation durchführen.
    Hinweis: Hier haben wir die ABR um Verhandlung Status zu bewerten. Kurz, war eine positive Elektrode subkutan an den Scheitelpunkt und negative Referenzelektrode an der dorsalen Basis der stimulierten Ohr platziert. Die Masseelektrode wurde subkutan an der dorsalen Teil des Halses gelegt. 17 , 18 ABR mit Ton Burst hervorgerufen wurden (1,0 ms Ton platzen Dauer mit 0,1 ms Aufstieg und Abfallzeit). Der Geräuschpegel wurde dann in 10 dB-Schritten von der maximalen Amplitude reduziert. In jeder Lautstärke wurden 512 Antworten (mit Impuls Polarität wechselten) gemittelt. ABR-Schwelle wurde als der niedrigste Schalldruckpegel (SPL) definiert, bei denen jede Welle nachgewiesen werden konnte.

(2) Anästhesie

  1. Schnelle Tiere aus der Nacht vor der Operation unter Vollnarkose.
  2. Verwaltung von 4 % Isofluran und Umgebungsluft bei 5-6 mL/min mit Maske-zu-Angesicht Belüftung oder in eine Induktion Kammer für langsame Induktion (Abbildung 1A). Bestätigen Sie, dass das Tier keine auf schmerzhafte Reize, wie z. B. die Zehe Prise Reaktion.
  3. Anesthestize gemeinsame Krallenaffen mit intramuskuläre Injektion (in den femoralen Muskel) aus einer Kombination von Medetomidine (0,04 mg/kg), Midazolam (0,4 mg/kg) und Butorphanol (0,4 mg/kg).
  4. Ampicillin (0,08 mg/g) subkutan zu injizieren 30 min oder mehr vor dem Hautschnitt als präoperative Antibiotikum.
  5. Legen Sie die Marmoset in Rückenlage mit dem Kopf nach oben, und verlängern Sie Kopf und Hals zu. Oberkiefer an den Tisch mit einen Nylonfaden befestigen und ziehen Sie die Zunge, einen guten Überblick zu erhalten, oder verwenden Sie ein Laryngoskop, um der Kehldeckel und den Eintrag des Kehlkopfes Alternativ zu visualisieren (Abbildung 1 b).
  6. Legen Sie einen endotrachealen Schlauch entlang der Kehlkopf Oberfläche der Kehldeckel.
    Hinweis: Es ist möglich, einen 16-Gauge intravenöse Katheter verwenden, oder 6-französische messen Ernährungssonde, als einen endotracheal Schlauch (Abbildung 1).
  7. Überprüfen der FTMV2 von den Endotrachealtubus um zu bestätigen, dass es richtig in der Luftröhre platziert wurde. Nachdem das Rohr positioniert wurde und Atemgas-Bewegung wurden geprüft, fixieren Sie den Endotrachealtubus zu die Marmoset Gesicht mit Klebeband.
  8. Anästhesie zwischen 1-3 % Isofluran während des Betriebs zu erhalten.
  9. SpO2, FTMV2, Körpertemperatur und rektale Temperatur während des Betriebs zu überwachen. Führen Sie alle Verfahren auf eine Heizmatte zu einen Rückgang der Temperatur des Körpers zu verhindern.

3. präoperative Vorbereitung

  1. Bereiten Sie die Marmoset in Rückenlage, und neigen Sie den Kopf auf einen 30-45 °-Winkel zur nichtoperativen Seite (Abbildung 2A).
  2. Rasieren Sie die Post-auricular Region der operativen Seite.
  3. Desinfizieren Sie den OP-Bereich mit Alkohol und Povidon-Jod, sowohl in der Post-auricular Region und den äußeren Gehörgang.
  4. Legen Sie eine chirurgische drapieren Blatt mit ein rundes Loch auf die Marmoset (Abb. 2 b).

4. chirurgische Eingriffe

  1. 1 % Lidocain Hydrochlorid zu injizieren (mit Adrenalin 1: 100.000, 0,1-0,2 mL) subkutan in die Haut-Schnitt-Website. Machen Sie einen Schnitt in der postauricular Haut mit einer Nr. 15 Runden Klinge.
  2. Für die Blutstillung Druck auf den blutenden Bereich mit einer Gaze getränkt in 1:5,000 verdünnt Adrenalin. Bipolare Kauterisation ist auch wirksam (Abbildung 2).
  3. Das weiche Gewebe der Post-auricular Region also die Ohrmuschel Knorpel (c) eröffnen und Post-auricular Muskel (m) kann erkannt werden. Setzen Sie den äußeren Gehörgang-Knochen, der tief in den Knorpel (Abbildung 3A) sichtbar sein sollte.
  4. Um die Tiefe der das Trommelfell zu bestätigen, setzen Sie den knöchernen Teil des Trommelfells Rim die als das Anhaften von Haut und Knochen in den tiefsten Teil des hinteren Gehörgang erkannt werden kann aus.
    Hinweis: Dieser Schritt ermöglicht es uns zu erkennen, wie tief der seitlichen Teil des mittleren Ohrs Hohlraums (Abb. 3A).
  5. Schälen Sie die Post-auricular Muskeln (sternocleidomastoideus Muskel, Splenius Capitis Muskel und hinteren Bauch von digastric Muskel) in Richtung der kaudalen Aspekt, von dem Felsenbein getrennt. Dann setzen Sie die Mantelfläche des Schläfenbeins (Sternchen in Abb. 3 b).
  6. Machen Sie ein Loch ca. 5 mm hinter den äußeren Gehörgang mit einem 1,0 mm Diamant begraben (Abbildung 3). Verwenden Sie eine Drehzahl von 1.000-8.000 u/min, abhängig von der Bohrstelle.
    Hinweis: Eine langsame Geschwindigkeit reicht für zarte Manipulation in der Nähe von den Semicircular Kanal oder Nervus facialis. Tropfen Sie die Kochsalzlösung in Bohren Website richtig, um die thermische Schädigung zu verhindern.
  7. Vergrößern Sie das Loch bohren und bestätigen Sie die Position des horizontalen Semicircular Kanals (HSC), der gegenüber dem mastoid Hohlraum (Abbildung 3D) wölbt.
  8. Bestätigen Sie die Position des Nervus facialis, deren vertikale Teil des HSC anterior läuft. Bohren Sie und entfernen Sie alle Knochen Septen, zu, wenn sie vorhanden sind, um eine klare Sicht auf die Gesichts Aussparung befindet sich im Zentrum der dreieckige Fläche zwischen den Gesichtsnerv und die Chorda Pauke zu erhalten.
  9. Machen Sie ein kleines Loch bohren zwischen den vertikalen Teil des Nervus facialis und des Trommelfells Felge (Sternchen in Abbildung 4A) mit einem 0,6 mm Durchmesser Diamantschleifer bei 1.000 u/min.
  10. Bewegen Sie die Bur parallel zu der hinteren Kanalwand um Schäden an den Gesichtsnerv, die als rosa Linie durch den ausgedünnten Knochen gesehen werden kann. Aufhören Sie, das Bohren, unmittelbar vor der Nerv als weiße Linienstruktur (Abbildung 4 b) ausgesetzt ist.
  11. Sicherstellen Sie, dass die Runde Fensternische durch das Loch (Abbildung 4) visualisiert werden kann. Dann verwalten Sie Drogen in die Nische mit einer 25-Gauge oder dünnere Nadel. Drogen in der runden Fensternische beibehalten werden soll, legen Sie eine zähflüssige Lösung auf die Nische (Abbildung 4).
  12. Nachdem Sie bestätigt haben, dass Blutstillung ist sicher gesteuert, die Schichten (epidermalen und dermalen Schicht) mit einfachen unterbrochenen Naht mit 6-0 saugfähigen Threads schließen.
  13. Beheben Sie Gaze auf die Operationswunde zu und kleben Sie einen Verband.

5. postoperative Pflege

  1. Verwalten Sie Atipamezol Hydrochlorid (0,15 mg/kg) intramuskulär in den femoralen Muskel zu Medetomidine aufzubringen.
  2. Bei der spontanen Atmung beginnt, entfernen Sie den Endotrachealtubus.
  3. Pflegen der Weißbüschelaffe auf einer Intensivstation um 30 % O2, 29 ℃ bis Anästhesie nachlässt, Erregung abzuschließen.
  4. Bestätigen, dass es keine Befunde der vestibulären Dysfunktion wie Nystagmus, und das Tier an den Zucht-Käfig zurück.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Posterioren Tympanotomy erfolgte ohne jede Komplikation wie Operationsstelle Infektion, Blutungen mit Gefäßverletzung oder vestibulären Dysfunktion, die manchmal mit Mittelohr Manipulation auftritt. Wir posterior Tympanotomy auf das rechte Ohr des 7-Year-Old Weißbüschelaffe durchgeführt und der runden Fensternische 1 µL Phosphat gepufferte Kochsalzlösung verabreicht. ABR wurden vor und zwei Monate nach der Operation (Abb. 5A-B) gemessen. Well...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Das Volumen der Cochlea-Durchblutung ist extrem klein, voraussichtlich in der Größenordnung von 1/1.000.000 kardiale Gesamtleistung beim Menschen, und der Zugang ist beschränkt durch die Anwesenheit von der Blut-Cochlea-Barriere, die das Innenohr trennt sich von der allgemeinen Zirkulation19 ,20. Aus diesen Gründen ist Droge oder viralen Vektoren Verwaltung ins Innenohr günstig, nicht über die systemischen Verabreichung sondern durch direkte Verwaltung. Maus und...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Die Arbeit wird unterstützt durch Zuschüsse, M.F., von der japanischen Regierung MEXT KAKENHI (24592560, 15 H, 04991 und 15 K 15624) und der Takeda Science Foundation, M.F. und Jikei Universität strategische Priorisierung Forschungsfonds zu H.J.O.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
WeißbüschelaffeCLEA JapanEDM:C.Marmoset(Jic)
isofluranPhizer
MedetomidinZENOAQ
Midazolamastellas
butorphanolMeiji Seika
ampicillinMeiji Seika
LidocainhydrochloridAstraZeneca
  6-0 SauggarnETHICONRD-1
AtipamezolhydrochloridZENOAQ
phosphatgepufferte KochsalzlösungWako045-29795
Surge WaveMoritaTR-900-OR
Diamond Bar 006Morita14070057
Diamond Bar 010Morita14070081
IntensivstationMenixP-100

Referenzen

  1. Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hear Res. 349, 138-147 (2017).
  2. World Health Organization. Deafness and hearing loss (Fact sheet N8300). , Available from: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs300/en/ (2015).
  3. Thompson, D. C., et al. Universal newborn hearing screening: summary of evidence. JAMA. 286 (16), 2000-2010 (2001).
  4. Wang, X. Neural coding strategies in auditory cortex. Hear Res. 229 (1-2), 81-93 (2007).
  5. Wang, X. On cortical coding of vocal communication sounds in primates. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (22), 11843-11849 (2000).
  6. Bendor, D., Wang, X. The neuronal representation of pitch in primate auditory cortex. Nature. 436 (7054), 1161-1165 (2005).
  7. Bendor, D., Wang, X. Neural coding of periodicity in marmoset auditory cortex. J Neurophysiol. 103 (4), 1809-1822 (2010).
  8. Eliades, S. J., Wang, X. Sensory-motor interaction in the primate auditory cortex during self-initiated vocalizations. J Neurophysiol. 89 (4), 2194-2207 (2003).
  9. Eliades, S. J., Wang, X. Dynamics of auditory-vocal interaction in monkey auditory cortex. Cereb Cortex. 15 (10), 1510-1523 (2005).
  10. Eliades, S. J., Wang, X. Neural substrates of vocalization feedback monitoring in primate auditory cortex. Nature. 453 (7198), 1102-1106 (2008).
  11. Hosoya, M., Fujioka, M., Ogawa, K., Okano, H. Distinct Expression Patterns Of Causative Genes Responsible For Hereditary Progressive Hearing Loss In Non-Human Primate Cochlea. Sci Rep. 6, 22250(2016).
  12. Hosoya, M., Fujioka, M., Kobayashi, R., Okano, H., Ogawa, K. Overlapping expression of anion exchangers in the cochlea of a non-human primate suggests functional compensation. Neurosci Res. 110, 1-10 (2016).
  13. Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
  14. Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
  15. Sasaki, E., et al. Establishment of novel embryonic stem cell lines derived from the common marmoset (Callithrix jacchus). Stem Cells. 23 (9), 1304-1313 (2005).
  16. Tomioka, I., et al. Generating induced pluripotent stem cells from common marmoset (Callithrix jacchus) fetal liver cells using defined factors, including Lin28. Genes Cells. 15 (9), 959-969 (2010).
  17. Harada, T., Tokuriki, M. Effects of click intensity and frequency on the brain-stem auditory evoked potentials in the common marmoset (Callithrix jacchus). J Vet Med Sci. 59 (7), 561-567 (1997).
  18. Harada, T., Tokuriki, M., Tanioka, Y. Age-related changes in the brainstem auditory evoked potentials of the marmoset. Hear Res. 128 (1-2), 119-124 (1999).
  19. Juhn, S. K., Hunter, B. A., Odland, R. M. Blood-labyrinth barrier and fluid dynamics of the inner ear. Int Tinnitus J. 7 (2), 72-83 (2001).
  20. Nakashima, T., et al. Disorders of cochlear blood flow. Brain Res Brain Res Rev. 43 (1), 17-28 (2003).
  21. Akil, O., Rouse, S. L., Chan, D. K., Lustig, L. R. Surgical method for virally mediated gene delivery to the mouse inner ear through the round window membrane. J Vis Exp. (97), (2015).
  22. Jero, J., Tseng, C. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. A surgical approach appropriate for targeted cochlear gene therapy in the mouse. Hear Res. 151 (1-2), 106-114 (2001).
  23. Iizuka, T., et al. Noninvasive in vivo delivery of transgene via adeno-associated virus into supporting cells of the neonatal mouse cochlea. Hum Gene Ther. 19 (4), 384-390 (2008).
  24. Kilpatrick, L. A., et al. Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear. Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).
  25. Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. Inner ear transgene expression after adenoviral vector inoculation in the endolymphatic sac. Hum Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).
  26. Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. The functional and structural outcome of inner ear gene transfer via the vestibular and cochlear fluids in mice. Mol Ther. 4 (6), 575-585 (2001).
  27. Praetorius, M., Baker, K., Weich, C. M., Plinkert, P. K., Staecker, H. Hearing preservation after inner ear gene therapy: the effect of vector and surgical approach. ORL J Otorhinolaryngol Relat Spec. 65 (4), 211-214 (2003).
  28. Nakagawa, T., et al. Topical insulin-like growth factor 1 treatment using gelatin hydrogels for glucocorticoid-resistant sudden sensorineural hearing loss: a prospective clinical trial. BMC Med. 8, 76(2010).
  29. Piu, F., et al. OTO-104: a sustained-release dexamethasone hydrogel for the treatment of otic disorders. Otol Neurotol. 32 (1), 171-179 (2011).
  30. Plontke, S. K., et al. double blind, placebo controlled trial on the safety and efficacy of continuous intratympanic dexamethasone delivered via a round window catheter for severe to profound sudden idiopathic sensorineural hearing loss after failure of systemic therapy. Laryngoscope. 119 (2), 359-369 (2009).
  31. Wenzel, G. I., Warnecke, A., Stover, T., Lenarz, T. Effects of extracochlear gacyclidine perfusion on tinnitus in humans: a case series. Eur Arch Otorhinolaryngol. 267 (5), 691-699 (2010).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Wirkstofffreisetzungposteriore TympanotomieRundfensternischeauditorisch evozierte HirnstammpotenzialeNervus facialisGehörknöchelchenketteSchläfenbein
Ein chirurgischer Eingriff für die Verwaltung der Medikamente an das Innenohr in eine nicht-menschliche Primaten Weißbüschelaffe (Callithrix Jacchus)
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.