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Methodenartikel

Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT)

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DOI:

10.3791/56672

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7. Januar 2018

 , 
1Department of Laboratory Medicine, Medical University of Vienna

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Der aktuelle Artikel beschreibt die Erzeugung und metabolische Charakterisierung von fettreichen Diät gefütterten Mäusen als Modell für Diät-induzierten Insulinresistenz und Fettleibigkeit. Freuen Sie sich auf weitere detaillierte Protokolle, um die oralen Glukose-Toleranz-Test und die Insulin-Toleranz-Test, Ganzkörper-Veränderungen der Glukose Stoffwechsel in VivoÜberwachung durchführen.

Zusammenfassung

Adipositas ist den wichtigste einzelnen Risikofaktor in der Pathogenese des Typ 2 Diabetes, eine Krankheit, die durch eine Resistenz gegen Insulin stimuliert Glukoseaufnahme und eine grobe Dekompensation der systemischen Glukosestoffwechsel auszeichnet. Trotz erheblicher Fortschritte im Verständnis der Glukose-Stoffwechsel bleiben die molekularen Mechanismen der seine Regelung in Gesundheit und Krankheit untersucht, während neue Ansätze zur Vorbeugung und Behandlung von Diabetes dringend benötigt werden. Abgeleitete Glukose die Bauchspeicheldrüse Sekretion von Insulin stimuliert, dient als der wichtigste Regulator der zellulären anabole Prozesse während der gefüttert-Zustand und damit den Blutzucker Ernährung Ebenen um systemische Energiestatus aufrecht zu erhalten. Chronische Überfütterung Auslöser Meta-Entzündung, führt zu Veränderungen im peripheren Insulin-Rezeptor-assoziierten Signal- und reduziert somit die Empfindlichkeit gegenüber Insulin-vermittelte Glukose zur Verfügung. Diese Ereignisse führen letztendlich zu erhöhten Nüchtern-Glukose und Insulinspiegel sowie eine Reduktion in Glukose-Toleranz, die wiederum als wichtige Indikatoren der Insulin-Resistenz dienen. Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Erzeugung und metabolische Charakterisierung der fettreiche Diät (HFD)-gefüttert Mäuse als häufig verwendete Modell der Diät-induzierten Insulin-Resistenz. Wir zeigen im Detail die oralen Glukosetoleranztest (OGTT), die periphere entsorgen ein oral verabreichtes Glukose Belastung und Insulin-Sekretion im Laufe der Zeit überwacht. Darüber hinaus präsentieren wir ein Protokoll für die Insulin-Toleranz-Test (ITT), Ganzkörper-Insulinwirkung zu überwachen. Zusammen repräsentieren diese Methoden und ihre nachgelagerten Anwendungen leistungsstarke Tools zur Charakterisierung des allgemeine metabolische Phänotyps von Mäusen sowie, insbesondere Veränderungen im Metabolismus von Glukose zu beurteilen. Sie können besonders nützlich sein, in den breiten Forschungsfeld der Insulinresistenz, Diabetes und Fettleibigkeit, ein besseres Verständnis der Pathogenese sowie hinsichtlich der Auswirkungen der therapeutische Interventionen zu testen.

Einleitung

In der entwickelten Welt erreicht Adipositas und Diabetes epidemische Dimensionen aufgrund von Bewegungsmangel und dem übermäßigen Konsum von verarbeiteten Lebensmitteln, Effekte, die durch schnelle Verstädterung, Industrialisierung, sowie Globalisierung getrieben werden. Obwohl Forschung auf Insulin-Resistenz und seine Komorbiditäten, wie z. B. Hyperlipidämie und Atherosklerose, hat erlangte Bekanntheit in den letzten Jahrzehnten die komplexen biologischen Mechanismen, die regulieren den Stoffwechsel in Gesundheit und Krankheit bleiben unvollständig verstanden und es gibt noch ein dringender Bedarf an neuen Behandlungsmethoden zur Prävention und Behandlung dieser Krankheiten1.

Insulin und seine counter-regulatory Hormon Glucagon dienen als die wichtigsten Regulatoren der zellulären Energie Versorgung und Makronährstoff Gleichgewicht, damit gleichzeitig die richtige systemische Blut Glukose Konzentrationen2. Glukose selbst fungiert als eines der wichtigsten Stimulatoren der Insulin-Sekretion von β-Zellen der Bauchspeicheldrüse, während andere Makronährstoffe, Humorale Faktoren sowie der neuronalen Input weiter diese Antwort ändern. Insulin löst folglich die anabolen Prozesse des Staates, genährt durch die Diffusion des überschüssigen Blutzuckers in Muskel- und Fettzellen zu erleichtern und weitere Aktivierung Glykolyse sowie Protein oder Fettsäure-Synthese bzw.. Darüber hinaus unterdrückt Insulin hepatische Glukose Ausgabe durch Hemmung der Glukoneogenese. Chronische überschüssige Energieverbrauch und Meta-Entzündung führen zu Hyperinsulinämie und periphere Insulinresistenz durch die Down-Regulierung der Insulin-Rezeptor-Expression sowie Änderungen im nachgeschalteten Signalwege, wodurch sich beeinträchtigt Empfindlichkeit gegenüber Insulin-vermittelte Glukose-Entsorgung sowie unzureichende Hemmung der hepatischen Glukose Produktion3,4,5,6.

Eine breite Palette von Tiermodellen mit genetischen, Ernährungs- oder experimentelle Induktion von Krankheit erwiesen sich als hervorragendes Werkzeug, um die molekularen Mechanismen der Insulin-Resistenz und verschiedene Formen von Diabetes sowie die begleitenden Erkrankungen7 studieren werden . Ein Paradebeispiel ist die weit verbreitete und etablierte HFD-induzierte Mausmodell, charakterisiert durch schnelle Gewichtszunahme durch erhöhte Nahrungsaufnahme in Kombination mit reduzierten Stoffwechseleffizienz, wodurch Insulin Widerstand8, 9. sowohl bei Tiermodellen und beim Menschen, eine Erhöhung der Fastende Glukose und Insulin Blutspiegel, sowie ein eingeschränkter Toleranz gegenüber Glukose Verwaltung sind häufig verwendete Indikatoren der Insulin-Resistenz und andere systemische Veränderungen der Glukose Stoffwechsel. Blut Glukose und Insulin Überwachungsstufen an den basalen Zustand oder nach der Stimulation sind daher bequem auslesen.

Dieses Protokoll beschreibt die Generation der HFD gefütterten Mäusen sowie zwei häufig verwendete Methoden, den oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und der Insulin Resistenz-Test (ITT), die nützlich, die metabolische Phänotyp zu charakterisieren und zu untersuchen sind Veränderungen im Glukosestoffwechsel. Wir beschreiben den OGTT im Detail, die die Entsorgung von ein oral verabreichtes Glukose Belastung und Insulin-Sekretion im Laufe der Zeit bewertet. Darüber hinaus bieten wir Anweisungen darüber, wie die ITT zur Insulinwirkung Ganzkörper-Untersuchung durch die Überwachung der Konzentration im Blut Glukose als Reaktion auf einen Bolus Insulin führen. Die in diesem Artikel beschriebenen Protokolle sind gut etabliert und wurden in mehreren Studien10,11,12verwendet. Neben geringfügigen Änderungen, die dazu beitragen können, um Erfolg zu erhöhen, bieten wir Richtlinien für experimentelles Design und Datenanalyse sowie nützliche Hinweise auf mögliche Fallstricke zu vermeiden. Die hier beschriebenen Protokolle kann sehr mächtige Werkzeuge, um den Einfluss von genetischen, pharmakologische, diätetische und andere Umweltfaktoren auf ganzen Körper Glukose-Stoffwechsel und seine assoziierten Erkrankungen wie z. B. Insulin-Resistenz zu untersuchen. Zusätzlich zur Stimulation mit Glukose oder Insulin kann eine Vielzahl von anderen Verbindungen zur Stimulation abhängig vom Zweck der einzelnen Forschung verwendet werden. Obwohl außerhalb des Geltungsbereichs dieser Handschrift, können viele andere downstream-Anwendungen auf den gezogenen Blutproben, wie die Analyse der Blutwerte als Glukose und Insulin (z.B., Lipid und Lipoprotein-Profile) sowie detaillierte durchgeführt werden Analyse der Stoffwechselmarker (z. B.durch quantitative Real-Time Polymerase Chain Reaction (PCR), Western-Blot Analyse und Enzyme-Linked Immunosorbentprobe Assay (ELISA)). Weitere flow Cytometry und Fluoreszenz aktiviert Zelle sortieren (FACS) angewandt werden, um die Effekte in verschiedene einzelne Zellpopulationen zu untersuchen, während transkriptomischen, Proteomik und Metabolomic Ansätze auch für ungezielte Analyse genutzt werden können.

Alles in allem bieten wir ein einfaches Protokoll um HFD-induzierte Mausmodell zu generieren, bei der weiteren Beschreibung zwei leistungsstarke Ansätze zur Untersuchung Ganzkörper-Stoffwechselveränderungen, die OGTT und der ITT, die nützliche Werkzeuge für das Studium der Pathogenese der Krankheit sein kann und Entwicklung neuer Therapien, vor allem im Bereich der Stoffwechsel-assoziierten Erkrankungen wie Insulinresistenz und Diabetes.

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Protokoll

Alle hier beschriebene Methoden wurden durch die Animal Care and Use Committee der medizinischen Universität Wien genehmigt und nach der Föderation der Europäischen Labor Tier Wissenschaft Verbände (FELASA) durchgeführt. Bitte beachten Sie, dass alle in diesem Protokoll beschriebene Verfahren nur durchgeführt werden, sollte nach institutionellen und staatlichen Genehmigung sowie von Mitarbeitern, die technisch kompetent sind.

(1) HFD gefütterten Mäusen

Hinweis: Pflegen Sie alle C57BL/6J Mäuse auf einem 12-h-hell/dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Nahrungsmitteln und Trinkwasser.

  1. 6 Wochen alt, Ort Mäuse für 8-12 Wochen auf eine HFD (40-60 % Fettkalorien) induzieren Adipositas, bei der Fütterung der schlanke Kontrollgruppe einer fettarme Ernährung (LFD) (10 % Fettkalorien).
  2. Das Körpergewicht der Mäuse auf einer wöchentlichen Basis zu bestimmen. Die Gewichtungskurven sollten ähnliche Muster in beiden Gruppen mit einer höheren Neigung in der HFD gefütterten Gruppe zeigen.

(2) OGTT

Hinweis: Wenn alle 15 min Zeit Probenahmestellen Blut während OGTT ausgewählt werden, sollte das Experiment mit einem Maximum von 15 Mäuse parallel durchgeführt werden um mindestens 1 min Bearbeitungszeit pro Maus haben.

  1. Vorbereitungen am Vortag OGTT
    1. Übertragen Sie die Mäuse in einen Käfig mit frischer Bettwäsche und schnell sie über Nacht vor der Prüfung (14 h), gleichzeitig sicherzustellen, dass die Mäuse Zugang zu sauberem Trinkwasser haben (z.B., entfernen Sie das Essen zu 18:00 für eine Startzeit am nächsten Morgen um 08:00).
      Hinweis: Fasten Mäuse über Nacht ist die Standardtherapie, aber eine kürzere schnelle (5-6 h) mehr physiologische für Mäuse (Einzelheiten siehe Diskussion ).
  2. Vorbereitungen am Tag des Experiments (aber vor dem Experiment)
    1. 10 mL 20 % Glukoselösung vorbereiten (auflösen D-(+)-Glukose in destilliertem Wasser).
      Hinweis: Alle Reagenzien, die den Tieren verabreicht werden müssen pharmakologische Klasse und steril.
    2. Plasmagewinnung, eine 96-Well-Platte vorbereiten, indem Sie einen Brunnen für jeden Zeitpunkt der Probenahme und jede Maus mit 5 µL NaEDTA (0,5 M EDTA, pH 8.0 in 0,9 % NaCl, Lagerung bei RT). Während des Experiments speichern Sie diese Platte auf dem Eis.
      Hinweis: Siehe ergänzende Abbildung 1 für eine detaillierte Checkliste.
  3. Messen Sie das Körpergewicht von allen Mäusen und markieren Sie ihren Schwänzen mit einem wasserfesten Filzstift, um die Mäuse leicht zu unterscheiden (z.B., Maus 1 = 1 Dash, Maus 2 = 2 Bindestriche usw.)zu machen.
  4. Glukose-Messung und Blutabnahme (Abbildung 2)
    1. Schneiden Sie vorsichtig 1-2 mm von der Schwanzspitze mit einer scharfen Schere ("Variante A" in Abbildung 2). Wischen Sie immer den ersten Blutstropfen, Hämolyse oder Kontamination mit Gewebeflüssigkeit vor New Blutentnahme für Blut-Glucose-Bestimmung zu vermeiden. Zeichnen Sie eine kleine Blutprobe (~ 3 µL) für die Messung der basale Blutzuckerspiegel (= Zeitpunkt 0) mit dem Blutzuckermessgerät.
      Achtung: Überprüfen Sie und einstellen Sie der Chargennummer der Teststreifen auf ein Blutzuckermessgerät.
      Hinweis: Als eine alternative Blut-Sampling-Methode, nick die seitlichen Schweif Ader einer Maus mit einem scharfen Skalpell-Klinge ("Variante B" in Abbildung 2). Die seitlichen Schweif Vene ist in der Regel etwa ein Drittel über die Länge der Rute aus der Schwanzspitze, bewegt in Richtung zur Unterseite der Rute für mehrere Proben zugegriffen. Ein Lokalanästhetikum Creme wird empfohlen. Blutfluss zu stoppen, durch Finger Druck auf das Weichgewebe mindestens 30 s bevor das Tier an seinem Käfig zurückgegeben wird.
    2. Sammeln Sie eine Blutprobe (rund 30 µL) mit einer frischen Kapillarrohr (halten die Kapillarrohr-horizontale). Leeren Sie das Kapillarrohr mit einer Pipette indem man die Pipettenspitze an der Spitze des Kapillarrohr Ende und drücken vorsichtig das gesammelte Blut in einen Brunnen von 96-Well-Platte unter Vermeidung von Luftblasen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für alle Mäuse - einzeln nacheinander.
      Hinweis: Als Alternative zur Blutentnahme über ein Kapillarrohr verwenden eine Pipette angepasst, um das korrekte Volumen (z.B. 30 µL) Blut sammeln oder sammeln Sie einen Tropfen Blut aus dem Schweif auf Paraffin Film- und Pipettieren es in die EDTA-Lösung. Unbedingt vermeiden Sie den Kontakt mit Blut oder Blutzuckermessgerät Teststreifen, Vaseline, da sie Glukose und Insulin Messungen beeinflussen kann.
      Achtung: Der OGTT ist sehr belastend für Mäuse: schlanke Mäuse können rund 15 % des Körpergewichts bei nächtlichem Fasten verlieren. Darüber hinaus führt die Blutabnahme zu unterschiedlichen Zeitpunkten zu einem erheblichen Verlust an Blut. Für leichter Blutabnahme ist es möglich, Mouse-tail mit Vaseline vorsichtig zu massieren.
      Hinweis: Institutionelle Richtlinien können die zulässige Menge an Blut gesammelt innerhalb einer gesetzten Frist beschränkt. Die Probenahme Mengen und Zeitpunkte sollte angepasst werden, um die zulässigen Höchstwerte nicht überschreiten. Das Körpergewicht der Mäuse sollte verwendet werden, um die Summe berechnen Blut Rückzug erlaubt.
  5. Berechnen Sie die erforderliche Menge Glukose-Lösung auf Basis von Körpergewicht (1 g Glukose/kg Körpergewicht, dies kann bis zu 3 g/kg erhöht werden) durch orale Magensonde für jede Maus verabreicht werden. Zum Beispiel müsste eine Maus mit einem Körpergewicht von 30 g 150 µL einer 20 %-Glukose-Lösung, 30 mg von Glukose zu verwalten.
    Hinweis: Um die Dosis von Glukose auf das Gewicht der Maus zu erkunden ist das Standardverfahren. Wenn Körper Zusammensetzung Daten vorhanden sind, die Dosis von Glukose OGTT berechnet werden soll basierend auf den mageren Körpermasse (Einzelheiten siehe Diskussion ).
  6. Glukose-Verwaltung
    1. Bereiten Everythingthat ist während des gesamten Experiments im Voraus erforderlich (Timer, Experiment Schaublatt, Glukose-Monitor und Streifen, Kapillaren, Spritzen, Glukoselösung, 96-Well-Platte, Skalpell, Taschenrechner, Gleichgewicht, Permanentmarker, Bank Papiere, ein Pipette mit einer Spitze und Handschuhe).
    2. Für Glukose Anwendung zurückhalten der Maus fest greifen sie durch das Genick. Tragen Sie genügend Festigkeit auf die Haut um den Hals zu verhindern, dass die Maus aus dem Restrain verdrehen und richtig seinen Kopf nach hinten neigen. Auch dafür sorgen Sie, dass die Maus richtig atmen kann.
      Hinweis: Sobald Glukose-Verwaltung gestartet wird, ist gutes Zeitmanagement sehr wichtig.
    3. Verwalten Sie sorgfältig die Glukoselösung (basierend auf Schritt 2.5) direkt in den Magen mit einer Fütterung Nadel. Richten Sie vorsichtig die Fütterung Nadel durch den Mund in Richtung Speiseröhre. Lassen Sie die Maus, um die Nadel zu schlucken: die Nadel ganz versinkt in der unteren Speiseröhre/Magen der Maus. Dann Spritzen Sie die Glukoselösung verdünnt werden (Abb. 3a).
      1. Wenn jeder Widerstand erfüllt ist oder wenn das Tier sofort kämpft, ziehen Sie die Nadel heraus und neu zu positionieren. Der Timer gestartet wird unmittelbar nach der ersten Magensonde und Glukose an alle anderen Mäuse in Intervallen von 1 min zu verabreichen.
        Hinweis: Es kann hilfreich sein, einen Tropfen der Glukoselösung direkt von der Fütterung Nadel bis zur Mündung der Maus, gelten die anregen wird, lecken und schlucken, und erleichtert so einfacher einfügen der Fütterung Nadel. Wenden Sie Druck nicht an, wenn die Fütterung Nadel einsetzen, da dies das Tier ernsthaft verletzen kann.
  7. Messen Sie nach 15 min des Blutzuckerspiegels mit dem Blutzuckermessgerät und zusätzlich nehmen Sie Blutproben (~ 30 µL) (als detailliert beschrieben im Schritt 2.4) jede Maus in der gleichen Reihenfolge, wie sie injiziert wurden.
    Hinweis: Das Zeitmanagement ist sehr wichtig; so eng wie möglich mit der gleichen Zeiträume für die Magensonde zu folgen. Lassen Sie die Mäuse bewegen sich so frei wie möglich und Grenze einstweilige Verfügung auf ein Minimum, während des gesamten Verfahrens zur Verringerung der Belastung, die die Ergebnisse verändern kann. Melken Sie Rute mit einer Hand und sammeln Sie das Blut mit dem anderen.
  8. Wiederholen Sie Schritt 2.7 zu ausgewählten Zeitpunkten abhängig von den erwarteten Ergebnissen (z. B.bei 30, 45, 60, 90, 120, 150 und 180 min nach Gabe von Glukose). Wenn die ausgewählte Zeitpunkte länger als 120 min. sind, sicherzustellen Sie, dass die Mäuse Zugang zu sauberem Trinkwasser haben. Stellen Sie sicher, dass die Mäuse immer Zugang zu sauberem Trinkwasser haben. Nach Abschluss des Experiments die Mäuse zurück in ihre Heimat Käfige mit Nahrung und Wasser ausgestattet.
    Achtung: Der OGTT ist sehr anstrengend für die Mäuse. Deshalb warten Sie mindestens 1 Woche vor Durchführung des nächsten metabolischen Tests, wie ein ITT.
  9. Zentrifugieren Sie nach dem Experiment Blutproben bei 2.500 x g, 30 min, 4 ° C. Übertragen Sie den überstand (Plasma) leeren Brunnen der Platte und speichern es bei-20 ° C bis zur Analyse.
    1. Hämolyse der Proben aufnehmen, falls vorhanden (siehe Abschnitt 3).
  10. Insulin-Plasmaspiegel mit einem kommerziell erhältlichen ELISA kit (siehe die Tabelle der Materialien) zu bestimmen nach den Anweisungen des Herstellers des Kit.
    Hinweis: Je nach dem Fasten Zustand sowie auf den Stoffwechsel der untersuchten Mäuse, Schwierigkeiten während dieser Assay können auftreten: Übernachtung Fasten Insulin Ebenen (Zeitpunkt 0) sind sehr niedrig und somit nahe an der Nachweisgrenze liegt. Um dieses Problem zu vermeiden, verdoppelt die Menge der empfohlenen Plasmavolumen und dementsprechend das Ergebnis des ELISA-Tests zu halbieren. Auf der anderen Seite, wenn Mäuse Insulin während OGTT, vor allem bei HFD gefütterten Mäusen erreicht, darf der Insulinspiegel die Nachweisgrenze: die Probe verdünnen (z.B.10-divisibel mit 0,9 % NaCl) und den ELISA-Test zu wiederholen. Hämolyse in Plasma-Proben führen zu den Abbau von Insulin, was zu einem Rückgang der Ablesewerte. Die Degradation hängt von Zeit, Temperatur und der Hämoglobin-Konzentration in der Probe. Halten Sie immer lipämischen Proben, kalt oder auf Eis, Insulin Abbau zu reduzieren.

3. ITT

Hinweis: Die gleichen Vorsichtsmaßnahmen für OGTT (Umgang mit Mäusen, Blut, Glucometer und Vaseline verwenden) beschrieben haben auch anzuwenden, wenn die ITT durchführen. Beispielsweise sollten alle Injektionen innerhalb von 15 Minuten in 1 min Abständen erfolgen, wenn 15 Mäuse parallel getestet werden. Für das ITT ist nachfolgende Sammlung von Blutproben mit Kapillarröhrchen optional.

  1. Vorbereitungen vor dem experiment
    1. Schnelle Mäuse für mindestens 2 Stunden vor Insulininjektion, gleichzeitig sicherzustellen, dass die Mäuse Zugang zu sauberem Trinkwasser haben (z. B.entfernen Essen am 08:00, testen Sie Mäuse 2-5 h später).
    2. Verdünnen Sie Insulin 1:1,000 in 0,9 % NaCl (Lager: 100 U/mL Insulin; arbeiten Konzentration 0,1 U/mL) und 20 % Glukose vorbereiten (D-(+)-Glukoselösung gelöst in destilliertem Wasser) verabreicht werden, wenn die Mäuse blutzuckersenkende geworden.
      Hinweis: Die ITT erfolgt in der Regel nach einer kurzen schnell die Hypoglykämie zu vermeiden, die sonst über Nacht auftreten Tiere gefastet. Alle Reagenzien, die den Tieren verabreicht werden müssen pharmakologische Klasse sein und steril.
  2. Messen Sie das Körpergewicht von Mäusen zu, markieren Sie Heck schneiden Sie die Schwanzspitze mit einer scharfen Schere und Messen Sie basale Blutzuckerspiegel zu, wie zuvor für den OGTT in Schritt 2.4 beschrieben.
  3. Insulininjektion
    1. Intraperitoneal Insulin injizieren (0,75 U Insulin/kg Körpergewicht, vorher berechnet), zurückhalten die Maus durch das Genick-Verfahren.
    2. Verwenden Sie ein frisches, steriles 27 oder 30 gauge Nadel für jedes Tier zur Vermeidung von Beschwerden und das Risiko einer Infektion der Injektionsstelle.
      Hinweis: Sterilisierung der Haut verlängere die Dauer der Insulinverabreichung und kann dadurch zusätzliche Störungen des Tieres. Daher ist es nicht empfohlen.
    3. Neigen Sie den Kopf der Maus nach unten, in einem leichten Winkel, die ventrale Seite des Tieres verfügbar zu machen. Legen Sie die sterile Nadel mit Abschrägung oben und in einem Winkel von 30° im unteren rechten Quadranten des Abdomens des Tieres (Abb. 3 b). Der Timer gestartet wird unmittelbar nach die ersten Maus injiziert wird.
      Hinweis: Niedrig dosierte ITTs (0,1 U/kg) kann durchgeführt werden, um speziell hepatische Insulinsensitivität beurteilen. Für den OGTT Berechnung der Einspritzmenge anhand des Körpergewichts ist das Standardverfahren und stützen die Dosis auf fettfreien Masse wird bevorzugt, wenn Körper Zusammensetzung Daten vorliegen.
  4. Messen des Blutzuckerspiegels zu ausgewählten Zeitpunkten (z. B.nach 15, 30, 45, 60 und 90 min).
    Hinweis: Da Insulin eine kurze Halbwertszeit von ~ 10 min in Mäusen13 hat, späten Unterschiede nach Insulinverabreichung (z. B.nach 2 h) entsprechen möglicherweise keine direkte Auswirkung der Insulinwirkung. 20 % Glukoselösung zu verwalten, für den Fall, dass eine Maus blutzuckersenkende wird (den Blutglukosespiegel unter 35 mg/dL) und befindet sich in Gefahr zu sterben.
  5. Nachdem die letzte Zeit zeigt, legen Sie die Mäuse zurück in ihre Heimat Käfige mit reichlich Futter und Wasser zubereitet.

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Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt eine schematische Zeittabelle für metabolische Phänotypisierung von Mäusen auf Diäten. Im Alter von ca. 6 Wochen sollten Mäuse auf eine HFD platziert werden, während eine LFD-Gruppe als die Kontrollgruppe dienen kann. Wichtig ist, sollte wöchentlich Körpergewicht ermittelt werden, zu beobachten, ob es eine erwartete Zunahme des Körpergewichts. Jede Art von Stress (z.B., Lärm oder aggressive männliche Verhalten) Körpergewichtszunahme...

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Diskussion

Mit der hohen Prävalenz von Diabetes und Folgeerkrankungen der Weltbevölkerung ist eine starke Voraussetzung für Forschung Adressierung der molekulare Mechanismus, Prävention und Behandlung von Krankheiten19. Die vorgestellte Protokoll beschreibt bewährte Methoden für die Erzeugung von HFD Mäuse, ein robustes Tiermodell zur metabolischen Forschung sowie die Durchführung des OGTT und ITT, die mächtige Werkzeuge für die Bewertung der Ganzkörper-Stoffwechselveränderungen sind wie Insulin-Resistenz. I...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Forschung wurde von der medizinischen wissenschaftlichen Fonds des Bürgermeisters der Stadt Wien und der Österreichische Gesellschaft Für Laboratoriumsmedizin Und Klinische Chemie unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Mausstamm: C57BL/6JThe Jackson Laboratory664LFD/HFD
Accu Chek Performa - BlutzuckermessgerätRoche6870228OGTT/ITT
Accu Chek Performa - StripsRoche6454038OGTT/ITT
D-(+)-GlukoselösungSigma-AldrichG8769OGTT
Actrapid - InsulinNovo Nordisk417642ITT
Wiederverwendbare FütterungsnadelnFine Science Tools#18061-22OGTT; 22 Gauge (-24 Gauge für junge Mäuse)
Omnifix-Fine DosierspritzenBraun9161406VOGTT/ITT
Sterican Insulinnadel (30G x 1/3"; ø 0,30 x 13 mm)Braun304000ITT; magere Mäuse
Sterican (G 27 x 3/4"; ø 0,40 x 20 mm)   Braun4657705ITT; Mäuse auf HFD
96 Well PCR-Platten, ohne Rand, flexibelBraintree Scientific, Inc.SP0016OGTT
Ultrasensitive Maus Insulin ELISA KitCrystam Chem90080OGTT
Nagetierdiät mit 60% kcal% FettResearch Diets IncD12492Mäuse auf HFD
Nagetierdiät mit 10% kcal% Fett.Research Diets IncD12450BMäusen auf LFD
BRAND Mikrohämatokrit-KapillareSigma-AldrichBR749321OGTT/ITT
Vaseline - CrèmeRivieraP1768677OGTT/ITT

Referenzen

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