Methodenartikel

In Vivo Bewertung der Fraktur Kallus Entwicklung während der Knochenheilung bei Mäusen mit einem MRI-kompatiblen Osteosynthese Gerät für Maus Femur

9K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/56679

⸱

14. November 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Orthopedic Research and Biomechanics, University Medical Center Ulm, 2RISystem, 3Core Facility Small Animal MRI, University Medical Center Ulm, 4Department of Traumatology, Hand-, Plastic-, and Reconstructive Surgery, University Medical Center Ulm

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Auswertung der Gewebeentwicklung in Fraktur Kallus während Endochondral Knochenheilung ist wichtig, den Heilungsprozess überwachen. Wir berichten hier, die Verwendung von einer Magnetresonanztomographie (MRT)-kompatibel Fixateur externe für die Maus Femur erlauben MRI scans während Knochenregeneration bei Mäusen.

Zusammenfassung

Endochondral Frakturheilung ist ein komplexer Prozess mit der Entwicklung von faserigen, knorpeligen und knöchernen Gewebe in der Fraktur Kallus. Die Menge der verschiedenen Gewebe in der Kallus liefert wichtige Informationen über den Fortschritt der Frakturheilung. Verfügbar in Vivo Techniken, längs der Kallus Gewebeentwicklung in präklinischen Frakturheilung Studien mit kleinen Tieren zu überwachen sind digitale Radiographie und µCT-Bildgebung. Beide Techniken sind jedoch nur in der Lage, zwischen mineralisierten und nicht mineralisierten Gewebe zu unterscheiden. Infolgedessen ist es unmöglich, Knorpel aus fibrösem Gewebe zu unterscheiden. Im Gegensatz dazu Magnetresonanz-Bildgebung (MRI) anatomische Strukturen anhand des Wassergehaltes visualisiert und können daher möglicherweise nicht-invasiv Weichgewebe und Knorpel in der Fraktur Kallus zu identifizieren. Hier berichten wir über die Verwendung von ein MRI-kompatiblen Fixateur externe für die Maus Femur, MRI-Scans während Knochenregeneration bei Mäusen zu ermöglichen. Die Experimente zeigten, dass der Fixateur und eine maßgeschneiderte Montagevorrichtung repetitive MRT-Untersuchungen erlauben damit Längsschnittanalyse von Fraktur-Kallus Gewebeentwicklung.

Einleitung

Sekundäre Frakturheilung ist die häufigste Form der Knochenheilung. Es ist ein komplexer Prozess imitiert bestimmte Aspekte von ontogenic Endochondral Verknöcherung1,2,3. Die frühen Fraktur Hämatom besteht überwiegend aus Immunzellen, Granulierung und Bindegewebe. Wenig Sauerstoff Spannung und biomechanischen Hochstämme Osteoblasten Differenzierung bei den Frakturspalt behindern, sondern fördern die Differenzierung von Vorläuferzellen in Chondrozyten4,5,6. Diese Zellen beginnen sich zu vermehren sich an der Stelle der Verletzung eine knorpelige Matrix bietet Primärstabilität des gebrochenen Knochens zu bilden. Während der Reifung der Kallus, Chondrozyten, hypertrophe, werden unterziehen Apoptose oder Trans-Osteoblasten differenzieren. Neovaskularisation bei der Knorpel-Knochen-Übergangszone bietet erhöhten Sauerstoffgehalt, die Bildung von Knochengewebe7ermöglicht. Nach knöcherne Überbrückung der Frakturspalt, biomechanische Stabilität erhöht und osteoclastic Umbau der externen Fraktur Kallus auftritt, um physiologische Knochen Kontur und Struktur3zu gewinnen. Daher liefern die Mengen von faserigen, knorpeligen und knöchernen Gewebe in der Fraktur Kallus wichtige Informationen über die Knochenheilung Prozess. Gestörte oder verzögerte Heilung wird sichtbar durch Veränderungen der Hornhaut Gewebeentwicklung sowohl bei Menschen und Mäusen8,9,10,11. Verfügbar in Vivo Techniken zur Längsrichtung Kallus Gewebeentwicklung in präklinischen Studien mit kleinen Tieren der Frakturheilung überwachen gehören digitale Radiographie und µCT imaging-12,13. Beide Techniken sind jedoch nur in der Lage, zwischen mineralisierten und nicht mineralisierten Gewebe zu unterscheiden. Im Gegensatz dazu MRT bietet ausgezeichneten Weichgewebe Kontrast und kann daher möglicherweise Weichgewebe und Knorpel in der Fraktur Kallus zu identifizieren.

Bisherige Arbeit zeigte vielversprechende Ergebnisse für Postmortem MRI bei Mäusen mit14 und in Vivo MRT artikuläre Frakturen bei Mäusen während intramembranous Knochendefekt heilende15. Beide Studien gaben auch begrenzte räumliche Auflösung und Gewebe-Kontrast. Wir zeigten zuvor die Machbarkeit der hochauflösenden in Vivo MRT für längs-Beurteilung der weichen Kallus-Bildung während der murinen Endochondral Frakturheilung16. Hier berichten wir über das Protokoll für die Verwendung eines MRI-kompatible externe Fixateur für Femur Osteotomie bei Mäusen um Kallus Gewebeentwicklung längs während der Endochondral Frakturheilung Prozess zu überwachen. Das Design der eine maßgeschneiderte Halterung zum Einschieben der Fixateur externe gewährleistet eine einheitliche Position während der wiederholten Scans.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

alle Tier Experimente internationale Regelungen für die Pflege und Verwendung von Labortieren eingehalten und wurden von den regionalen Regulierungsbehörden (Nr. 1250, Regierungspräsidium Tübingen, Deutschland) genehmigt. Alle Mäuse waren gepflegt in Gruppen von zwei bis fünf Tiere pro Käfig auf einem 14 h Licht, 10 h dunkel zirkadianen Rhythmus mit Wasser und Nahrung zur Verfügung gestellt Ad Libitum.

1. Vorbereitung der chirurgisches Material und Vorbehandlung der Mäuse

  1. alle chirurgischen Sterilisation Material. Verwenden Sie eine Autoklavierung Temperatur von 120-135 ° C für 20-30 min Sterilisation Zeit.
  2. Kauf C57BL/6 Mäusen oder Mäuse aus einem anderen Stamm, die zwischen 19-35 g Körpergewicht. Folgen Sie den entsprechenden Tierpflege und experimentelle Protokolle nach nationalen Richtlinien, die vom Prüfer zugelassen ist ' s institutionelle Tier Pflege und Nutzung Ausschuss. Rechnen Sie mit mindestens 7 Tage Eingewöhnungszeit vor Beginn des Verfahrens.
  3. Bieten Analgesie für alle Mäuse über das Trinkwasser einen Tag vor der Operation bis zu dem dritten postoperativen Tag.

2. Chirurgische Verfahren und Anwendung der Fixateur externe

  1. statt die Maus in ein Rohr mit 5-7 % Isofluran und 60 mL/min Sauerstoff vorinstalliert. Entfernen Sie nach Verlust der posturalen Reflexe die Maus aus der Narkose Induktion Tube und Aufrechterhaltung der Narkose über eine Bereitstellung von 1-3 % Isofluran und 60 mL/min Sauerstoff Inhalationsmaske.
    1. Monitor die Atmung Muster und Hind Pfote Reflex während der Narkose. Sicherzustellen, dass die Atemfrequenz liegt bei rund 100 Zyklen/Min. und der Hinterpfote Reflex fehlt.
      ​ Hinweis: die Menge des Gases notwendig ist abhängig von Alter, Geschlecht, Körpergewicht und Belastung der Maus.
  2. Vor der Operation, Spritzen die Maus subkutan mit einer Einzeldosis von Antibiotika (Clindamycin, 45 mg/kg). Darüber hinaus für die Aufrechterhaltung der physiologischen Flüssigkeitsbilanz, Spritzen die Maus mit einer subkutanen Flüssigkeit Depot 500 µL Kochsalzlösung (0,9 % NaCl).
  3. Hornhaut zu verhindern Trocknung, gelten Augensalbe für die Maus-Augen. Platzieren Sie den Mauszeiger auf eine Heizplatte bei 37 ° C während der Narkose und chirurgischer Eingriff weiterhin physiologische Körpertemperatur.
  4. Entfernen Sie das Fell aus der richtigen Hind Gliedmaßen und schrubben den OP-Bereich mit einem alkoholhaltigen Desinfektionsmittel. Abdecken der rechten Hinterpfote mit einem kleinen Teil eines sterilen Handschuh unsterilen Bereich zu vermeiden. Desinfizieren Sie die richtigen Hind Gliedmaßen dreimal. Legen Sie ein steriles Tuch über die ganze Maus mit Ausnahme der Operationsbereich.
  5. Einschneiden die Haut ca. 1 cm längs entlang der vorderen Seite des rechten Oberschenkel mit einem Skalpell. Trennen Sie unverblümt M. Biceps Femoris und M. Vastus Lateralis mit Mikro Scheren und Pinzetten. Schnittseite der Sehne Herkunft am Femur Trochanter mit einer Mikro Schere ermöglicht freien Zugang zu den anterolateralen Teil des Knochens. Stellen Sie sicher, dass der Ischiasnerv beibehalten wird.
  6. Position der Fixateur externe (axiale Steifigkeit von 3 N/mm, Abbildung 1 A) parallel zum Femur. Manuell Bohren Sie die durch Cortex mit einem 0,45-mm-Bohrer und legen Sie die Keramik Montage Stifte in die Bohrungen. Beginnen Sie mit die meisten proximalen Pin, gefolgt von der distalsten Pin und die beiden Stifte in-between.
    1. Stellen sicher, dass es keine Spannung, Kompression oder Schubspannung auf der Fixateur während der Montage-Verfahren, sonst wird die erreichte Osteotomie Lücke nicht durch Entspannung des Fixateurs ausreichen.
  7. Befeuchten die Knochen mit einer kleinen Menge des sterilen NaCl um Dehydrierung bei der Sägen zu vermeiden.
  8. Erstellen eine 0,4-mm-Osteotomie durch den gesamten Knochen zwischen den beiden inneren Pins mit einem 0,4 mm Gigli Seilsäge.
    Hinweis: Optional kann eine oszillierende Mikro-Säge verwendet werden um die Osteotomie zu erstellen. Achten Sie darauf, Metallspäne von der Säge im Bereich Osteotomie zu vermeiden.
  9. Spülen die Osteotomie Lücke vorsichtig mit 2 mL sterile NaCl Knochenchips zwischen zwei gebrochenen Cortex entfernen.
  10. Anpassung der Muskeln durch die Verwendung einer kontinuierlichen Naht mit einer resorbierbaren Naht (siehe Tabelle der Materialien). Passen Sie dann die Haut mithilfe von unterbrochenen nicht resorbierbaren Fäden (siehe Tabelle der Materialien). Um zu vermeiden, Wunde zu beißen, stellen Sie nicht die Naht am kranialen Teil der Wunde.
    Hinweis: Verwenden Sie nicht Hautkleber oder Clips da Mäuse in der Regel es aus der Wunde verursachen entfernen weitere Schäden an der Haut.
  11. Der OP-Bereich mit einem Desinfektionsmittel zu reinigen und platzieren Sie den Mauszeiger in seinen Käfig. Monitor Maus und Versorgung ausreichend Wärme (z.B. durch Infrarot-Licht) bis es vollständig wach ist. Wasser, Nahrungsaufnahme und Körpergewicht nach der Operation zu überwachen Stellen Sie sicher, dass das Tier nicht in Schmerz und Leid ist. Alle Mäuse über das Trinkwasser erst am dritten postoperativen Analgesie gewähren.
    Hinweis: Mäuse können in Gruppen von bis zu vier Tiere untergebracht werden.
  12. Überwachen die Maus ' s Aktivität auf 1 bis 5 Tage nach der Operation. Im Laufe dieser Zeit sollte die Maus auf der operierten Extremität tragen. Andernfalls muss die Maus von der weiteren Analyse ausgeschlossen werden.

3. MRT-Verfahren und Bildanalyse

  1. vor der MRI Scan-Verfahren, betäuben die Maus nach dem Protokoll in Schritte 2.1 und 2.3, und halten Sie die Atemfrequenz rund 100 Zyklen/min. der Fixateur externe an das richtige Hind Glied des Einfügen der Maus vorsichtig in eine maßgefertigte Halterung ( Abbildung 1 B, C).
    1. Achten Sie darauf, verbiegen oder Kompression des Fixateurs während dieses Schrittes zu vermeiden, da dies Frakturheilung behindern kann.
      Hinweis: Die MRT-Untersuchungen durchgeführt werden so früh wie 3 Tage nach der Operation, abhängig von der Pflege der Tiere und experimentelles Protokoll.
  2. Platzieren Sie den Mauszeiger auf eine temperaturgeregelte Wiege für Einführung in das MRT-Gerät. Anbringen der Halterung starr an der vier-Elemente-Kopf Spule.
  3. Erwerben MRT-Daten über eine dedizierte Hochfeld-klein-Tier-MRT-System mit 11,7 T.
    ​ Hinweis: die MRI Daten Erwerb Geometrie orientiert sich mit dem Oberschenkelknochen, orthogonal zu den Schrauben.
    1. Erfassen Daten durch die Anwendung einer Proton-Dichte Fett unterdrückt Mehrschicht TSE Sequenz (PD-TSE) mit Aufnahmeparameter: Echo/Wiederholung Zeit TE = 5,8 ms/TR = 2.500 ms, Auflösung Δr = 52 × 52 × 350 µm³, Field of View (FOV) = 20 × 20 mm ² und Bandbreite Δω = 150 KHz.
    2. Hinweis: die gesamte Akquisition 22 Scheiben dauert 36 min.
  4. Die erfassten Daten mit Bildanalyse-Software zu öffnen. Geben Sie die Voxel-Größe als 0,05 x 0,05 x 0,35 mm 3. Die verschiedenen Geweben in der Fraktur Kallus (Knochen, Knorpel, faserigen Gewebe/Knochenmark) anhand ihrer Intensität mit halbautomatischen Schnittstellenüberwachung wie folgt zu segmentieren.
    1. Klicken Sie auf die " neue Label-Feld bearbeiten ", klicken Sie " hinzufügen Material ", und benennen Sie das Material zur " Kallus ". Das umliegende Gewebe, basierend auf der Hypo-intensiven Signal aus dem Periost mit Kallus Bereich unterscheiden die " Lasso " Tool.
    2. Klicken Sie " Material hinzufügen ". Klicken Sie " hinzufügen Material " und benennen Sie das Material zur " Knorpel ". Segment den Knorpel durch die Verwendung der " Schwelle " Werkzeug und " wählen Sie nur aktuelle Material " aus " Kallus ". Klicken Sie " Knorpel " und " Material hinzufügen ". Wiederholen Sie diese Schritte mit " Knochen " und " Knochenmark/Bindegewebe ".
  5. 3D-Rekonstruktionen der gebrochenen Oberschenkelknochen, basierend auf dem Gewebe Segmentierungsdaten mit Bildanalyse-Software zu generieren. Klicken Sie " erzeugen Oberfläche ", gelten " keine " für " glätten Typ " und klicken Sie auf " Oberfläche Ansicht ".
    Hinweis: Sehr klein, hyper-intensive Bereiche rund um die EnDS der gebrochenen Cortex dürften Artefakte aufgrund des Übergangs von knöchernen, weiches Gewebe. Diese Bereiche sollten von der weiteren Analyse ausgeschlossen werden. Hyper-intensive Bereiche in der Mitte der Fraktur Kallus in der Endochondral Phase der Frakturheilung knorpelige Gewebe darstellen. Hypo-intensiv bei der Fraktur distale Kallus aus der Osteotomie Lücke in der Phase der Endochondral Verknöcherung und Bereichen mit der gleichen Intensität während der ganze Bruch Kallus bei später Heilung Stadien vertreten neu gebildeten knöchernen Kallus Gewebe. Obwohl diese Bereiche ein Hypo-intensiven Signal haben, ist die Signalintensität aus reifen Knochen (Kortex) sogar noch niedriger. Markieren Sie nach Schwellwerte die Signalintensität für Knochengewebe und knorpeligen Gewebe in der Fraktur Kallus das restliche Gewebe wie Knochenmark und Bindegewebe. Werte für Gewebe Segmentierung sind: Knochengewebe (einschließlich Reife Cortex, trabekulären Knochen und Gewebe knöchernen Kallus) ist im Bereich von 1-3.3 (normalisierte Signalintensität Reife Kortex), Knochenmark/Bindegewebe im Bereich von 3,4-5,4, segmentiert und knorpelige Kallus Gewebe im Bereich von 5,5-6,2.
  6. Wiederholen Sie bei Bedarf die MRT-Untersuchung längs während der Frakturheilung Prozess. Knorpelige Kallus Entwicklung zu verfolgen, die Mäuse auf 10, 14 und 21 Tage nach der Operation zu scannen.
    Hinweis: Die Zeitpunkte können hängen von der Pflege der Tiere und experimentelles Protokoll.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Erstens kann der Erfolg des chirurgischen Eingriffs durch Analyse von MRT-Untersuchungen bestätigt werden (siehe Beispiel in Abbildung 2). Alle vier Pins sollte in der Mitte der femoral Welle befinden. Die Größe der Lücke Osteotomie sollte zwischen 0,3-0,5 mm. Wenn die Größe der Osteotomie Lücke stark von diesen Werten variiert, sollte die Maus von der weiteren Analyse ausgeschlossen.

Zweitens, die ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Modifikationen und Fehlerbehebung:

Das Hauptziel dieser Studie war es, ein Protokoll für die Verwendung von einem MRI-kompatible externe Fixateur für Femur Osteotomie in der Maus mit der Fähigkeit, Kallus Gewebeentwicklung längs während des Endochondral Frakturheilung Prozesses überwachen zu beschreiben. Das Design der eine maßgeschneiderte Halterung zum Einschieben der Fixateur externe gewährleistet eine einheitliche Position während der wiederholten Scans. Halbautomatische G...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Der Autor Romano Matthys ist Angestellter der RISystem AG Davos, Schweiz, die produziert die Implantate und Implantat-spezifische Instrumente, die in diesem Artikel verwendet. Andere Autoren haben keine finanziellen Interessenkonflikte.

Danksagungen

Wir danken Sevil Essig, Stefanie Schroth, Verena Fischer, Katja Prystaz, Yvonne Hägele und Anne Subgang für ausgezeichneten technischen Support. Wir danken auch der Deutschen Forschungsgemeinschaft (CRC1149, INST40/499-1) und der AO Trauma Foundation Deutschland für die Finanzierung dieser Studie.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AnästhesieschlauchFMI, Seeheim, DeutschlandZUA-82-ANA-TUB-Maus
 FMI, Seeheim, DeutschlandZUA-82-GME-MA
Arterienzange Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBH104R
AutoklavSystec, Wettenberg, DeutschlandDX-150
AutoklavierverpackungStericlin, Feuchtwangen, Deutschland2301-04/06/10/12/16
Avizo softwareFEI, Burlington,USA-Version8.0.1
BioSpec 117/16 MagnetresonanztomographBruker Biospin, Ettlingen, Deutschland117/16
Bulldog-Klemme Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBH 021R
Skalpell aus Kohlenstoffstahl Nr. 11/15Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBA211/215
Keramik-Befestigungsstift 0,45 mm RISystem, Davos, SchweizHS691490
Clindamycin (300 mg / 2ml)Ratiopharm, Ulm, Deutschland-Verbandzange
115 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBD210R
Abrichtzange 130 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBD025R
Bohrer beschichtet 0,45 mm RISystem, Davos, SchweizHS820420
Durogrip Nadelhalter 125 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBM024R
Foliodrape Hartmann, Heidenheim, Deutschland2513026
FrekadermFresenius, Bad Homburg, Deutschland4928211
Gigli sägete 0,44 mm RISystem, Davos, SchweizRIS.590.110.25
HandbohrmaschineRISystem, Davos, SchweizRIS.390.130-01
Heizplatte FMI, Seeheim, DeutschlandIOW-3704
Hygonorm Handschuhe Hygi, Telgte, Deutschland2706
IsofluranAbbot, London, GroßbritannienForene
Micro Pinzette 155 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBD343R
Mikroschere 120 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandFD013R
Maus FixEx L 0,7 mm RISystem, Davos, SchweizRIS.611.300-10
Nadeletui für Bohrer Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBL911R
NadelhalterAesculap, Tuttlingen, DeutschlandBB078R
OcteniseptSchü lke, Norderstedt, Deutschland121403
Osirix softwarePixmeo SARL, Bernex,Schweiz-Version4.0
Oxygen, medical gradeMTI, Ulm,Deutschland-Resolon
5/0Resorba, Nü rnberg, Deutschland88143
Kochsalzlösung 0.9%Braun, Melsungen, Deutschland3570350
Skalpellstiel 125 mmAesculap, Tuttlingen, DeutschlandBB073R
Schere 150 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBC006R
Versiegelungsgerät für Autoklavenverpackungen Hawo GmbH, Obrigheim, DeutschlandHM500
Sterican 27 G Braun, Melsungen, Deutschland4657705
Sterile OP-Klingen Nr. 11/15 Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandBB511/515
OP-Handschuhe Hartmann, Heidenheim, DeutschlandPeha-micron 9425712
OP-Leuchte Maquet SA, Ardon, FrankreichBlue line 80
Spritzen 5 ml Braun, Melsungen, DeutschlandInjekt 4606051V
Gewebezange 80 mm Aesculap, Tuttlingen, DeutschlandOC091R
Tramadol 25 mg/lGrü nenthal, Aachen, Deutschland100mg/ml
Vasofix Sicherheit Braun, Melsungen, Deutschland4268113S-01
Vicryl 5-0 Ethicon, Norderstedt, DeutschlandV30371
Visdisic Augensalbe Bausch & Lomb, Berlin, Deutschland3099559
Anästhesiegerät

Referenzen

  1. Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
  2. Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).
  3. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  4. Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
  5. Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
  6. Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).
  7. Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
  8. Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).
  9. Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
  10. Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
  11. Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
  12. Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
  13. Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
  14. Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
  15. Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
  16. Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).
  17. Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
  18. Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829(2014).
  19. Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
  20. Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Knochenheilung bei M usenFixateur f r den Femur der Mauslongitudinale FrakturanalyseAnwendung eines externen FixateursMRT Gewebesegmentierungknorpeliges Knochengewebeprotonendichte Fettunterdr ckungchirurgische Osteotomietechnik

Verwandte Artikel