Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Neuartige photoakustische Mikroskopie und optische Kohärenztomographie Dual-Modalität chorioretinalen Bildgebung in lebenden Kaninchen Augen

10.7K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/57135

⸱

8. Februar 2018

 ,  ,  ,  , 
1Kellogg Eye Center, Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Michigan, 2Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, 3Institute of Biomedical Engineering, Chinese Academy of Medical Sciences & Peking Union Medical College, 4Department of Radiology, University of Michigan

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Manuskript beschreibt der Roman Aufbau und Arbeitsweise einer photoakustischen Mikroskopie und optische Kohärenz Tomographie Dual-Modalität System für die nicht-invasive, markierungsfreie chorioretinalen Bildgebung von größeren Tieren wie Kaninchen.

Zusammenfassung

Photoakustische okuläre Bildgebung ist eine aufstrebende ophthalmic imaging-Technologie, die nicht-invasiv okuläre Gewebe durch die Umwandlung von Lichtenergie in Schallwellen visualisieren kann und wird derzeit intensiv untersucht. Allerdings berichteten die meisten Arbeiten bis heute auf die Bildgebung des posterioren Segments der Augen von Kleintieren, wie Ratten und Mäuse, ausgerichtet ist, die Herausforderungen für klinische menschliche Übersetzung durch kleine Augapfel Größen darstellt. Dieses Manuskript beschreibt einen neuartigen Photoakustischen Mikroskopie (PAM) und optische Kohärenz Tomographie (OCT) Dual-Modalität System für die hinteren Segment Bildgebung der Augen von größeren Tieren wie Kaninchen. Die Systemkonfiguration, System Ausrichtung, tierische Vorbereitung und Dual-Modalität experimentelle Protokolle für in Vivo, nicht-invasive, markierungsfreie chorioretinalen Bildgebung bei Kaninchen sind detailliert. Die Wirksamkeit der Methode wird durch repräsentative experimentelle Ergebnisse, einschließlich der Netzhaut und Aderhaut Gefäßsystem erzielten die PAM und OCT demonstriert. Diese Handschrift enthält einen praktischen Leitfaden für die Reproduktion der bildgebenden Ergebnisse bei Kaninchen und photoakustische okuläre Bildgebung bei größeren Tieren.

Einleitung

Den letzten Jahrzehnten haben die explosive Entwicklung auf dem Gebiet der biomedizinischen photoakustische Bildgebung1,2,3,4,5,6,7 erlebt. ,8. Basierend auf der Energieumwandlung von Licht in Ton, die aufstrebenden photoakustische Bildgebung visualisieren biologische Proben in Maßstäben von Organellen, Zellen, Gewebe, Organe, kleinen Tier Ganzkörper und können offenbaren seine anatomische, funktionelle, molekulare, genetische, und metabolische Informationen1,2,9,10,11,12. Photoakustische Bildgebung hat in einer Reihe von biomedizinischen Bereichen Zelle Biologie13,14, vaskuläre Biologie15,16, Neurologie17,18 einzigartige Anwendungen gefunden. , Onkologie19,20,21,22, Dermatologie23, Pharmakologie24und Hämatologie25,26. Seine Anwendung in der Augenheilkunde, d. h. photoakustische okuläre imaging, hat erhebliche Interessen von Wissenschaftlern und Klinikern angezogen und wird derzeit aktiv untersucht.

Im Gegensatz zu routinemäßig okuläre bildgebender Technologien27, wie Fluorescein-Angiographie (FA) und Indocyanine green Angiographie (ICGA) (basierend auf Fluoreszenz Kontrast), Optische Kohärenztomografie (OCT) (basierend auf optischen Streuung Kontrast) , und seine Derivate OCT-Angiographie (basierend auf Bewegung Kontrast der roten Blutkörperchen), photoakustische Okular imaging Anwendungen optische Absorption als Kontrast-Mechanismus. Dies unterscheidet sich von herkömmlichen okuläre imaging-Technologien und bietet ein einzigartiges Werkzeug für das Studium der optischen Absorptionseigenschaften des Auges, die in der Regel von den pathophysiologischen Status der okulären Gewebe28zugeordnet sind. Heute, bedeutende erfolgte ausgezeichnete Arbeit in photoakustische okuläre imaging29,30,31,32,33,34,35, 36,37, aber diese Studien konzentrieren sich auf die hinteren Segment der Augen von Kleintieren, wie Ratten und Mäuse. Die bahnbrechenden Studien zeigen auch die Machbarkeit der photoakustische Bildgebung in der Augenheilkunde, aber gibt es noch ein langer Weg in Richtung klinische Übersetzung der Technologie seit Augapfel Größen von Ratten und Mäusen zu gehen sind viel kleiner (weniger als ein Drittel) als die des Menschen. Aufgrund der Ausbreitung der Ultraschallwellen eine deutlich größere Entfernungen kann Intensität und Bild Signalqualität stark leiden, wenn die Technik verwendet wird, für die Belichtung der posterioren Segments der größere Augen.

Auf dieses Ziel wir vor kurzem berichteten die nicht-invasive, markierungsfreie chorioretinalen Bildgebung bei lebenden Kaninchen mit integrierter photoakustische Mikroskopie (PAM) und spectral-Domain OCT (SD-OCT)38. Das System hat eine ausgezeichnete Leistung und konnte der Netzhaut und Aderhaut der Augen von größeren Tieren basierend auf endogene Absorption und Streuung Kontrast des okulären Gewebes zu visualisieren. Vorläufige Ergebnisse bei Kaninchen zeigen, dass PAM nicht-invasiv individuelle Netzhaut und Aderhaut Blutgefäße mit einem Laser Belichtungsdosis unterscheiden könnte (~ 80 nJ) deutlich unterhalb der American National Standards Institute (ANSI) Sicherheit (160 nJ) bei 570 nm-39; und das Office-Anpassungstool konnte eindeutig aufgelöst werden verschiedene Schichten der Netzhaut, der Aderhaut und der Sklera. Es ist die erste Demonstration der posterioren Segment Bildgebung von größeren Tieren mit PAM und möglicherweise einen wichtigen Schritt zur klinischen Übersetzung der man bedenkt, dass die Augapfel Größe der Kaninchen (18,1 mm)40 fast 80 % der axialen Länge der Technologie Menschen (23,9 mm).

In dieser Arbeit, wir bieten eine detaillierte Beschreibung des Dual-Modalität-imaging-System und experimentelle Protokolle verwendet für die nicht-invasive, markierungsfreie chorioretinalen Bildgebung bei lebenden Kaninchen und demonstrieren die Systemleistung durch repräsentative Retinal und Aderhaut bildgebenden Ergebnisse.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Kaninchen sind ein United States Department of Agriculture (USDA) Arten bedeckt. Seine Verwendung in der biomedizinischen Forschung muss zu strenge Vorschriften verfolgen. Alle Kaninchen Experimente wurden gemäß der ARVO (The Association for Research in Vision and Ophthalmology) Erklärung für die Verwendung von Tieren in Ophthalmic und Vision Research, nach Genehmigung des tierischen Laborprotokoll von der Universität durchgeführt. Ausschuss für Gebrauch und Pflege von Tieren (UCUCA) von der University of Michigan (Protokoll PRO00006486, PI Yannis Paulus).

1. System-Konfiguration

  1. Photoakustische Mikroskopie (PAM)
    1. Einsatz laser-optische parametrische Oszillator (OPO) gepumpt durch eine Diode-pumpte Festkörperlaser als Lichtquelle der PAM. Wählen Sie richtige technischen Spezifikationen, wie z. B. Puls Wiederholung rate 1 kHz, Puls Dauer 3-6 ns und abstimmbaren Wellenlängenbereich 405-2600 nm.
    2. Reflektieren die ausgehend Strahl des Lasers bei 570 nm von zwei Spiegeln (M1 und M2), dann eine Halbwellen-Platte-Abschwächer, montiert auf einem motorisierten Rotationstisch, und schließlich Fokus, Filter durchlaufen, und lassen Sie es von einem Strahl Kollimator (Abbildung 1). Optimieren Sie das Design der Strahl-Kollimator. Eine Beispielkonfiguration der Strahl Kollimator beinhaltet eine Fokussierlinse L1 (Brennweite 250 mm), ein Loch (Durchmesser 50 µm) und ein Kollimator Linse L2 (Brennweite 30 mm).
    3. Teilen Sie den kollimierten Strahl durch einen Strahlteiler (BS1) mit einem Split-Verhältnis von 90/10 (Reflexion/Getriebe). Aufzeichnung der übertragenen Teil von einer Photodiode für Puls-zu-Puls-Laser Energie-monitoring. Abzulenken Sie den reflektierte Anteil durch einen Spiegel (M3) und eine dichroitische Spiegel (DM) und Raster-Scan nacheinander mit einem zweidimensionalen Galvanometer. Das Galvanometer ist eine freigegebene Komponente mit der spektralen Domäne (SD)-OCT-System (siehe unten).
    4. Liefern der gescannten Strahl durch ein Teleskop bestehend aus einem Scan-Objektiv (Brennweite 36 mm) und eine ophthalmologische Objektiv (OL, Brennweite 10 mm) und schließlich auf den Fundus von Kaninchen-Augenoptik konzentrieren.
    5. Wählen Sie eine nadelförmige Ultraschallwandler mit entsprechenden technischen Spezifikationen, z. B. Center-Frequenz 27 MHz, zwei-Wege-−6 dB Bandbreite 60 %. Legen Sie sie in Kontakt mit der Bindehaut aus der zentralen Sehachse aufgeregt photoakustische Signal zu erfassen.
    6. Das Signal mit einem Ultraschall Verstärker verstärken (z. B. Verstärkung 57 dB), durch ein Tiefpass Filter Filtern (z. B. cutoff-Frequenz 32 MHz), und durch einen Hochgeschwindigkeits-Digitizer bei einer Abtastrate von 200 MS/s zu digitalisieren.
    7. Statt einen Leistungsmesser oben die Kaninchen Auge und messen die Laserenergie Puls zu Kaninchenhornhaut zu halten, unter die ANSI-Sicherheit begrenzen 160 nJ bei 570 nm38. Blockieren Sie den Strahl zur Vermeidung von Laser Überbelichtung mit einem Laser-Shutter von Matlab durch eine Synchronisierung Elektronik gesteuert.
    8. Der Laser, das Galvanometer und den Digitizer durch eine Daten-Ankaufskommission (DAQ) synchronisieren. Programmieren Sie die Software für die System-Steuerung und Datenerfassung in Matlab.
  2. Spectral-Domain optische Kohärenztomographie (SD-OCT)
    1. Passen Sie die SD-OCT-System basiert auf einem im Handel erhältlichen System durch das Hinzufügen einer ophthalmologischen Objektivs (OL) nach dem Scan-Objektiv (SL) und ein Stück der Dispersion Entschädigung Glas (DCG) in den Referenzarm (Abbildung 1). Die Änderung ermöglicht, dass das OCT-System der hintere Segment des Auges Kaninchen vorstellen kann.
    2. Verwenden Sie ein Zoomen Gehäuse Rohr, um die Länge der Studienarm mit Verweis auf seine Übereinstimmung mit die optische Weglänge des Armes Probe zu gewährleisten anzupassen. Verwenden Sie eine Iris zur Steuerung der Intensität der Referenz Retro reflektiert Licht auf seine Übereinstimmung mit zurückgestreute Lichtintensität von der Kaninchen-Fundus, maximale Bildkontrast zu erreichen zu gewährleisten.
    3. Beschäftigen Sie eine – Coupled Ladegerät (CCD) Kamera mit Beleuchtung Licht emittierende Diode (LED) als eine externe Lichtquelle in der Scan-Kopf für Echtzeit-Visualisierung von Kaninchen Fundus gekapselt.

2. System Ausrichtung

  1. Initialisieren Sie die Position der Galvanometer und richten Sie das OCT-System durch Stellschrauben von Faser Kollimator Halterung und den Strahlteiler Cube.
    Hinweis: Die schrittweisen Verfahren finden Sie im Handbuch des kommerziell erworbenen OCT-System und werden hier nicht behandelt werden. Dieser Schritt ist vor allem richtigen Ausrichtungen der Faser-Kollimator, dem Referenzarm und die Scan-Linse zur Maximierung der Leistung des Systems OCT sicherzustellen.
  2. Ausrichten der X, yund z der Lochblende in den Fokus der Fokussierlinse räumlich herausfiltern des Laserstrahls und Laserenergie maximal zu übertragen. Überprüfen Sie die Höhe des Laserstrahls, vor und nach der Lochkamera mit Höhe Messinstrument um sicherzustellen, dass sie identisch sind.
  3. Passen Sie die Neigung, dezentrieren, und Z -Position der Kollimator Linse L2 zu den gefilterten Strahl zu lassen. Sicherzustellen, dass der Strahl ca. die gleiche hat Größe und Höhe, wenn im Nahfeld und Fernfeld beobachtet.
  4. Co-Axial kombinieren Sie die PAM-Laserstrahl und OCT-Lichtstrahl durch das Kippen des Spiegels und der DM-tuning. Nach diesem Schritt sollte die PAM-Laser und OCT Licht vollständig deckungsgleich und Scan Regionen auf der Kaninchen-Fundus sind die gleichen.
  5. Stellen Sie die Neigung und dezentrieren der OL Linse korrekt in den optischen Pfad auszurichten. Ist das erledigt, ist das Dual-Modalität-System bereit für die Bildgebung.
    Hinweis: Eine Auto-Kollimation Methode können um dies zu erreichen, d. h. Überprüfung zurück durch die Linsenoberfläche OL um sicherzustellen, dass es zurück auf die gleiche Weise wie das einfallende Licht geht reflektierte Licht.

3. Kaninchen-Vorbereitung

  1. Nehmen Sie ein New Zealand White Kaninchen aus der Tierhaltung und individuelle Informationen, z. B. Körper Gewicht und Tier.
  2. Montieren Sie Kaninchen-Plattformen, einschließlich der Unterstützung für den Körper und die Kopfstütze auf die optischen Tisch unter dem abbildenden System. Die Unterstützung für den Körper zirkulierende Wasser Wärme-Unterbett setzen Sie auf und stellen Sie die Temperatur des zirkulierenden Wassers auf 38 ° C zu helfen, die Körpertemperatur des Kaninchens warm zu halten für die Dauer des Experiments und Erholung.
  3. Erfassen die Eingeweide vor Verfahren einschließlich insgesamt tierischen Zustand, Schleimhaut Farbe, Herzfrequenz, Atemfrequenz und rektalen Körpertemperatur. Betäuben Sie die Kaninchen mit einer Mischung aus Ketamin (40 mg/kg) und Xylazin (5 mg/kg) durch intramuskuläre Injektion (IM) zu, und notieren Sie den Einsatz von Ketamin (Anhang III kontrollierte Substanz). Bestätigen Sie die Narkose-Ebene durch die Überprüfung ihrer Herzfrequenz, Atemfrequenz und Gesamtzustand.
  4. Erweitern Sie die Kaninchen Schülerinnen und Schüler mit einem Tropfen Tropicamid 1 % ophthalmologische und Phenylephrin-Hydrochlorid 2,5 % Augenheilkunde.
  5. Verwenden Sie ein Spekulum, um die Augenlider aus dem Weg zu halten und einen Tropfen Auge Gleitmittel befeuchten die Hornhaut. Vermitteln einen Tropfen Aktuelles Tetracaine 0,5 % im Auge vor der bildgebenden Verfahren.
    Hinweis: Für längere oder Verfahren mit möglichen Beschwerden an das Tier, geben Sie den Kaninchen eine subkutane Injektion von Meloxicam vor dem Experiment Tierkomfort sicherzustellen.

4. SD-OCT-Bildgebung

  1. Übertragen Sie die Kaninchen auf die Bildgebungsplattform eine klinische Funduskamera und nehmen Sie 50 Grad Fundus, rot frei und Autofluoreszenz Bilder vor dem Office-Anpassungstool imaging-Sitzung. Dadurch optischen Transparenz des Auges zu überprüfen und Fundus Schiff Morphologie und Sehenswürdigkeiten wie dem Sehnerv und Netzhaut Gefäßsystem medulläre Ray zu erkennen.
  2. Übertragen Sie die Kaninchen auf die Plattform des OCT-System und passen Sie ihre Körperhaltung um etwa eines der Augen unter den OL zu positionieren. Beleuchten Sie das Auge mit dem LED-Licht.
    Hinweis: Um die klinische Übersetzung der Technik zu erleichtern, die Kaninchen Augen sind nicht stabilisiert mit anderen Methoden und den Hasenkopf ist nur auf der Kopfstütze ohne jede Fixierung.
  3. Öffnen Sie die OCT-Software und überprüfen Sie zuerst die CCD-Kamera-Bild des Augenhintergrundes. Justieren Sie fein die Höhe und Neigung der Kopfstütze bei Bedarf darauf Region Interessen (ROIs), wie z. B. Aderhautgefäße und Netzhautgefäße, befinden sich das Sichtfeld (FOV) der Kamera.
    Hinweis: Wenn die Kaninchen unter der gute Anästhesie-Ebene ist, kann eine sequentielle Bildgebung Sitzung 10 min ohne erneute Anpassung der Hasenkopf dauern solange.
  4. Zeichnen einer geraden Linie zu vertreten die OCT B-Scan von Interesse und starten Sie den Scanvorgang. Passen Sie die Referenzlänge Arm um das OCT-Bild zu visualisieren und optimieren des Dispersion Entschädigung Faktors in der OCT-Software, die schärfsten Bilder.
    Hinweis: Wenn die Referenzlänge Arm anpassen, zwei gespiegelte OCT-Bildern einer nach dem anderen erscheint. Das richtige Image könnte je nach Vorwissen der Fundus Anatomie unterschieden werden.
  5. Daten Akquisition Parameter, z. B. Anzahl der Pixel und Durchschnitte, und Speichern von Bildern.
  6. Beachten Sie die Atemfrequenz und Herzfrequenz des Kaninchens zur Schätzung der Anästhesie Ebene und Tier Komfort. Für längere Sessions werden eine Drittel Dosis von ergänzende Ketamin oder inhalativen Isofluran mit endotrachealer Intubation, ein V-Gel oder eine Gesichtsmaske erwogen auf die Ebene der Anästhesie bei Bedarf zu pflegen.
  7. Spülen Sie die Kaninchenhornhaut mit Augenwischerei alle 2 min während des Experiments, Hornhaut Oberfläche Dehydrierung und Hornhaut oberflächlich punctata epitheliale Keratopathie zu verhindern. Überwachen Sie und zeichnen Sie tierischen Eingeweiden alle 15 Minuten auf.

(5) PAM imaging

  1. Geeigneten Laser-Schutzbrille tragen und der OPO Laser einschalten.
  2. Die PAM-Steuerungs-Software zu starten, die Wellenlänge des Lasers zu einer der Absorption Gipfel der gezielten Chromophore (z. B. 570 nm für Hämoglobin) tune, initialisieren Sie die Position der Galvanometer und Monitor-Laser-Energie vor der Kaninchenhornhaut zu gewährleisten dass es unter den ANSI-Sicherheit-Grenzwert ist.
  3. Montieren Sie die Ultraschall-Wandler auf eine dreidimensionale (3D) Verschiebetisch und positionieren Sie die Wandler-Spitze in Kontakt mit der Kaninchen Bindehaut auf den Fundus. Verwenden Sie einen Tropfen Auge Schmiermittel besser paar Wandler Tipp und Kaninchen Bindehaut.
  4. Schalten Sie die LED-Beleuchtung und visualisieren Sie Kaninchen Fundus über die Matlab Software zu.
  5. Satz der Scan ROI (Netzhautgefäße oder Aderhautgefäße), darunter das Center und die physikalische Größe. Öffnen Sie der Laserblende und B-Scan des Strahls. Durch grob ausrichten der Wandlers, sollte man erkannte photoakustische sehen auf dem Oszilloskop Signal. Wenn dies nicht der Fall ist, passen Sie leicht die Augenposition Scannen einer anderen Region der Hornhaut oder wechseln Sie in das andere Auge und wiederholen die oben genannten Prozesse.
  6. Beobachten Sie die erkannten photoakustische signal auf dem Oszilloskop und fein tunen die Position der Wandler Signalintensität entlang der gesamten B-Scan zu maximieren.
    Hinweis: Aufgrund der begrenzten Lichtstrahlbreite, Ultraschall-Wandler hat in der Regel ein kleines FOV-41. Dieser Schritt bestimmt die Hintergrund-Modulation des endgültigen PAM Bilder. Fehlausrichtung führt zu PAM Bilder mit heterogenen Background und Bildqualität erheblich beeinträchtigen.
  7. Daten-Übernahme-Parameter einstellen. Dazu gehören die Anzahl der Pixel (zB., 256 × 256 Pixel), Sampling-Rate (zB., 200 MS/s), und Zeit zu verzögern. Datenerfassung zu starten. Die Matlab-Software öffnet sich automatisch die Verschlusszeit um den Laserstrahl als begann und schließen Sie den Auslöser, um den Strahl, wenn Sie fertig sind, um Laser Überbelichtung zu vermeiden blockieren zu übergeben.
    Hinweis: Begrenzt durch die Pulswiederholrate (1kHz) des Lasers, dauert es etwa 1 min um die Datenerfassung eines Bildes mit 256 × 256 Pixel zu beenden.
  8. Verarbeiten Sie die raw-Daten und visualisieren Sie das PAM-Bild zweidimensional (2D) durch maximale Intensität Projection (MIP)13 oder in 3D durch volumetrische Darstellung38.
  9. Aushängen der Ultraschallwandler, spülen Sie die Spitze mit entionisiertem Wasser und legte es zurück zu den Aufbewahrungskoffer.
  10. Die Kaninchen auf die Funduskamera übertragen und den Fundus erneut zu prüfen. Mit diesem Schritt wird geprüft, ob nach der imaging-Session gibt es morphologischen Veränderungen des Augenhintergrundes.
  11. Spülen Sie die Kaninchenhornhaut mit Augenwischerei alle zwei Minuten während des Experiments, Hornhaut Oberfläche Dehydratation und Keratopathie zu verhindern. Überwachen Sie und zeichnen Sie tierischen Eingeweiden alle 15 Minuten auf.
    Hinweis: Die PAM, OCT, und Fundus imaging Sitzungen dauern ca. 1 h.

6. Post-Bildgebung

  1. Trennen Sie nach Fundus Überprüfung mithilfe der Funduskamera das V-Gel, wenn verbunden. Spülen Sie das Auge mit Augenwischerei, wenden Sie Flurbiprofen ophthalmologische und Neomycin und Polymyxin B Sulfate und Dexamethason ophthalmologischen Salbe an, und schließen Sie die Augen.
  2. Übertragen Sie die Kaninchen mit der Decke Wasser zirkuliert auf eine Recover-Kammer. Schützen Sie Feld Inhalt vor Licht zu, und warten Sie, bis die Kaninchen natürlich aufwacht. Während dieser Zeit überwachen Sie tierische Eingeweiden alle 15 min und halten Sie die Aufzeichnung und das Tierhaus für Archivierung eine Kopie wieder.
  3. Sobald die Kaninchen wacht auf und aktiv, aufmerksam und gehen normalerweise ist, transportieren sie zurück zu der Tierhaltung. Wenn ein akutes Experiment geplant ist, einschläfern des Tieres mit Euthanasie-Lösung (zB., Beuthanasia, 0,22 mL/kg, intravenöse Injektion in die Vene marginal Ohr) und entsorgen Sie den Kadaver.
  4. Schalten Sie die Software und die Laser. Reinigen Sie die optische Bank.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Die Dual-Modalität-imaging-System und experimentelles Protokoll wurden erfolgreich in die Autoren-Labor mit vier New Zealand White Kaninchen getestet. Die folgenden zeigt einige repräsentative Ergebnisse.

Abbildung 1 zeigt die schematische Darstellung der PAM und SD-OCT Dual-Modalität-imaging-System. Es besteht aus den folgenden Modulen: photoakustische Lichtquelle, Variable Laser Abschwächer, Strah...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Eine intakte und regelmäßige Tränenfilm ist essentiell für qualitativ hochwertige Fundus Bilder. Eine unregelmäßige und verschlechterten zerreißen Filme können Bild Qualität42erheblich beeinträchtigen. Um die Integrität des Tränenfilms und Hornhaut oberflächlich punctata Keratopathie zu vermeiden, ist es wichtig, die Hornhaut mit Augenwischerei sehr häufig, etwa alle zwei Minuten zu schmieren. Gibt es irgendwelche Bedenken bezüglich der Deckkraft des Auges, verwenden eine Spaltlampe und Fluorescei...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unterstützt durch die großzügige Unterstützung des National Eye Institute 4K12EY022299 (YMP), Kampf für Sight-International Retinal Research Foundation FFS GIA16002 (YMP), uneingeschränkte Abteilungs Unterstützung aus der Forschung zur Erblindung zu verhindern, und die University of Michigan Department für Augenheilkunde und Visual Sciences. Diese Arbeit das Core Center für die Vision von P30 EY007003 vom National Eye Institute finanzierten Forschung genutzt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Dual-modality imaging system
OPO LaserEkspla (Vilnius, Litauen)NT-242
StrahlabschwächerThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)AHWP10M-600
Motorisierter RotationstischThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)PRM1/MZ8
Motorisierter RotationstischreglerThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)TDC001
FokussierlinseThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)AC254-250-B
LochblendeThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)P50S
KollimationslinseThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)AC127-030-B
PhotodiodeThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)PDA36A 
Laser ShutterVincent Associates Inc. (Toronto, Kanada)LS6S2T0
Laser Shutter TreiberVincent Associates Inc. (Toronto, Kanada)VCM-D1
Dichroitischer SpiegelSemrock, Inc. (Rochester, NY, USA)Di03-R785-t3-25&mal; 36
Scan ObjektivThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)OCT-LK3-BB
BrillenglasThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)AC080-010-B-ML
UltraschallwandlerOptosonic Inc. (Arcadia, CA, USA)Custom
AmplifierL3 Narda-MITEQ (Hauppauge, NY, USA)AU-1647
BandpassfilterMini-Schaltkreise (Brooklyn, NY, USA)BLP-30+
DigitalisiererDynamicSignals LLC (Lockport, IL, USA)PX1500-4 
SynchronisationselektronikNational Instruments Corporation (Austin, TX, USA)USB-6353
OCT-ModulThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)Ganymed II-HR
DispersionsausgleichsglasThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)LSM03DC
Beleuchtung LED-LeuchteThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)MCWHF2 
LeistungsmesserThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)S121C 
Powermeter-SchnittstelleThorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)PM100USB 
Werkzeug zur Höhenmessung Thorlabs, Inc. (Newton, NJ, USA)BHM1
FunduskameraTopcon Corporation (Tokio, Japan) TRC 50EX
MatlabMathWorks (Natick, MA, USA)2017a
OszilloskopTeledyne LeCroy (Chestnut Ridge, NY, USA)WaveJet 354T
Tierversuch
Wasserzirkulierende DeckeStryker Corporation (Kalamazoo, MI, USA)TP-700
Ketaminhydrochlorid InjektionPar Pharmaceutical, Inc. (Woodcliff Lake, NJ, USA)NDC-Code 42023-115-10
XylazinhydrochloridVetOne (Boise, ID, USA)NDC-Code 13985-704-10
Tropicamid ophthalmicAkorn Pharmaceuticals Inc. (Lake Forest, IL, USA)NDC-Code 17478-102-12
Phenylephrinhydrochlorid ophthalmicParagon BioTeck, Inc. (Portland, OR, USA)NDC-Code 42702-102-15
AugengleitmittelHub Pharmaceuticals LLC (Rancho Cucamonga, CA, USA)NDC-Code 17238-610-15
AugenspülungAltaire Pharmaceuticals, Inc. (Aquebogue, NY, USA)NDC-Code 59390-175-18
Tetracainhydrochlorid ophthalmische LösungBausch & Lomb, Inc. (Rochester, NY, USA)NDC-Code 24208-920-64
Flurbiprofen-Natrium-Ophthalmische LösungBausch & Lomb, Inc. (Rochester, NY, USA)NDC-Code 24208-314-25
Neomycin- und Polymyxin-B-Sulfate und Dexamethason AugensalbeBausch & Lomb, Inc. (Rochester, NY, USA)NDC-Code 24208-795-35
Meloxicam-InjektionHenry Schein Inc. (Queens, NY, USA)NDC-Code 11695-6925-1

Referenzen

  1. Wang, L. V., Hu, S. Photoacoustic tomography: in vivo imaging from organelles to organs. Science. 335 (6075), 1458-1462 (2012).
  2. Beard, P. Biomedical photoacoustic imaging. Interface Focus. , rsfs20110028 (2011).
  3. Taruttis, A., Ntziachristos, V. Advances in real-time multispectral optoacoustic imaging and its applications. Nat Photonics. 9 (4), 219-227 (2015).
  4. Tian, C., Xie, Z., Fabiilli, M. L., Wang, X. Imaging and sensing based on dual-pulse nonlinear photoacoustic contrast: a preliminary study on fatty liver. Opt Lett. 40 (10), 2253-2256 (2015).
  5. Tian, C., et al. Dual-pulse nonlinear photoacoustic technique: a practical investigation. Biomed Opt Express. 6 (8), 2923-2933 (2015).
  6. Tian, C., et al. Non-Contact Photoacoustic Imaging Using a Commercial Heterodyne Interferometer. IEEE Sens J. 16 (23), 8381-8388 (2016).
  7. Kim, K. H., et al. Air-coupled ultrasound detection using capillary-based optical ring resonators. Sci Rep. 7, 1(2017).
  8. Feng, T., et al. Bone assessment via thermal photo-acoustic measurements. Opt Lett. 40 (8), 1721-1724 (2015).
  9. Chen, S. -L., Xie, Z., Carson, P. L., Wang, X., Guo, L. J. In vivo flow speed measurement of capillaries by photoacoustic correlation spectroscopy. Opt Lett. 36 (20), 4017-4019 (2011).
  10. Dean-Ben, X., Fehm, T. F., Razansky, D. Universal Hand-held Three-dimensional Optoacoustic Imaging Probe for Deep Tissue Human Angiography and Functional Preclinical Studies in Real Time. J Vis Exp. (93), e51864(2014).
  11. Galanzha, E. I., et al. In vivo magnetic enrichment and multiplex photoacoustic detection of circulating tumour cells. Nat Nanotechnol. 4 (12), 855-860 (2009).
  12. Xiang, L., Wang, B., Ji, L., Jiang, H. 4-D photoacoustic tomography. Sci Rep. 3, (2013).
  13. Tian, C., et al. Plasmonic nanoparticles with quantitatively controlled bioconjugation for photoacoustic imaging of live cancer cells. Adv Sci. 3 (12), (2016).
  14. Zhou, F., Wu, S., Yuan, Y., Chen, W. R., Xing, D. Mitochondria-Targeting Photoacoustic Therapy Using Single-Walled Carbon Nanotubes. Small. 8 (10), 1543-1550 (2012).
  15. Maslov, K., Zhang, H. F., Hu, S., Wang, L. V. Optical-resolution photoacoustic microscopy for in vivo imaging of single capillaries. Opt Lett. 33 (9), 929-931 (2008).
  16. Hu, S., Maslov, K., Wang, L. V. Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy. J Vis Exp. (51), e2729(2011).
  17. Yao, J., et al. High-speed label-free functional photoacoustic microscopy of mouse brain in action. Nat Methods. 12 (5), 407-410 (2015).
  18. Yang, X., Skrabalak, S. E., Li, Z. -Y., Xia, Y., Wang, L. V. Photoacoustic tomography of a rat cerebral cortex in vivo with au nanocages as an optical contrast agent. Nano Lett. 7 (12), 3798-3802 (2007).
  19. Agarwal, A., et al. Targeted gold nanorod contrast agent for prostate cancer detection by photoacoustic imaging. J Appl Phys. 102 (6), 064701(2007).
  20. Zackrisson, S., van de Ven, S., Gambhir, S. Light in and sound out: emerging translational strategies for photoacoustic imaging. Cancer Res. 74 (4), 979-1004 (2014).
  21. Ermilov, S. A., et al. Laser optoacoustic imaging system for detection of breast cancer. J Biomed Opt. 14 (2), 024007(2009).
  22. Mallidi, S., Luke, G. P., Emelianov, S. Photoacoustic imaging in cancer detection, diagnosis, and treatment guidance. Trends Biotechnol. 29 (5), 213-221 (2011).
  23. Zhang, H. F., Maslov, K., Stoica, G., Wang, L. V. Functional photoacoustic microscopy for high-resolution and noninvasive in vivo imaging. Nat Biotechnol. 24 (7), 848(2006).
  24. Keswani, R. K., et al. Repositioning Clofazimine as a Macrophage-Targeting Photoacoustic Contrast Agent. Sci Rep. 6, 23528(2016).
  25. Strohm, E. M., Berndl, E. S., Kolios, M. C. Probing red blood cell morphology using high-frequency photoacoustics. Biophys J. 105 (1), 59-67 (2013).
  26. Nguyen, V. P., Kim, J., Ha, K. -l, Oh, J., Kang, H. W. Feasibility study on photoacoustic guidance for high-intensity focused ultrasound-induced hemostasis. J Biomed Opt. 19 (10), 105010(2014).
  27. Keane, P. A., Sadda, S. R. Retinal imaging in the twenty-first century: state of the art and future directions. Ophthalmology. 121 (12), 2489-2500 (2014).
  28. Keane, P., Sadda, S. Imaging chorioretinal vascular disease. Eye. 24 (3), 422-427 (2010).
  29. Jiao, S., et al. Photoacoustic ophthalmoscopy for in vivo retinal imaging. Opt Express. 18 (4), 3967-3972 (2010).
  30. Liu, T., et al. Near-infrared light photoacoustic ophthalmoscopy. Biomed Opt Express. 3 (4), 792-799 (2012).
  31. Song, W., et al. A combined method to quantify the retinal metabolic rate of oxygen using photoacoustic ophthalmoscopy and optical coherence tomography. Sci Rep. 4, 6525(2014).
  32. Liu, W., Zhang, H. F. Photoacoustic imaging of the eye: a mini review. Photoacoustics. 4 (3), 112-123 (2016).
  33. de La Zerda, A., et al. Photoacoustic ocular imaging. Opt Lett. 35 (3), 270-272 (2010).
  34. Hu, S., Rao, B., Maslov, K., Wang, L. V. Label-free photoacoustic ophthalmic angiography. Opt Lett. 35 (1), 1-3 (2010).
  35. Silverman, R. H., et al. High-resolution photoacoustic imaging of ocular tissues. Ultrasound Med Biol. 36 (5), 733-742 (2010).
  36. Wu, N., Ye, S., Ren, Q., Li, C. High-resolution dual-modality photoacoustic ocular imaging. Opt Lett. 39 (8), 2451-2454 (2014).
  37. Hennen, S. N., et al. Photoacoustic tomography imaging and estimation of oxygen saturation of hemoglobin in ocular tissue of rabbits. Exp Eye Res. 138, 153-158 (2015).
  38. Tian, C., Zhang, W., Mordovanakis, A., Wang, X., Paulus, Y. M. Noninvasive chorioretinal imaging in living rabbits using integrated photoacoustic microscopy and optical coherence tomography. Opt Express. 25 (14), 15947-15955 (2017).
  39. Laser Institute of America. American National Standard for Safe Use of Lasers ANSI Z136.1 - 2007. American National Standards Institute, Inc. , (2007).
  40. Hughes, A. A schematic eye for the rabbit. Vision Res. 12 (1), 123(1972).
  41. Ma, T., et al. Systematic study of high-frequency ultrasonic transducer design for laser-scanning photoacoustic ophthalmoscopy. J Biomed Opt. 19 (1), 016015(2014).
  42. Song, W., Wei, Q., Jiao, S., Zhang, H. F. Integrated photoacoustic ophthalmoscopy and spectral-domain optical coherence tomography. J Vis Exp. (71), (2013).
  43. Mattison, S., Kim, W., Park, J., Applegate, B. Molecular Imaging in Optical Coherence Tomography. Curr Mol Imaging. 3 (2), 88-105 (2014).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Dual Modalit ts Bildgebungnichtinvasive Bildgebungmarkierungsfreie BildgebungBildgebung von Augengeweberetinale Gef strukturchoroidale Gef struktur
Neuartige photoakustische Mikroskopie und optische Kohärenztomographie Dual-Modalität chorioretinalen Bildgebung in lebenden Kaninchen Augen
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.