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Eine Fluoreszenz und Biolumineszenz orthotopen Phänomen Mausmodell der Androgen-abhängige und Kastration-resistenten Prostatakrebs

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DOI:

10.3791/57301

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6. März 2018

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1Department of Urology, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 2The Robert H. Lurie Comprehensive Cancer Center, Northwestern University Feinberg School of Medicine, 3Department of Pathology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Protokolls ist die Intra-Prostata Injektion von Prostata-Krebszellen, mit anschließenden Kastration zu demonstrieren. Orthotopen präklinische Modellen von Androgen-abhängigen und Kastration-resistenten Prostatakrebs sind entscheidend für die Krankheit im Zusammenhang mit einer klinisch relevanten Tumor Mikroumgebung und einem immunkompetenten Wirt zu studieren.

Zusammenfassung

Orthotopen Tumor Modellierung ist ein wertvolles Werkzeug für präklinische Prostatakrebs-Forschung, wie es mehrere Vorteile gegenüber beide subkutane hat und transgenen Mausmodellen gentechnisch. Im Gegensatz zu subkutanen Tumoren enthalten orthotopen Tumore klinisch genaue Gefäßsystem, Tumor Mikroumgebung und Reaktionen auf mehrere Therapien. Im Gegensatz dazu single gentechnisch veränderter Mausmodelle, orthotopen Modelle mit geringeren Kosten durchgeführt werden können und in weniger Zeit, beinhalten die Verwendung von sehr komplexen und heterogenen Maus oder menschliche Krebszelllinien, eher, dass genetische Veränderungen und diese Zelle Linien können genetisch geändert werden, wie bildgebende Agenten zum Ausdruck bringen. Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zum Einspritzen chirurgisch einer Luciferase - und mCherry-mit dem Ausdruck murinen Prostata-Krebs-Zell-Linie in der vorderen Prostata Lappen von Mäusen. Diese Mäuse entwickelten orthotopen Tumoren, die weiter analysiert für Tumorvolumen, Gewicht, Maus überleben und immun Infiltration und nicht-invasiv überwacht in Vivo wurden. Darüber hinaus wurden orthotopen Tumor-tragenden Mäusen chirurgisch kastriert, führt zu sofortiger Tumor Regression und spätere Wiederholung, auf die Kastration-resistenten Prostatakrebs. Obwohl technisches Geschick erforderlich ist, um dieses Verfahren durchführen, ist dieses Phänomen orthotopen Modell der Androgen-abhängige und Kastration-resistenten Prostatakrebs von großem Nutzen für alle Forscher auf dem Gebiet.

Einleitung

Prostatakrebs wird geschätzt, haben die höchste Inzidenz (161.360 Männer) und die dritthäufigste männlichen Krebstoten (84.590 Men) in 20171verursachen. Bei der Diagnose Prostatatumoren Androgen-abhängig sind, und werden durch chirurgische Prostatektomie, Strahlentherapie und/oder Androgen-Deprivation Therapie (ADT) behandelt, aber jede Behandlung ist verbunden mit mehreren wichtigen Begleiterkrankungen und Komplikationen2 , 3 , 4 , 5 , 6 , 7 , 8 , 9 , 10. trotz Tumor Regression nach ADT, fast alle Tumore als Kastration-resistenten Prostatakrebs (CRPC) wiederkehren. In diesem Stadium zugelassenen Therapien gehören Docetaxel, Sipuleucel-T Immuntherapie und die Anti-Androgen kleine Moleküle Enzalutamid und Abiraterone noch keine Einzeltherapie verleiht einen Überlebensvorteil von mehr als 5,2 Monate11, 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17. daher Männer in allen Stadien des Prostatakarzinoms verbesserte Behandlungsmöglichkeiten und Management von Begleiterkrankungen, für die optimale prä-klinischen Erkrankung Geschäftsprozessmodellierung entscheidend ist.

Mit der richtigen Vorgehensweise können Prostatakrebs-Zelllinien chirurgisch in murinen Prostata, zur Entwicklung von beiden Phänomen oder xenogene orthotopen Tumoren eingeflößt. Orthotopen Tumor Modellierung ist ideal für alle Tumor Biologie und Droge Entwicklungsforschung, so dass für die Entwicklung von Tumoren mit einem klinisch repräsentativen Tumor Mikroumgebung (TME). Frühere Studien haben gezeigt, dass die subkutane (s.c.) Tumoren haben eine veränderte Tumor Vasculature, führt zu differenzierten und weniger klinisch korrekte Antworten auf Anti-angiogenen Therapien18,19. Darüber hinaus haben mehrere Studien beobachtete erhöhte oder verminderte Wirksamkeit von mehreren Chemotherapeutika bei der Behandlung der gleichen Zelllinie, je nachdem, ob es war verabreicht, s.c. oder Orthotopically, von denen die letztere am besten repräsentiert das Gesehene in der Human- Krebs20,21,22. Weiter, nur in einem orthotopen Modell an Dickdarmkrebs zu erkranken, aber nicht in die s.c.-Modell, hat Tumoren produzieren die richtige abbauende Enzyme für Metastasen23unabdingbar. Zu guter Letzt Immuntherapien weiterhin an der Spitze der Krebstherapie entstehen, und vor allem, weil sie doch erhebliche Vorteile für Prostatakrebs24,25, Phänomen präklinischen Modellen mit genauen TME bieten und Lymphknoten in immunkompetenten Gastgeber sind entscheidend.

Es gibt viele Faktoren für diese inkonsistente Ergebnisse basierend auf Tumor-Website verantwortlich. Mit einer unterschiedlichen TME Krebszellen verschiedene gewebespezifischen Endothel ausgesetzt sind und Angiogenese, Tumor Entwicklung26,27und beeinträchtigt dadurch verändert. Orthotopen Tumoren mit der richtigen TME ermöglichen klinisch relevante Drug Delivery, hypoxische Bedingungen und Bewertung von Anti-angiogenen Therapien28. Während gentechnisch hergestellten Modelle (GEMs) eine genaue TME enthalten sie benötigen lange Zeit für Zucht, hohen Kosten und sind oft basierend auf Manipulationen an einzelne oder wenige Gene ausgeschlagen oder darüber hinaus klinisch relevanten Ebenen überexprimiert. Im Gegensatz dazu sind die menschlichen oder murine Prostatakrebs Zelllinien verwendet in Orthotopic Tumoren, wie menschliche Tumoren, viel mehr genetisch Komplex, sowohl innerhalb einzelner Zellen anzeigen Heterogenität zwischen Zellen29,30. Auch im Gegensatz zu Edelsteinen, orthotopen Krebszelllinien können entwickelt, um bildgebender Verfahren zum Ausdruck bringen oder erhöhte oder verringerte Niveaus von anderen Molekülen von Interesse, und in Vitro und in Vivo Versuchsergebnissen direkt verglichen werden können. Orthotopen Tumoren können auch aus primären Patienten gewonnenen Zellen gebildet werden. Hier berichten wir über die Methodik für die Durchführung von Intra-Prostata Injektionen von Prostata-Krebszellen, die orthotopen Androgen-abhängige Tumore bilden, und nach der Kastration, als orthotopen CRPC wiederkehren.

Protokoll

Alle Tiere in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren sind in Übereinstimmung mit den ethischen Vorschriften und die Genehmigung der entsprechenden Universität institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) durchgeführt werden.

1. Vorbereitung des chirurgischen Materialien und Krebszellen

  1. Vor Tag der Chirurgie, Autoklav der Mikro-sezieren Schere, Graefe Pinzette, Graefe Gewebe Pinzette, Nadelhalter mit Naht, und die entsprechende Anzahl der Vorhänge. Sterilisieren Sie 50 µL Spritze und 28-Gauge Nadeln von Ethylen Oxid-Gas (Abbildung 1).
  2. Vor dem Tag der Operation, Myc-CaP Zellkulturen in 10 cm Teller in RPMI ergänzt mit 10 % fetalen bovine Serum (FBS) und 1 % Penicillin/Streptomycin (P/S) in einem 37 ° C 5 % CO2 Inkubator. Transfizieren Sie für die Überwachung der Biolumineszenz und/oder fluoreszierende Tumor 293T Zellen mit den entsprechenden Vektoren und anschließend transduzieren Sie Myc-CaP Zellen mit 0,45 µm filtriert Lentivirus31. Sortieren Sie Zellen, eine stabile Zelllinie mit 100 % Transduktion Positivität zu generieren.
    Hinweis: Führen Sie alle Gewebekultur unter sterilen Bedingungen und überprüfen Sie, ob alle Zelllinien Mykoplasma-frei sind. Die murinen Prostata-Krebs-Zell-Linie verwendet in dieser Studie, Myc-CaP32, ist ausgestrahlt, um stabil Firefly Luciferase und mCherry auszudrücken. Der Myc-CaP Zelle Zeile Iss isoliert aus einem c-Myc-überexprimierenden Hi-Myc-Maus, und diese Zellen enthalten eine verstärkte Androgenrezeptor (AR), die Androgen-abhängigen32 und nach murinen Kastration33CRPC Tumore bilden. Alle Mäuse in dieser Studie sind 6-8 Wochen alte männliche FVB/NJ Mäuse. Alternative murinen Prostatakrebs-Zelllinien können mit den Mäusen der entsprechenden genetischen Hintergrund, sowie menschlichen Prostatakrebs-Zelllinien oder primäre Patienten abgeleitet Prostatakrebszellen mit immungeschwächte Mäuse verwendet werden. Die optimale Anzahl der Zellen pro Injektion sollte empirisch für alternative Zelllinien festgelegt werden. Darüber hinaus kann Alternative bildgebende Modalitäten genutzt werden, um Tumoren, einschließlich Magnetresonanztomographie (MRT), Positronen-Emissions-Tomographie (PET) oder Computertomographie (CT), sowie GFP als Alternative zum mCherry zu visualisieren.
  3. Legen Sie die Nacht vor der Operation Matrigel Basalmembran Matrix und Phenol Rotfrei-auf Eis bei 4 ° C Auftauen.
  4. Am Tag der Operation sammeln Sie die Zellen durch Waschen mit Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) und abnehmen mit 0,25 % Trypsin-EDTA. Neutralisieren von Trypsin mit RPMI mit 10 % FBS und 1 % P/S.
  5. Zentrifugieren Sie die Zellen bei 400 X g für 5 min.
  6. Waschen Sie die Zellen mit 10 mL RPMI ohne FBS oder P/S.
  7. Zählen der Zellen und Zellen in PBS in einer Konzentration von 6.67x107 Zellen/mL (1 × 106 Zellen/15 µL) Aufschwemmen.
  8. Fügen Sie ein gleiches Volumen Matrigel, ein 1:1 PBS/Matrigel Zellsuspension auf eine Endkonzentration von 1 × 106 Zellen/30 µL zu schaffen, und halten Sie die Zellen auf Eis bis Injektion Erstarrung zu verhindern.
    Hinweis: Führen Sie Intra-Prostata Injektionen innerhalb von 3 Stunden der Vorbereitung Matrigel Zellsuspensionen. Wenn mehr als 5 Mäusen Intra-Prostata Injektionen durchführen, wiederholen Sie die Schritte zur Vorbereitung einer frischen Matrigel Zellsuspension.

2. präoperative Maus Vorbereitung

Hinweis: Hausmäuse in der Universität Tierhaus für mindestens eine Woche vor der Operation, angemessene Anpassung zu ermöglichen und tierischen Stress zu minimieren. Schritte 2.1-2.6 werden durch den Chirurgen-Assistenten ausgeführt. Alle weiteren chirurgischen Schritte werden durch den Chirurgen mit sterilen Handschuhen und chirurgische Instrumente mit steriler Technik durchgeführt.

  1. Die Mäuse mit Isofluran (2-5 % bei Induktion über Kammer, ca. 1-3 % für Wartung über Nase Kegel) zu betäuben. Vollständige Induktion durch den Verlust von Zehen Prise Reflex zu überprüfen.
  2. Wiegen Sie die Mäuse und verwalten die analgetische Buprenorphin mindestens 0,05 mg/kg s.c.
    Hinweis: Maus Gewicht ≥20 g ist ideal für erfolgreiche Intra-Prostata-Injektionen.
  3. Gelten Sie ophthalmologischen Salbe schmieren für beide Augen, Hornhaut Austrocknen zu verhindern.
  4. Rasieren Sie alle Fell aus dem Bauch.
  5. Der Bauch von drei Runden des kreisförmigen Anwendung des chirurgischen Peeling mit sterilen nicht Einhaltung Pads gefolgt von sterilen Alkoholtupfer zu sterilisieren. Lassen Sie den Bauch zum trocknen.
    Hinweis: Für den Rest des chirurgischen Eingriffs, nur sterile Handschuhe und Operationsinstrumente sterilisiert Maus Bauch erreichen.
  6. Übertragen Sie die Maus auf eine saubere Oberfläche Rückenlage auf ein Heizkissen direkt unter der Zielsetzung einer sauberen Operationsmikroskop.
  7. Decken Sie die Maus mit einem sterilen Tuch mit einem kleinen Loch schneiden über den Bauch.

(3) Intra-Prostata Injektion

Hinweis: Führen Sie alle chirurgischen Schritte unter sterilen Bedingungen. Anpassung des Mikroskops, die Maus-Platzierung oder einen unsterilen Gegenständen durch den Chirurgen Assistenten erfolgen.

  1. Führen Sie eine ca. 1 cm Schnitt der Außenhaut entlang der Mittellinie des Bauches überlegen den Penis und den preputialen Drüsen (Abbildung 1).
  2. Trennen Sie das Bindegewebe zwischen den äußeren Bauchhaut und die innere Bauchmuskulatur durch die Öffnung der Schere zwischen den Schichten.
  3. Führen Sie einen ähnlichen Schnitt von der inneren Bauchmuskulatur mit Zange, um die Muskulatur um zu vermeiden, Punktion, den Darm oder die Blase (Abbildung 1) zu erhöhen.
  4. Suchen eines bilateralen Samenbläschen (Abbildung 1A, weiß) / anteriore Prostate Lappen (Abbildung 1A, schwarz), die oft posterior, lateral und leicht überlegen, die Blase (Abbildung 1A, gelb), aber das können variieren zwischen Mäusen . Die vorderen Prostata Lappen sind durchscheinend und mit geringerer Krümmung der weißen Samenbläschen verbunden.
  5. Heben Sie vorsichtig die Spitze des fruchtbaren Vesicle Graefe Gewebe Zange mit um Spannung auf das Gewebe zu erzeugen, ohne Durchbohrung der Samenblase (Abbildung 1E).
  6. Mischen Sie die Myc-CaP Matrigel Lösung von nichtjüdischen Pipettieren (durchgeführt von der Chirurg-Assistent), wie Zellen pelleted haben können, und langsam Aspirieren 30 µL (1 x 10-6 -Zellen) in der Nadel, um Luftblasen zu vermeiden.
  7. Legen Sie die schräge der Nadel Parallel zur Längsachse des vorderen Prostata Lappens. Langsam in der Lappen 30 µL injizieren und langsam zurückziehen der Nadel um austreten (Abb. 1F) zu vermeiden. Überprüfen Sie angemessene Injektion durch Stauung des vorderen Prostata Lappens (Abbildung 1).
  8. Sorgfältig zu halten, der Samenblase und injizierten Prostata Lappen außerhalb der Maus für ca. 30 s erlauben Matrigel, teilweise innerhalb der Lappen zu festigen. Während dieser Zeit sammeln Sie Undichtigkeiten Zelle Lösung in den Bauch mit einem sterilen Polyester gekippt Applikator um nicht orthotopen Tumorentwicklung zu verhindern ohne Drücken auf der injizierten Prostata Lappen.
  9. Vorsichtig zurück der Samenblase und injizierten Prostata Lappen in die Bauchhöhle ohne Druck auf den Lappen. Alle externalisierte Gewebe zu ersetzen.
  10. Führen Sie kontinuierliche Nähte um die innere Bauchmuskulatur mit 5-0 Vicryl resorbierbare reverse schneiden Nadel Nähte schließen.
  11. Führen Sie unterbrochene Nähte um die äußeren Bauchhaut mit 4: 0 Nylon Monofilament nicht absorbierbare reverse schneiden Nadel Nähte schließen.
    Hinweis: Sterilisierte 9 mm Klammern auch einsetzbar, die äußeren Bauchhaut zu schließen. Jedoch im Gegensatz zu Nahtmaterial stören sie mit jeder nachfolgenden Biolumineszenz und fluoreszierende Tumor imaging Signal.
  12. Reinigen Sie alle Werkzeuge mit sterilen Ethanol Tücher (geöffnet vom Chirurgen Assistenten) und legen Sie sie in einem Glas Bead Sterilisator für 30 S. erlauben die Werkzeuge vor dem Einsatz auf der nächsten Maus trocknen.
  13. Spülen Sie die Spritze und Nadel in steriler Kochsalzlösung (eröffnet der Chirurg-Assistent) verhindern Verstopfung durch Überrest Matrigel.
    Hinweis: Eine Chirurg-Assistent für alle Operationen sollte vorliegen Durchführung alle unsteril Maus präoperative Vorbereitung und postoperative Maus Pflege, sowie die Myc-CaP Matrigel Lösung vor Injektionen zu mischen. Minimierung der Zeit, wie jeder Intra-Prostata Maus Verfahren 20-30 min benötigen, kann der Chirurg Assistent beginnt die Vorbereitung der nächsten Maus wie der Chirurg die aktuellen Maus Nähen ist.

4. postoperative Maus Pflege

  1. Verwalten der analgetische Meloxicam 1 mg/kg s.c. sofort, 24 h und 48 h nach der Operation.
  2. Mäuse, in einem Käfig mit keine Einstreu gelegt auf ein Heizkissen auf halbem Weg wieder zu ermöglichen. Überwachen Sie Mäuse für mindestens 30 min nach der Operation, bis sie normale Mobilität und Aktivität, nach wiedergewinnen, die sie in einem sauberen Käfig mit Essen auf dem Boden des Käfigs legen.
  3. Weiter überwachen Sie Mäuse täglich für die richtige Wundheilung, Körpergewicht, Pflege und Mobilisation nach der Operation. Separate Mäuse in einzelne Käfige auf Anzeichen des Kampfes.
  4. Entfernen Sie alle verbleibenden Fäden innerhalb von 14 Tagen nach der Operation.

5. Biolumineszenz Tumor Imaging

  1. Bereiten Sie steril filtriert Na+ oder K+ D-Luciferin, wie vom Hersteller beschrieben und vor Licht geschützt.
  2. Intra peritoneally, Mäuse mit 10 µL/g Körpergewicht von Luciferin zu injizieren.
  3. Mindestens 10 min später Bild Mäuse mit einem IVIS Spektrum Imaging System, wie zuvor beschrieben34,35.
  4. Analysieren von Bildern mit Living Image-Software, wie zuvor beschrieben34,35.
    Hinweis: IVIS bildgebende Analyse eignet sich zur Bestimmung der erfolgreichen Intra-Prostata-Injektionen und erste Tumorentwicklung Tumorlast unter Versuchsgruppen zu normalisieren. Jedoch abhängig von der Intensität des Signals Biolumineszenz oder fluoreszierende kann Sättigung ein Plateau in der Bild-Quantifizierung trotz eines Anstiegs der tatsächliche Tumorgröße führen. In den späteren Stadien des Tumorwachstums möglicherweise deshalb, IVIS Bildgebung sinnvoller, Rückgang der Tumorgröße auf erfolgreiche Behandlung anstatt bei Vergrößerungen nach Bild Sättigung zu bestimmen.

(6) Tumor, Tumoranalyse, überleben Endpunkt

  1. Wenn Tumor für die Analyse zu sammeln, menschlich einschläfern Sie Mäuse durch CO2 Belichtung und sekundäre zervikale Dislokation oder durch Alternativmethoden IACUC genehmigt und sezieren Sie Tumore aus dem Bauch zu. Tumoren sollte befindet sich Orthotopically in der Prostata.
    Hinweis: Tumore an der vorderen Bauchwand befestigt oder im gesamten Bauchraum ausgesät Arm oder undichte Intra-Prostata Injektion geben und sollte nicht als orthotopen Tumoren.
  2. Wiegen Sie die Tumoren.
  3. Berechnen Sie Tumorvolumen als π/6 × L × B × H (L = Länge der längste Achse des Tumors, W = senkrecht Breite, H = senkrechte Höhe).
  4. Tumoren können durch Histologie (Fix in 10 % neutral gepuffertem Formalin) analysiert werden, fließen Cytometry (erstellen Sie einzelne Zellsuspensionen), Protein (bereiten Sie Gewebe in RIPA Puffer lysate), oder RNA (sofort Platz Gewebe in RNAlater).
  5. Erfassen Sie für immunologische Analyse auch die Prostata Tumor-Entwässerung Para-aortalen Lymphknoten (Abb. 1 b, orange) und der Milz.
    Hinweis: Wenn Mäuse für das Überleben, der Endpunkt dieses Modells ist definiert als die Darstellung des hämorrhagischen Abdominal-Aszites36 und/oder verringerte Gehfähigkeit, Pflege und/oder Piloerection37. Mäuse für Überlebensanalyse Prä- und postoperative Analgesie (Protokoll Schritte 2.2, 4.1) erhalten und müssen regelmäßig kontrolliert werden. Mäuse sollten in einzelne Käfige getrennt werden, wenn jedes mögliches kämpfen tritt und bei Auftreten eines der oben genannten Endpunkt Auslesen menschlich eingeschläfert werden sollte.

(7) chirurgische Kastration CRPC modellieren

  1. Um CRPC zu modellieren, führen Sie die oben genannten Intra-Prostata Injektion Protokoll (Protokoll Schritte 1 bis 5).
  2. Durchführen Sie mindestens eine Woche später, nachdem Tumorentwicklung, chirurgische Kastration über Kauterisation, wie zuvor beschrieben38.
  3. Tumor-Regression und Wiederholung von Biolumineszenz Bildgebung zu überwachen. Nach der Kastration Tumor-Regression erfolgt innerhalb von 3 Tagen und Tumor Rezidiv erfolgt innerhalb von ca. 30 Tagen CRPC vertreten.

Ergebnisse

In diesem Manuskript injiziert wir operativ die murinen Prostata-Krebs-Zell-Linie, Myc-CaP, in der vorderen Prostata Lappen (Abbildung 1A), zur Entwicklung der orthotopen Prostatatumoren mit einer klinisch relevanten TME und die korrekte Prostata-Entleerung Lymphknoten (Abb. 1 b). Dies erfolgte mittels Mikro-sezieren Schere, Graefe Pinzette Graefe Gewebe Zange, ein Nadelhalter mit Naht Fräsern und 50 µL Spritze mit einem 28-Gauge-Nadel (Abbildung 1). Nach Durchführung eine ca. 1 cm Mittellinie Bauchschnitt oberhalb der Präputial Drüsen (Abbildung 1), einem fruchtbaren Vesicle und angehängten anterior Prostata Lappen befanden und (Abbildung 1E ausgelagert) und 30 µL (1 x 106 Zellen) ein 1:1 PBS/Matrigel Zellsuspension wurde in der Prostata (Abb. 1F), ursprünglich überprüft durch die Stauung des Lappens und das Fehlen von Leckagen (Abbildung 1) injiziert.

Zur Überwachung der orthotopen Tumorwachstum transfizierten wir stabil Myc-CaP Zellen auszudrücken, Firefly Luciferase und mCherry, zulassend Tumoren, die nicht-invasive in Vivo Biolumineszenz (Abbildung 2A) und Fluoreszenz (Abbildung beachten 2 b), beziehungsweise. Eine Einschränkung dieser Bildgebung ist, dass abhängig von der Stärke des Signals, imaging-Quantifizierung sättigen kann während der Tumor weiter an Größe zunehmen. Deshalb mit hohen Signalintensitäten, dieses in-Vivo Bildgebung nützlicher für die Normalisierung der Tumorlast zunächst über experimentelle Gruppen und für später Rückgang der Größe des Tumors bestimmen, nach experimentellen Behandlungen. Zusätzliche bildgebende Verfahren können auch genutzt werden, wie z. B. Kleintiere, MRT, PET oder CT.

Orthotopen Tumoren wurden aus dem Bauch am 30. Tag nach Intra-Prostata Injektion (Abbildung 3A) seziert. Orthotopen Tumoren sollte auf dem Gelände des vorderen Prostata Lappens befinden. Tumor Massen in den Bauch oder an der vorderen Bauchwand geben falsche Injektion Intra-Prostata und Leckage. Mit der richtigen Technik können mit relativ kleinen Standardfehler Tumorvolumen (Abb. 3 b) und Gewicht (Abbildung 3) aufgezeichnet werden. Wie beobachtet, werden es jedoch einige Variabilität mit kleinen und großen Tumormassen. Inbetriebnahme der Vorbehandlung bildgebenden Quantifizierung, Tumorlast zwischen experimentellen Waffen auszugleichen ist demzufolge für alle Experimente von entscheidender Bedeutung. Weiter, da diese murinen Krebszellen in immunkompetenten FVB/NJ Mäuse injiziert wurden, kann die TME durch Immunhistochemie (IHC) (Durchflusszytometrie oder andere Techniken) für CD3 T-Zellen (Abbildung 3D) (oder andere Immunzellen) analysiert werden. Zu guter Letzt dieses Modell bietet einen objektiven überleben Endpunkt, als die großen Primärtumor Masse Ursachen hämorrhagische Abdominal-Aszites36 (Abbildung 3E) und/oder verringerte Gehfähigkeit, Pflege und/oder Piloerection37. Tod kann gelegentlich auch durch Tumorwachstum blockieren Urinausscheidung verursacht werden.

Schließlich kann dieses Modell genutzt werden, um Androgen-abhängigen Prostatakrebs und CRPC, von denen die letztere verleiht schlechten Prognose und ist in der Notwendigkeit neuartiger Behandlungsmöglichkeiten zu studieren. Nach orthotopen Tumorentwicklung wurden Mäuse als zuvor beschriebenen38chirurgisch kastriert. Da dies der zweite große überleben-Operation ist, muss besonders vorsichtig gegeben werden, für Erholung und keine Nebenwirkungen oder Komplikationen zu überwachen. Innerhalb von 3 Tagen nach der Kastration wurde stark Tumor Regression beobachtet, gefolgt von nachfolgenden Tumor Rezidiv nach ca. 30 Tagen CRPC (Abb. 4A) vertreten. CRPC Tumoren können Dissektion und histologisch untersucht, und zeigen keine neuroendokrine Differenzierung, da sie hohe AR zu erhalten und sind negativ für die neuroendokrine Marker, Synaptophysin (Abbildung 4 b).

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Abbildung 1: Anterior Prostata Lappen, Lymphknoten und repräsentative Technik für Intra-Prostata Zelle Injektionen. Bilder von der rechten vorderen Prostata Lappen (A) (schwarz, *), rechten Samenblase (weiß), rechten Hoden und Fettpolster (grün) und Blase (gelb), (B) bilaterale Prostata-Entleerung Para-aortalen Lymphknoten (Orange), (C) befestigt Mikro-sezieren Schere, Graefe Pinzette Graefe Gewebe Zange, ein Nadelhalter mit Naht Fräsern und 50 µL Spritze mit 28-Gauge-Nadel (von links nach rechts), (D) Mittellinie Einschnitte, (E) Samenblase und Prostata vorderen Lappen Externalisierung, (F), Intra-Prostata Injektion und (G) Stauung des vorderen Prostata Lappens. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Abbildung 2: In Vivo Fluoreszenz und Biolumineszenz Tumor Bildgebung. (A) Luciferase und (B) mCherry exprimierenden orthotopen Myc-CaP Tumoren wurden mit einem IVIS Spektrum Imaging System abgebildet. Biolumineszenz wurde durch Gesamtfluss (Photonen/s) quantifiziert. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Abbildung 3: orthotopen Tumor Analysen von Tumorvolumen, Gewicht, Histologie für immun Infiltration und überleben. Orthotopen Tumoren wurden am 30. Tag nach Intra-Prostata Injektion seziert und analysiert von (A) Bildgebung, (B) Tumor Bruttovolumen (π/6 × L × B × H; L = Länge der längste Achse des Tumors, W = senkrecht Breite, H = senkrechte Höhe), Tumorgewicht (C) , (D) CD3 IHC (Maßstabsleiste = 100 µm), und (E) überleben, mit dem objektiven Endpunkt wie das Aussehen von hämorrhagischen Bauch Aszites. (A-B) Daten als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts dargestellt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

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Abbildung 4: Intra-Prostata Injektionen mit nachfolgenden chirurgischen Kastration modellieren Androgen-abhängigen Prostatakrebs und CRPC. (A) Mäuse tragen orthotopen Luciferase exprimierenden Tumoren durch Biolumineszenz Pre- und Post-Kastration (Cx) abgebildet waren, und (B) wiederholte CRPC Tumoren wurden seziert (schwarz = Orthotopic Prostata-Tumor; gelb = Blase) und analysiert von H & E, AR IHC und Synaptophysin IHC (mit murinen Positivkontrolle) (Maßstabsleiste = 50 µm). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Diskussion

In diesem Manuskript erläutern wir das Protokoll zur chirurgischen Intra-Prostata Krebs Zelle Injektionen durchführen. Wir nutzten die Androgen-abhängigen und MYC -überexprimierenden (MYC Überexpression gilt bis zu 80-90 % der menschlichen Prostatakrebs39) murinen Prostatakrebs Zelllinie, Myc-CaP, ursprünglich isoliert von der Hi-Myc Maus32 ,33. Diese Zelllinie wurde stabil bzw. auszudrücken Luciferase und mCherry, für die nicht-invasive in Vivo Fluoreszenz und Biolumineszenz Tumor Bildgebung ausgestrahlt. Weitere, chirurgische Kastration wurde auch nach der Androgen-abhängige Tumorentwicklung, hin zur Tumor-Regression und spätere Wiederholung durchgeführt. Daher bieten wir Details, orthotopen Androgen-abhängigen Prostatakrebs und CRPC in einem immunkompetenten Host zu modellieren.

MYC-CaP Zellen waren in der vorderen Prostata Lappen von Mäusen injiziert. Die Maus Prostata besteht aus den dorsolateralen anterioren und ventralen Prostata Lappen, und der menschliche Prostata besteht aus einem peripheren Zone, Übergangszone und zentrale Zone innerhalb eines einzigen Lappen40. Während frühere Studien den dorsolateralen Maus Lappen um die menschlichen peripheren anatomisch und histologisch verglichen haben zone, die Website von die meisten Prostatakarzinome41und der vorderen Maus Lappen auf die menschlichen Mittelzone42, 43, aktuelle und umfassende Analyse hat gezeigt, dass die vorderen Lappen und dorsolateralen Lappen eng verwandten gen Expressionsmuster im Vergleich zu der ventrale Lappen anzuzeigen. 44 weitere, Prostatakrebs Entwicklung ist in der vorderen Lappen Edelsteine40beobachtet worden, und für die Intra-Prostata Verfahren ermöglicht des vorderen Lappens für die Injektion von den erforderlichen Umfang der Krebs Zelle Lösung mit minimaler Leckage und Variabilität.

S.c. mit transgenen GEM Krebs-Modelle verfügen über mehrere Mängel und Einschränkungen. S.c. Tumoren in einem künstlichen TME angebaut haben differenzierte Antworten für Chemotherapien, im Gegensatz zu den beiden orthotopen Tumoren aus der gleichen Zell-Linien und menschliche Krankheit20,21,22. Dies ist möglicherweise aufgrund der veränderten Gefäßsystem von s.c. Tumoren, wie z.B. durch ihre unterschiedliche Reaktion auf Anti-angiogenen Therapie18,19. Im Gegenteil, orthotopen Tumoren entwickeln mit einem richtigen TME, Lymphknoten und Gefäßsystem und können mit murinen Zell-Linien, so dass damit auch für die Analyse der Tumorimmunologie und Reaktion auf Immuntherapien durchgeführt werden.

Transgene Edelsteine entwickeln Tumoren mit einer richtigen TME in einem immunkompetenten Wirt, doch diese Modelle in der Regel vereinfachen Krebserkrankungen durch die Entwicklung von Tumoren mit genetischen Veränderungen, die einzelne oder wenige29. Eine Analyse des Myc-CaP und andere Prostatakrebs-Zelllinien ergab, dass sie enthalten viel größere somatischen Kopie Zahl Veränderungen und chromosomalen Veränderungen als Tumoren aus den Hi-Myc-Mäusen und anderen Edelsteinen, von dem sie abgeleitete29waren. Darüber hinaus sind Edelsteine durch die erhöhten Kosten und Zeitaufwand für die Mäuse züchten um ausreichend Strom Experimente begrenzt. Orthotopen Tumor Modellierung kann diese Einschränkungen überwinden. Menschliche und murinen Prostatakrebs-Zelllinien enthalten viele genetische Veränderungen, die für menschliche Krankheit29relevant und wie Krebserkrankungen, zeigen auch große Heterogenität zwischen den einzelnen Zellen30. Orthotopen murine Phänomen Tumoren für immunologische Analysen zulassen während orthotopen menschliche xenogene Tumoren für Analysen von Therapeutika an menschlichen Zellen. Schließlich, im Gegensatz zu mit Edelsteinen, Zelle, die Zeilen geändert werden können, bevor Einspritzung, Ausdruck der Biolumineszenz oder fluoreszierende Moleküle imaging, Tumorwachstum, zu überwachen, zulassend Tumorlast unter experimentellen Gruppen normalisieren überwachen Sie Reaktion auf die Behandlung, und Tumor-Regression und CRPC Wiederauftreten nach chirurgischen Kastration zu folgen.

Wichtige Schritte in diesem Protokoll sind Ortung und Externalisierung der Samenblase und angehängten anterior Prostata Lappen ohne Beschädigung anderer Gewebe oder Punktion der Samenblase, Durchführung einer erfolgreichen Intra-Prostata Injektion von 30 µL der Zelle Suspendierung ohne Leckagen und Undichtigkeiten verhindern nicht orthotopen Tumorentwicklung in den Bauch richtig zu sammeln. Die größte Beschränkung des Intra-Prostata-Injektionen ist das technische Geschick erforderlich, um den Tumor Variabilität zwischen Mäusen zu minimieren erreichen. Dies ist besonders wichtig für die Modellierung von CRPC, hat die hinzugefügte Variable der chirurgischen Kastration. Intra-prostatically geimpft und kastriert Mäuse müssen auch für Erholung und unerwünschte Ereignisse engmaschig überwacht werden, da sie zwei große überleben Operationen unterzogen wurden. Eine weitere Einschränkung ist die Zeit von jeder Intra-Prostata Injektion. Dies kann reduziert werden, als weniger als 20 min, und der Chirurg Assistent bereiten die nächste Maus wie die aktuellen Maus vernäht wird. Orthotopen Myc-CaP Tumoren sind aggressive, schnell wachsende Tumoren, die den überleben-Endpunkt in ca. 46 Tage (und bereits 35 Tage) aufgrund der Primärtumor erreichen Masse. Studien, die langsamer Tumorentwicklung oder Langzeitbehandlungen erfordern sollte empirisch für die erste Injektion Zelle Graf und Behandlung Therapie optimiert werden. Im Gegensatz zu den Beschränkungen von s.c. Tumoren und Edelsteine alle oben genannten Einschränkungen des Modells orthotopen Tumor kann überwunden werden, und können zusätzliche Änderungen des Protokolls basierend auf experimentellen individuell getroffen werden.

Als der orthotopen Tumor Modell beinhaltet die Verwendung von in-Vitro-behandelte Zellen, diese Zellen können geändert werden, je nach den Bedürfnissen der Studie. Hier haben wir modifiziert diese Zellen stabil Luciferase und mCherry für die Überwachung der in Vivo Tumor zum Ausdruck bringen. Wir haben auch einen CRISPR-Cas9-KO von der Tumorsuppressor PTEN, eine aggressiver, klinisch relevante Zelllinie zu generieren, die wächst schneller als orthotopen Tumoren (Manuskript im Rückblick) durchgeführt. Mit den Vorteilen Orthotopic Tumor Modell, die Fähigkeit, sowohl Androgen-abhängigen Prostatakrebs CRPC und das Potenzial, bildgebender Verfahren oder Zuschlag oder Overexpress wählen Sie Gene auszudrücken dient dieses Protokoll als eine wertvolle Ressource für alle Prostatakrebs-Forschung.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der National Institutes of Health Zuschüsse an Praveen Thumbikat (NIDDK R01 DK094898), Sarki Abdulkadir (NCI R01 CA167966, NCI R01 CA123484, NCI P50 CA180995) und Jonathan Anker (NCI F30 CA203472) unterstützt.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Myc-CaP-ZelllinieATCCCRL-3255Vor Gebrauch als mykoplasmenfrei überprüfen
Mikro-PräparierschereRobozRS-5910
Graege PinzetteRobozRS-5135
Graefe GewebezangeRobozRS-5150
Olsen-Hegar Nadelhalter mit NahtschneidernFST12002-12
50 & Mikro; L Spritze 705 RN SYRHamilton7637-01Sterilisieren mit Ethylenoxid-Gas
28-Gauge-Nadeln Kleine Nabe RNHamilton7803-02Spitzenausführung 4, Winkel 45°, Länge 0,75 Zoll. Sterilisiert mit Ethylenoxidgas
RPMIGibco18875-093
FBSGibco10437-028
Pencillin/StreptomycinGibco15140-122
PBSGibco14190-144
0,25% Trypsin-EDTAGibco25200-056
Matrigel Basalmembranmatrix, phenolrotfrei, LDEV-freiCorning356237Tauen auf Eis bei 4°; C über Nacht vor der Anwendung
IsofluranHenry Schein11695-0500-2Erworben von der Northwestern University Center for Comparative Medicine (CCM)
26 5/8-Gauge-SpritzeBD309597Für Meloxicam- und Buprenorphin-Injektionen
Buprenorphin Hyrochlorid 0,3 mg/ml12496-0757-5Kontrollierte Substanz, erworben von der Northwestern University CCM
Ophthalmic SalbenschmierungAkron17478-162-35
Betadine chirurgisches Peeling (Povidon-Jod, 7,5%)Purdue Products67618-151-16
Sterile, nicht klebende PadsMoore Medical10775
Sterile AlkoholtücherFisher Scientific22-363-750
Operationsmikroskop Stemi DV4Zeiss
Sterile Applikatoren mit PolyesterspitzePuritan25-806 1PD
5-0 vicryl resorbierbare Nähte mit umgekehrter SchneidenadeleNähteJ493G
4-0 Nylon Monfilament nicht resorbierbare Nähte mit umgekehrter SchneidenadeleNähte699H
Sterilisator für GlasperlenFine Science Tools18000-45
Sterile Kochsalzlösung 0,9% NatriumchloridHospira0409-4888-02
Meloxicam (Eloxiject) 5 mg/mlHenry Schein11695-6925-1Erworben von der Northwestern University CCM
D-Luciferin Firefly, Natriumsalz-MonohydratGoldbioLUCNA
IVIS Spectrum Imaging SystemPerkinElmer
Cauery chirurgischer StiftBovie Medical CorporationAA01
CD3ε Antikörper (Klon 2GV6)Ventana790-4341
MessschieberFisher Scientific14-648-17
Androgenrezeptor-AntikörperThermo ScientificRB-9030-P1:500 Färbeverdünnung
Synaptophysin Antikörper (Klon Z66)Life Technologies18-0130:200 Färbeverdünnung
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Referenzen

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer Statistics, 2017. CA-Cancer J Clin. 67 (1), 7-30 (2017).
  2. Alemozaffar, M., et al. Prediction of erectile function following treatment for prostate cancer. JAMA. 306 (11), 1205-1214 (2011).
  3. Alibhai, S. M., et al. 30-day mortality and major complications after radical prostatectomy: influence of age and comorbidity. J Natl Cancer I. 97 (20), 1525-1532 (2005).
  4. Chen, R. C., Clark, J. A., Talcott, J. A. Individualizing quality-of-life outcomes reporting: how localized prostate cancer treatments affect patients with different levels of baseline urinary, bowel, and sexual function. J Clin Oncol. 27 (24), 3916-3922 (2009).
  5. Kohutek, Z. A., et al. Long-Term Impact of Androgen-Deprivation Therapy on Cardiovascular Morbidity after Radiotherapy for Clinically Localized Prostate Cancer. Urology. , (2015).
  6. Murray, L., et al. Second primary cancers after radiation for prostate cancer: a systematic review of the clinical data and impact of treatment technique. Radiother Oncol. 110 (2), 213-228 (2014).
  7. Resnick, M. J., et al. Long-term functional outcomes after treatment for localized prostate cancer. N Engl J Med. 368 (5), 436-445 (2013).
  8. Shahinian, V. B., Kuo, Y. F., Freeman, J., Goodwin, J. S. Risk of fracture after androgen deprivation for prostate cancer. New Engl J Med. 352 (2), 154-164 (2005).
  9. Wilke, D. R., et al. Testosterone and erectile function recovery after radiotherapy and long-term androgen deprivation with luteinizing hormone-releasing hormone agonists. BJU Int. 97 (5), 963-968 (2006).
  10. Zhao, J., et al. Androgen deprivation therapy for prostate cancer is associated with cardiovascular morbidity and mortality: a meta-analysis of population-based observational studies. PLoS One. 9 (9), e107516(2014).
  11. Berthold, D. R., et al. Docetaxel plus prednisone or mitoxantrone plus prednisone for advanced prostate cancer: updated survival in the TAX 327 study. J Clin Oncol. 26 (2), 242-245 (2008).
  12. Bono, J. S., et al. Prednisone plus cabazitaxel or mitoxantrone for metastatic castration-resistant prostate cancer progressing after docetaxel treatment: a randomised open-label trial. Lancet. 376 (9747), 1147-1154 (2010).
  13. Fizazi, K., et al. Abiraterone acetate for treatment of metastatic castration-resistant prostate cancer: final overall survival analysis of the COU-AA-301 randomised, double-blind, placebo-controlled phase 3 study. Lancet Oncol. 13 (10), 983-992 (2012).
  14. Kantoff, P. W., et al. Sipuleucel-T immunotherapy for castration-resistant prostate cancer. New Engl J Med. 363 (5), 411-422 (2010).
  15. Parker, C., et al. Alpha emitter radium-223 and survival in metastatic prostate cancer. New Engl J Med. 369 (3), 213-223 (2013).
  16. Rathkopf, D. E., et al. Updated Interim Efficacy Analysis and Long-term Safety of Abiraterone Acetate in Metastatic Castration-resistant Prostate Cancer Patients Without Prior Chemotherapy (COU-AA-302). Eur Urol. 66 (5), 815-825 (2014).
  17. Scher, H. I., et al. Increased survival with enzalutamide in prostate cancer after chemotherapy. New Engl J Med. 367 (13), 1187-1197 (2012).
  18. Field, S. B., et al. Differences in vascular response between primary and transplanted tumours. Brit J Cancer. 63 (5), 723-726 (1991).
  19. Cowen, S. E., Bibby, M. C., Double, J. A. Characterisation of the vasculature within a murine adenocarcinoma growing in different sites to evaluate the potential of vascular therapies. Acta Oncol. 34 (3), 357-360 (1995).
  20. Kuo, T. H., et al. Site-specific chemosensitivity of human small-cell lung carcinoma growing orthotopically compared to subcutaneously in SCID mice: the importance of orthotopic models to obtain relevant drug evaluation data. Anticancer Res. 13 (3), 627-630 (1993).
  21. Fidler, I. J., et al. Modulation of tumor cell response to chemotherapy by the organ environment. Cancer Meta Rev. 13 (2), 209-222 (1994).
  22. Wilmanns, C., et al. Modulation of Doxorubicin sensitivity and level of p-glycoprotein expression in human colon-carcinoma cells by ectopic and orthotopic environments in nude-mice. Int J Oncol. 3 (3), 413-422 (1993).
  23. Fidler, I. J. Orthotopic implantation of human colon carcinomas into nude mice provides a valuable model for the biology and therapy of metastasis. Cancer Meta Rev. 10 (3), 229-243 (1991).
  24. Kwon, E. D., et al. Ipilimumab versus placebo after radiotherapy in patients with metastatic castration-resistant prostate cancer that had progressed after docetaxel chemotherapy (CA184-043): a multicentre, randomised, double-blind, phase 3 trial. Lancet Oncol. 15 (7), 700-712 (2014).
  25. Topalian, S. L., et al. Safety, activity, and immune correlates of anti-PD-1 antibody in cancer. New Engl J Med. 366 (26), 2443-2454 (2012).
  26. Pasqualini, R., Ruoslahti, E. Organ targeting in vivo using phage display peptide libraries. Nature. 380 (6572), 364-366 (1996).
  27. Conway, E. M., Carmeliet, P. The diversity of endothelial cells: a challenge for therapeutic angiogenesis. Genome Biol. 5 (2), 207(2004).
  28. Loi, M., et al. The use of the orthotopic model to validate antivascular therapies for cancer. Int J Dev Biol. 55 (4-5), 547-555 (2011).
  29. Bianchi-Frias, D., Hernandez, S. A., Coleman, R., Wu, H., Nelson, P. S. The landscape of somatic chromosomal copy number aberrations in GEM models of prostate carcinoma. Mol Cancer Res. 13 (2), 339-347 (2015).
  30. Pan, Y., et al. Characterization of chromosomal abnormalities in prostate cancer cell lines by spectral karyotyping. Cytogenet Cell Genet. 87 (3-4), 225-232 (1999).
  31. Wang, J., et al. Pim1 kinase synergizes with c-MYC to induce advanced prostate carcinoma. Oncogene. 29 (17), 2477-2487 (2010).
  32. Watson, P. A., et al. Context-dependent hormone-refractory progression revealed through characterization of a novel murine prostate cancer cell line. Cancer Res. 65 (24), 11565-11571 (2005).
  33. Ellis, L., Lehet, K., Ramakrishnan, S., Adelaiye, R., Pili, R. Development of a castrate resistant transplant tumor model of prostate cancer. Prostate. 72 (6), 587-591 (2012).
  34. Nunez-Cruz, S., Connolly, D. C., Scholler, N. An orthotopic model of serous ovarian cancer in immunocompetent mice for in vivo tumor imaging and monitoring of tumor immune responses. J Vis Exp. (45), (2010).
  35. Lim, E., Modi, K. D., Kim, J. In vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using IVIS spectrum. J Vis Exp. (26), (2009).
  36. Ellis, L., Lehet, K., Ku, S., Azabdaftari, G., Pili, R. Generation of a syngeneic orthotopic transplant model of prostate cancer metastasis. Oncoscience. 1 (10), 609-613 (2014).
  37. Wallace, J. Humane endpoints and cancer research. ILAR J. 41 (2), 87-93 (2000).
  38. Valkenburg, K. C., Amend, S. R., Pienta, K. J. Murine Prostate Micro-dissection and Surgical Castration. J Vis Exp. (111), (2016).
  39. Koh, C. M., et al. MYC and Prostate Cancer. Genes Cancer. 1 (6), 617-628 (2010).
  40. Shappell, S. B., et al. Prostate pathology of genetically engineered mice: definitions and classification. The consensus report from the Bar Harbor meeting of the Mouse Models of Human Cancer Consortium Prostate Pathology Committee. Cancer Res. 64 (6), 2270-2305 (2004).
  41. McNeal, J. E., Redwine, E. A., Freiha, F. S., Stamey, T. A. Zonal distribution of prostatic adenocarcinoma. Correlation with histologic pattern and direction of spread. Am J Surg Pathol. 12 (12), 897-906 (1988).
  42. Price, D. Comparative Aspects of Development and Structure in the Prostate. Natl Cancer I Monogr. 12, 1-27 (1963).
  43. Roy-Burman, P., Wu, H., Powell, W. C., Hagenkord, J., Cohen, M. B. Genetically defined mouse models that mimic natural aspects of human prostate cancer development. Endocr-Relat Cancer. 11 (2), 225-254 (2004).
  44. Berquin, I. M., Min, Y., Wu, R., Wu, H., Chen, Y. Q. Expression signature of the mouse prostate. J Biol Chem. 280 (43), 36442-36451 (2005).

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