Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Markierungsfreie Neutrophilenzahl Anreicherung von Patienten abgeleitet Airway-Sekretion mit Closed-Loop Inertial Mikrofluidik

5.9K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/57673

⸱

7. Juni 2018

 ,  ,  ,  ,  , 
1Research Laboratory of Electronics, Massachusetts Institute of Technology, 2Department of Electrical Engineering and Computer Science, Massachusetts Institute of Technology, 3Department of Medicine, University of Pittsburgh, 4Department of Biological Engineering, Massachusetts Institute of Technology, 5Vascular Medicine Institute, University of Pittsburgh

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In dieser Forschung zeigen wir markierungsfreie Neutrophilenzahl Trennverfahren von klinischen Atemwege Sekrete mit geschlossenen Regelkreis der Spirale inertial Mikrofluidik. Die vorgeschlagene Methode würde die klinische in-vitro- Tests für verschiedene Erkrankungen der Atemwege zu erweitern.

Zusammenfassung

Atemwege Sekrete enthalten eine große Anzahl von immunvermittelte Zellen, z. B.Neutrophile, Makrophagen und Lymphozyten, die als eine wichtige Ressource verwendet werden können, um eine Vielzahl von Lungenerkrankungen, sowohl für Forschung und klinische Zwecke zu bewerten. Aufgrund der heterogenen und Viskose von Patienten Schleim ist jedoch derzeit keine zuverlässige Dissoziation-Methode, die die Host Immunzellen in die Patienten Airway-Sekretion nicht schadet. In dieser Studie stellen wir eine Probe Vorbereitung Methode, die trägen Mikrofluidik immun Beurteilung des Patienten verwendet. Unabhängig von den heterogenen strömungstechnischen Eigenschaften der klinischen Proben, die vorgeschlagene Methode erholt mehr als 95 % der Neutrophilen Atemwege Sekretion Proben, die 1,000-fold verdünnt werden mit Milliliter sauber Kochsalzlösung. Durch Rezirkulation konzentrierte Ausgabedatenstrom Erstmuster-Reservoir, sind eine hohe Konzentration, die Wiederherstellung und die Reinheit der Immunzellen zur Verfügung gestellt; Rezirkulation gilt einen Kompromiss für den Einzel-Lauf Spritze ansässige Betrieb des inertialen Mikrofluidik. Der geschlossene Betrieb der Spirale Mikrofluidik bietet Leukozyten ohne physikalische oder chemische Störungen, wie Phorbol Myristate-12 13-Acetat (PMA) zeigt-induzierte sortierte neutrophile Elastase Freilassung.

Einleitung

Da Zellen in einer großen Menge von Schleim in den Atemwegen Sekrete gekapselt sind, hat die funktionelle Beurteilung der Leukozyten durch eine in-vitro- Assay behindert. Dithiothreitol (DTT) ist der häufigste Lyse-Puffer zu distanzieren und homogenisieren Sputum für zytologische Analyse und Erkennung von Mediatoren und bietet gleichzeitig erträglich Lebensfähigkeit der isolierten Zellen1,2. Jedoch kann DVB-t stören Oberfläche-gebundene Antigene der Atemwege Neutrophilen, wodurch die Störung der Neutrophilen Funktion wie z. B. die Elastase und Myeloperoxidase (MPO)2,3. Daher wurden nur wenige Studien der menschlichen Atemwege Neutrophilenzahl Funktion mit peripherem Blut neutrophile durchgeführt, die nicht die physiologischen Eigenschaften der pulmonalen4verraten kann. Unterdessen hat sich träge Mikrofluidik Fortschritte bei der Isolierung von Zellen aus verschiedenen Patienten Biomatrices5,6. Das Gleichgewicht zwischen inertial Aufzug Kräfte und Dean ziehen richtet die Partikel/Zelle gemäß ihrer Größe die markierungsfreie Partikel Trennung7ermöglicht. Unsere Gruppe zuvor führte eine Probe Zubereitungsart für zirkulierenden Tumor Zellen8,9, Krankheitserreger im Blut8, Zellen aus einer Suspension Kultur10,11, 12, und Polymorphkernige Leukozyten (PMNs) von Blut13,14.

Hier stellen wir ein Protokoll um Immunzellen des Patienten Airway Sekrete mit geschlossenen inertial Mikrofluidik für einen nachgeschalteten in-Vitro -Assay, wie der Neutrophilen Elastase (NE)-Test vorzubereiten. Diese Methode bietet hohe Konzentration und Erholung, vor allem wenn es eine deutliche Überschneidung in seitlicher Richtung der Zelle/Teilchen aus dem die Zelle/Partikel des Interesses ist zu entfernen, die häufig in klinischen Proben beobachtet wird. Durch Rezirkulation der inneren Mauer (IW)-große Partikel oder Zellen zurück zu der Eingabe Probenröhrchen, die Partikel oder Zelle-of-Interest-Konzentrate im ursprünglichen Behälter konzentrieren, während Hintergrund Flüssigkeiten mit kleinen Mucin Aggregate durch den Abfall Behälter übergeben. Trotz der heterogenen strömungstechnischen Eigenschaften von klinischen Proben, erholt sich die vorgeschlagene Methode konsequent über 95 % der Neutrophilen aus Atemwege Sekretion Proben, die 1,000-fold verdünnt werden mit einer sauberen Kochsalzlösung (~ 1 mL). Im Gegensatz dazu stellt die Lyse-Methode eine breite Palette von PMNs Verwertungsquoten je nach dem Zustand der Probe. Das vorgeschlagene Protokoll erfasst Leukozyten in gewissem markierungsfreie ohne physikalische oder chemische Unterbrechung, bietet die Möglichkeit, empfindliche Zellen aus klinisch gegen Biometrie mit minimal-invasiven Eingriffen zu ernten.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Die Musterkollektion wurde von der University of Pittsburgh Institutional Review Board (IRB # PRO16060443, PRO10110387) genehmigt. Alle Experimente werden unter einen Schrank mit der richtigen persönlichen Schutzausrüstung Biosafety durchgeführt.

1. Gerät Fertigung und weiche Lithographie

Hinweis: Standard weichen Lithographie Techniken15,16 dienten der Microchannel Polydimethylsiloxan (PDMS) zu erstellen.

  1. Mischen Sie den PDMS-Vorläufer im Verhältnis 10:1 von base und Aushärtung Agent.
  2. 30 g der PDMS Vorläufer Mischung auf der Mikro-gefräst aus Aluminium Form Gießen (siehe Abbildung 1 für Dimensionen) und 20 g der PDMS Vorläufer Mischung auf 100 mm Petrischale.
    Hinweis: Die Petrischale wird verwendet, um den dicken Film von PDMS (~ 3 mm) für die Tragschicht zu machen. Die tragende Schicht des PDMS bietet einheitliche physikalische Oberflächeneigenschaften während der Mikrofluidik. Alternativ kann eine Dünnschicht des PDMS auf der Glas-Folie verwendet werden. Der master-Form mit bestimmten Kanal Abmessungen wurde entworfen und hergestellt durch Mikrofräsen auf der Alu-Blech. In dieser Studie verwendete Spirale-Kanal war ein 8-Schleife Spirale mikrokanal mit einem ein- und zwei Ausgänge mit dem Radius von 8 mm bis 24 mm für effiziente Größe-basierte Trennung erhöhen.
  3. Legen Sie die Form und die Petrischale in einem Vakuum Exsikkator zu entgasen, bis keine Luftblasen an der Oberfläche, in der Regel ca. 5-10 min. Einsatz ein Haus-Vakuum für die Exsikkator sichtbar sind.
  4. Lassen Sie das Vakuum und legen Sie die Form und die Petrischale in einem 90 ° C Ofen für 1 h.
    Hinweis: Eine Herdplatte oder andere Heizung Werkzeuge können anstelle von einem Ofen verwendet werden.
  5. Die Form und die Petrischale aus dem Ofen nehmen und bei Raumtemperatur für 10 min. abkühlen lassen.
  6. Vorsichtig die Umrisse schneiden Sie aus und Lochen Sie der flüssigen Zugriff auf das Gerät mit einem 2 mm-Puncher.
    Hinweis: Die Größe des Stempels kann variieren je nach Größe des Handbuchs Rohre oder Flüssigkeit.
  7. Befestigen Sie ein Klebeband auf die Kanal-Seite des Gerätes und Dickschicht PDMS und schälen Sie sorgfältig mit der Pinzette um Staub zu entfernen.
  8. Sowohl die Kanal-Seite des Gerätes und schlichte PDMS mit Luft-Plasma und Verbundenheit mit der vorbereiteten Tragschicht schlicht PDMS (Abbildung 1A) zu behandeln.
  9. Platzieren Sie den Chip auf der 50 x 70 mm-Glas-Folie und legen Sie sie in einem Ofen 70 ° C für mindestens 30 min um die Haftfestigkeit zu verbessern.

(2) trachealen Sekretion Sammlung von mechanisch beatmeten Patienten

Hinweis: Trachealen Sekrete aus mechanisch beatmeten Patienten während der normalen Routine Atemwege Betreuung erhalten Sie über ein Protokoll von den herkömmlichen Methoden geändert, der standard, Erwachsene belüfteten Patient unterzubringen. Proben wurden de-identifiziert und sofort zur Verarbeitung gesendet.

  1. Wenn trachealen streben angegeben ist, verwenden Sie einen Katheter Atemwege Sekrete zu extrahieren.
  2. Den Katheter vorsichtig halb in den Endotrachealtubus vorantreiben und 5 mL 0,9 % sterile normale Kochsalzlösung aus einer vorgefüllten 10 mL Spritze zu vermitteln.
  3. Wenn der Katheter ist voll ausgereift, oder Widerstand traf, die Sekrete abzusaugen und in einem sterilen Auswurf Sammelbehälter sammeln.
  4. Sammle 10 mL trachealen Sekrete in einem sterilen Sputum Container und auf Eis legen. Senden Sie die Proben sofort zur Bearbeitung.

(3) trachealen Sekretion Probenvorbereitung

Hinweis: Alle Experimente müssen unter einen Schrank mit der richtigen persönlichen Schutzausrüstung Biosafety durchgeführt werden.

  1. 1 mL der Atemwege Sekretion Proben in 9 mL Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) mit einer Kunststoff 10 mL Spritze (für ein 10 X Verdünnung) zu verteilen. Verwenden Sie eine stumpfe Pipette, um die Schleim-Probe zu homogenisieren.
  2. Belasten Sie das Verdünnungsmittel mit einem 40 µm Nylon Zelle Sieb entfernen große Stücke oder Blutgerinnsel, die die Mikrofluidik Zugangsöffnung oder den Kanal blockieren können. Legen Sie die Probe auf dem Eis nach der Verarbeitung.
  3. Das Verdünnungsmittel jeder Probe mit einem 100 X Volumen von PBS-Puffer, wodurch eine 1.000 x verdünnten Suspension zu zerstreuen. Legen Sie die Probe auf dem Eis während der gesamten Dissoziation-Operation.

(4) Versuchsaufbau

Hinweis: Alle Experimente müssen unter einen Schrank mit der richtigen persönlichen Schutzausrüstung Biosafety durchgeführt werden.

  1. Montieren des PDMS-Chips mit dem Fluid Guide, gleichförmige Strömung zu jedem der vier Spirale Mikrokanäle (Abbildung 1 b) anzuwenden.
    Hinweis: Vier Kanäle wurden verwendet, um den Durchsatz zu erhöhen durch Parallelisierung sowie Optimierung der Lautstärke und Zelle Dichte die entstandene Suspension. Der flüssige Guide ist entworfen und hergestellt mit einem Stereolithographie Art 3D-Drucker mit klaren Harz. Einlass und Auslass des flüssigen Guide verwenden Luer-Anschluss-Buchsen für einfache Verbindung und stabile Abdichtung während der Operation.
  2. Verbinden Sie einen Luer-Anschluss-Stecker 1/16-Zoll mit Einlauf, der inneren Steckdose (IW) und der Außenwand (OW) Auslassöffnung des flüssigen Guide und verbinden ein Silikonschlauch zur Probe Aussetzung.
  3. Legen Sie die stumpfe Spitzen an beiden Enden der zu- und Abgänge zu den unteren Rand der Probe-Stausee erreichen.
  4. Die Peristaltische Pumpe mit dem Zulauf-Schlauch anschließen.
  5. Stecken Sie das Ende der Zulauf Schlauch und IW-Auslass-Schlauch in der Probe-Stausee und das Ende des Schlauches OW Outlet in den Abfall Behälter (Abbildung 1, D).
  6. Ort der 50 mL-Tube von gefilterten PBS ohne Kalzium und Magnesium auf die Probe-Stausee.
  7. Pumpen mit einer low-Flow-Rate (~ 1 mL/min) an das Gerät zu starten.
    Hinweis: Wenn Luftblasen im Kanal erfasst werden, drücken Sie die Spitze des Kanals mit der Pinzette zu destabilisieren und Luftblasen zu beseitigen. Wenn das Gerät vollständig mit Pufferlösung gefüllt ist, ändern Sie die PBS-Röhre um die Atemwege Sekretion Probenröhrchen vorzubereiten.
  8. Wenn die Probe in der Probe-Stausee befindet, Peristaltische Pumpe einschalten und Einstellen der Durchflussmenge bei 4 mL/min (Abbildung 1, D).
  9. Wenn das Probenvolumen benannten Volumen (~ 1 mL) erreicht, beenden Sie den Betrieb und trennen Sie den Silikonschlauch.
    Hinweis: Die vorgeschlagene Methode ist effizienter zu verringern eine große Menge an Verdünnungsmittel (> 50 mL) in ein Mikro-Zentrifugenröhrchen Volumen (~ 1 mL) (Abbildung 2).

(5) Flow Cytometry Analysis

Hinweis: Um die Dissoziation Methoden (Mikrofluidik und Lyse) zu vergleichen, wurde Durchflusszytometrie mit Immunfluoreszenz verwendet.

  1. Fügen Sie Fluorescein erfolgt (FITC) - konjugierten Maus Anti-Human CD66b monoklonaler Antikörper und Allophycocyanin (APC) - Maus Anti-Human CD45 monoklonaler Antikörper, die ersten Aussetzungen (Schritt 3.3) und daraus resultierende Suspensionen (Schritt 4,9) (200 µL konjugiert jeder Antikörper) im Verhältnis von 01:25 V/V.
  2. Inkubieren Sie die Proben bei 4 ° C im Dunkeln für 30 min.
  3. Analysieren Sie beide Proben auf einem Durchflusszytometer, die PMNs zu quantifizieren.
    Hinweis: Die Bevölkerung, die doppelt positiven FITC-APC, CD66b positiv und CD45 positiven galt als neutrophile. Erholung wurde durch das Verhältnis der Ergebniszelle Zahlen die Eingabe und die entstandene Suspension berechnet.

6. NE Release Analyse

Hinweis: Um die Funktionalität des isolierten zu vergleichen war Neutrophilenzahl von der Mikrofluidik und Lyse-Methode eine NE-Assay-Kit verwendet.

  1. PMA (zur Verfügung gestellt, in dem Assay Kit) hinzufügen jedes entstandene Suspension (erhältlich bei Schritt 4,9), eine Endkonzentration von 50 nM.
  2. Inkubieren Sie die Proben bei 37 ° C für 2 h.
  3. Zentrifugieren Sie die Suspensionen bei 300 X g für 10 min.
  4. Übertragen Sie 10 µL jeder überstand auf eine 96-Well-Platte (zur Verfügung gestellt, in dem Assay Kit).
    Hinweis: Eine 96-Well-Mikrotestplatte mit einem flachen Boden und schwarzem Polystyrol kann auch verwendet werden.
  5. Jedes gut fügen Sie 90 µL verdünnter testpuffer (zur Verfügung gestellt, in dem Assay Kit hinzu).
  6. Fügen Sie 10 µL des Substrats Elastase (Z-Ala-Ala-Ala-Ala 2Rh110, im Assay Kit enthalten).
  7. 1,5 h bei 37 ° c inkubieren
  8. Lesen Sie die 96-Well-Platte mit einem Fluorometer bei einer Erregung Wellenlänge von 485 nm und einer Emissionswellenlänge von 525 nm.
    Hinweis: Die Höhe der NE teilte der PMN-Graf von Flow-zytometrie-Analyse.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Wir erreichten transparentere immun-Zellsuspensionen mit beiden DVB-t-Mucolysis und Mikrofluidik Dissoziation (Abb. 3A). Mikrofluidik Dissoziation gesammelt 4,40 x 105 PMNs im Durchschnitt (2,1 x 104 bis 5,60 x 105 PMNs n = 6) von den Atemweg Sekretion Proben 1,000-fold verdünnt (50 mL Gesamtvolumen) in 1 mL Suspension sauber. Im Vergleich zu dem ursprünglichen Verdünnungsmittel, 94,0 % PMNs (CD66b+/CD45+...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Inertial Mikrofluidik lokalisieren Partikel- und Zellen an einer bestimmten seitlichen Position in einem Mikro-Kanal anhand ihrer Größe5,18,19,20. Durch die kombinierte Wirkung des Dekans zu ziehen, Kraft und die trägen Auftriebskraft im gekrümmten Microchannel, große Partikel oder Neutrophilen (> 10 µm) befinden sich in den Kanal und kleine Partikel Schleim Aggregate und Trümmer kleiner als 6 ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben die hier beschriebene Technik patent angemeldet.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von NIH/NIAID (R21AI119042) sowie NIH U24 Probe Sparing-Assay-Programm (U24-AI118656) unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
PDMS-VorläuferDow corning184 SIL ELAST KIT 3,9 kg10:1 Verhältnis von Basis und Härter
VWR SchwerkraftkonvektionsofenVWR414005-128PDMS-Vorläufer zum Aushärten in 90 Grad.
100 mm PetrischaleVWR89000-324Herstellung von PDMS Stützschicht
Harris Uni-Core PuncherSigma-aldrichWHAWB1000762 mm Durchmesser oder andere, abhängig von der Schlauchgröße
LuftplasmamaschineFemto ScienceNiedlicheOberflächenplasmabehandlung für PDMS-Gerät bis zur unteren Basis.
2" x 3" GlasrutscheTED PELLA, INC.2195Zur Unterstützung des PDMS-Geräts
Masterflex gewickelter platingehärteter Silikonschlauch, L/S 14Cole-ParmerEW-96410-14Schlauch für Mikrofluidik und Peristlationspumpe
1/16 Zoll Luer-Anschluss, männlichesHarvard-GerätPC2 72-1443Anschluss für Flüssigkeitsführung
50 ml Falcon-SchlauchCorning21008-940Probenentnahme und -vorbereitung
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung, 1X ohne Calcium und MagnesiumCorning45000-446 Pufferlösung zur Verdünnung der Probe
Fall Geschlossener Absaugkatheter, Ellbogen, 14F/ Kanal 4,67 mmHALYARD HEALTH22113Trachealsektions-Saugkatheter
0,9 % steril Normale Kochsalzlösung, 10 ml FertigspritzeBD PosiFlushNHRIC: 8290-306547Für die Entnahme von Trachealsekretion bei Patienten
SecurTainer™ III Probenbehälter, 20 mLSimport1176R36Steriler Sammelbehälter für Sputum (Atemwegssekret)
Spritze mit Luer-Lok-Spitze, 10 mLBDBD309604Zum Pipettieren homogenisieren Sie die Schleimprobe und erreichen Sie den Boden des Probenröhrchens
BD  Blunt Fill Nadel, mit BD Luer-Lok  TippBDZum Pipettieren homogenisieren Sie die Schleimprobe und erreichen Sie den Boden des Probenröhrchens
40µ M Nylon-Zellsieb Falcon21008-949Zur Entfernung von großen Brocken oder Blutgerinnseln, die das Zugangsloch zur Mikrofluidik oder den Kanal blockieren können.
Peristaltische Pumpe (Masterflex L/S Digital Drive)Cole-ParmerHV-07522-30Betrieb von Mikrofluidik
BD LSR II DurchflusszytometerBD BioscienceLSR II DurchflusszytometerQuantifizierung des Zellrückgewinnungsverhältnisses
Fluorescein-Isothiocyanat (FITC)-konjugierter Maus-Anti-Human-CD66b-Monoklonaler AntikörperBD Bioscience561927Immunfärbung von Neutrophilen für die Durchflusszytometer-Analyse
Monoklonaler Anti-Human-CD45-Antikörper mit Allophycocyanin (APC)-konjugiertem Maus-AntikörperBD Bioscience561864Immunfärbung von Neutrophilen für die Durchflusszytometer-Analyse
Platten-ReaderThermo Fisher wissenschaftlicherVarioskan-Platten-Readerfür Neutrophilen-Elastase-Assay, ex485/em525
Neutrophilen-Elastase-Assay-KitCayman Chemical600610Bewertung der Neutrophilenfunktionalität
Fluoresbrite YG Mikrosphären 10.0µ mPolyScience, Inc.18140-2Fluoreszierende Partikel zur Darstellung der Flugbahn weißer Blutkörperchen in der Mikrofluidik

Referenzen

  1. Hamid, Q., et al. Methods of sputum processing for cell counts, immunocytochemistry and in situ hybridisation. European Respiratory Journal. 20 (Supplement 37), 19S-23S (2002).
  2. van Overveld, F. J., et al. Effects of homogenization of induced sputum by dithiothreitol on polymorphonuclear cells. J Physiol Pharmacol. 56, Suppl 4. 143-154 (2005).
  3. Qiu, D., Tan, W. C. Dithiothreitol has a dose-response effect on cell surface antigen expression. J Allergy Clin Immunol. 103 (5 Pt 1), 873-876 (1999).
  4. Usher, L. R., et al. Induction of Neutrophil Apoptosis by the Pseudomonas aeruginosa Exotoxin Pyocyanin: A Potential Mechanism of Persistent Infection. The Journal of Immunology. 168 (4), 1861-1868 (2002).
  5. Di Carlo, D. Inertial microfluidics. Lab Chip. 9 (21), 3038-3046 (2009).
  6. Martel, J. M., Toner, M. Inertial focusing dynamics in spiral microchannels. Phys Fluids. 24 (3), 32001(2012).
  7. Zhang, J., et al. Fundamentals and applications of inertial microfluidics: a review. Lab Chip. 16 (1), 10-34 (2016).
  8. Hou, H. W., Bhattacharyya, R. P., Hung, D. T., Han, J. Direct detection and drug-resistance profiling of bacteremias using inertial microfluidics. Lab Chip. 15 (10), 2297-2307 (2015).
  9. Warkiani, M. E., et al. Ultra-fast, label-free isolation of circulating tumor cells from blood using spiral microfluidics. Nat Protoc. 11 (1), 134-148 (2016).
  10. Warkiani, M. E., Tay, A. K., Guan, G., Han, J. Membrane-less microfiltration using inertial microfluidics. Sci Rep. 5, 11018(2015).
  11. Warkiani, M. E., Wu, L., Tay, A. K., Han, J. Large-Volume Microfluidic Cell Sorting for Biomedical Applications. Annu Rev Biomed Eng. 17, 1-34 (2015).
  12. Kwon, T., et al. Microfluidic Cell Retention Device for Perfusion of Mammalian Suspension Culture. Sci Rep. 7 (1), 6703(2017).
  13. Wu, L., Guan, G., Hou, H. W., Bhagat, A. A., Han, J. Separation of leukocytes from blood using spiral channel with trapezoid cross-section. Anal Chem. 84 (21), 9324-9331 (2012).
  14. Guan, G., et al. Spiral microchannel with rectangular and trapezoidal cross-sections for size based particle separation. Sci Rep. 3, 1475(2013).
  15. Kotz, K., Cheng, X., Toner, M. PDMS Device Fabrication and Surface Modification. J Vis Exp. (8), e319(2007).
  16. Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. Rapid Prototyping of Microfluidic Systems in Poly(dimethylsiloxane). Analytical Chemistry. 70 (23), 4974-4984 (1998).
  17. Ryu, H., et al. Patient-Derived Airway Secretion Dissociation Technique To Isolate and Concentrate Immune Cells Using Closed-Loop Inertial Microfluidics. Anal Chem. 89 (10), 5549-5556 (2017).
  18. Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnol Bioeng. 107 (2), 302-311 (2010).
  19. Di Carlo, D., Irimia, D., Tompkins, R. G., Toner, M. Continuous inertial focusing, ordering, and separation of particles in microchannels. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (48), 18892-18897 (2007).
  20. Xiang, N., et al. Fundamentals of elasto-inertial particle focusing in curved microfluidic channels. Lab Chip. 16 (14), 2626-2635 (2016).
  21. Lotvall, J., et al. Asthma endotypes: a new approach to classification of disease entities within the asthma syndrome. J Allergy Clin Immunol. 127 (2), 355-360 (2011).
  22. Houston, N., et al. Sputum neutrophils in cystic fibrosis patients display a reduced respiratory burst. J Cyst Fibros. 12 (4), 352-362 (2013).
  23. Janoff, A., Scherer, J. Mediators of inflammation in leukocyte lysosomes. IX. Elastinolytic activity in granules of human polymorphonuclear leukocytes. J Exp Med. 128 (5), 1137-1155 (1968).
  24. Kawabata, K., Hagio, T., Matsuoka, S. The role of neutrophil elastase in acute lung injury. Eur J Pharmacol. 451 (1), 1-10 (2002).
  25. Rubin, B. K. Plastic Bronchitis. Clin Chest Med. 37 (3), 405-408 (2016).
  26. Kokot, K., Teschner, M., Schaefer, R. M., Heidland, A. Stimulation and inhibition of elastase release from human neutrophils dependent on the calcium messenger system. Miner Electrolyte Metab. 13 (2), 133-140 (1987).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Weitere Artikel entdecken

Closed-Loop-BetriebSpiralförmige MikrokanäleMarkierungsfreie IsolationZellrückgewinnungPMA-StimulationElastase-FreisetzungVerarbeitung klinischer Proben
Markierungsfreie Neutrophilenzahl Anreicherung von Patienten abgeleitet Airway-Sekretion mit Closed-Loop Inertial Mikrofluidik
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.