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Methodenartikel

Ölsäure-Injektion bei Schweinen als Modell für Acute Respiratory Distress Syndrome

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DOI:

10.3791/57783

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26. Oktober 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, University Medical Center of the Johannes Gutenberg-University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

In diesem Artikel präsentieren wir ein Protokoll, um akute Lungenschädigung bei Schweinen durch zentral-venöse Injektion von Ölsäure zu induzieren. Dies ist ein etabliertes Tiermodell für das Studium der akute Atemnotsyndrom (ARDS).

Zusammenfassung

Die akute Atemnotsyndrom ist eine relevante Intensivpflege Erkrankung mit einer Inzidenz von 2,2 % bis 19 % der Patienten der Intensivstation. Trotz der Behandlung Fortschritte in den letzten Jahrzehnten leiden ARDS-Patienten noch Mortalitätsraten zwischen 35 und 40 %. Außerdem gibt es noch einen weiteren Forschungsbedarf, die Ergebnisse von Patienten mit ARDS zu verbessern. Ein Problem ist, dass kein einziges Tieres Modell kann die komplexen Pathomechanismus der akute Atemnotsyndrom nachahmen, aber mehrere Modelle existieren, um verschiedene Teile des zu studieren. Ölsäure Injektion (OAI)-induzierte Lungenschädigung ist ein gut etabliertes Modell für das Studium Beatmungsstrategien, Lunge Mechanik und Ventilation/Perfusion Verteilung bei Tieren. OAI führt zu stark beeinträchtigt Gasaustausch, Verschlechterung der Lungenmechanik und Störung der Alveolo-Kapillare Barriere. Der Nachteil dieses Modells ist die umstrittene mechanistischen Relevanz dieses Modells und die Notwendigkeit für Zentralvenöser Zugang, die vor allem in kleineren Tiermodellen schwierig ist. In Zusammenfassung, OAI-induzierte Lunge Verletzung führt zu reproduzierbare Ergebnisse bei kleinen und großen Tieren und daher ist ein gut geeignet Modell für die Untersuchung von ARDS. Jedoch ist weiterer Forschung notwendig, ein Modell zu finden, die alle Teile des ARDS imitiert und Probleme im Zusammenhang mit den verschiedenen Modellen, die heute existierenden fehlt.

Einleitung

Die akute Atemnotsyndrom (ARDS) ist eine Intensive Pflege-Syndrom, das ausgiebig seit seiner Erstbeschreibung vor etwa 50 Jahren untersucht wurde1. Dieser Körper der Forschung führte zu einem besseren Verständnis der Pathophysiologie und bewirkt, dass die Entwicklung des ARDS was verbesserte Patientenversorgung und Ausgang2,3. Dennoch ist die Sterblichkeit bei Patienten mit ARDS weiterhin sehr hoch mit ca. 35-40 %4,5,6. Die Tatsache, dass etwa 10 % der ICU Kinobesuche und 23 % der Intensivpatienten, die Beatmung benötigen aufgrund ARDS unterstreicht die Relevanz für die weitere Forschung auf diesem Gebiet.

Tiermodelle sind in der Forschung verbreitet, um pathophysiologische Veränderungen und mögliche Behandlungsmethoden für verschiedene Arten von Krankheiten zu untersuchen. Aufgrund der Komplexität des ARDS gibt es keine einzige Tiermodell, diese Krankheit zu imitieren, sondern verschiedene Modelle repräsentieren verschiedene Aspekte7. Ein gut etabliertes Modell ist Ölsäure Injektion (OAI)-induzierte Lungenversagen. Dieses Modell wurde in einer Vielzahl von Tieren, einschließlich Mäuse8Ratten9, Schweine10, Hunde11und Schafe12verwendet. Ölsäure ist eine ungesättigte Fettsäure und die häufigste Fettsäure im Körper von gesunden Menschen13. Es ist im menschlichen Plasma, Zellmembranen und Fettgewebe13vorhanden. Physiologisch ist es an Albumin gebunden, während es durch die Blutbahn13durchgeführt wird. Erhöhte Konzentration von Fettsäuren in die Blutbahn sind mit verschiedenen Pathologien und die Schwere der einige Erkrankungen korreliert mit Serum Fettsäure Niveaus13verbunden. Die Ölsäure ARDS-Modell entwickelte sich in einem Versuch, ARDS durch Lipid-Embolie verursacht, wie im Trauma Patienten14zu reproduzieren. Ölsäure hat direkte Auswirkungen auf angeborene immun Rezeptoren in der Lunge13 und Trigger Neutrophilenzahl Ansammlung15, entzündliche Vermittler Produktion16und Zelle Tod13. Physiologisch, induziert Ölsäure rasch voranschreitende Hypoxämie, Zunahme der pulmonalen arteriellen Druck und extravascular Lunge Wasseransammlung. Darüber hinaus induziert es arterielle Hypotonie und myokardiale Depression7. Die Nachteile dieses Modells sind die Notwendigkeit Zentralvenöser Zugang, die fragwürdige mechanistischen Relevanz und die mögliche tödliche Fortschritt durch schnelle Hypoxämie und kardiale Depression verursacht. Der Vorteil dieses Modells im Vergleich zu anderen Modellen ist die Nutzbarkeit in kleinen und großen Tiere, die gültige Reproduzierbarkeit der pathophysiologischen Mechanismen im ARDS, akute Beginn der ARDS nach Injektion von Ölsäure, und die Möglichkeit zu studieren isoliert ARDS ohne systemische Entzündung wie Modelle vielen anderen Sepsis7. In dem folgenden Artikel wir geben eine detaillierte Beschreibung der Ölsäure-induzierte Lungenschädigung bei Schweinen und bieten repräsentative Daten zur Charakterisierung der Stabilität der Kompromisse der Lungenfunktion. Es gibt verschiedene Protokolle für OAI-induzierte Lungenversagen. Das Protokoll zur Verfügung gestellt, hier ist in der Lage, zuverlässig akute Lungenschädigung induzieren.

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Protokoll

Alle Tierversuche, die hier beschriebenen von der institutionellen und staatlichen Tierpflege-Ausschuss (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Deutschland, Zulassungsnummer G14 1 077) genehmigt worden und wurden nach den Richtlinien der durchgeführt die Europäische und deutsche Society of Laboratory Animal Sciences. Die Experimente wurden im narkotisierten männlicher Schweine (Sus Scrofa Domestica) 2-3 Monate alt, mit einem Gewicht von 27-29 kg durchgeführt.

1. Narkose, Intubation und Beatmung

  1. Zurückhalten Sie, Essen für 6 Stunden vor der Narkose zu verringern das Risiko der Aspiration aber ermöglichen freien Zugang zum Wasser, um Stress zu reduzieren.
  2. Zur Sedierung injizieren Sie eine Kombination von Ketamin (4 mg kg-1) und Azaperone (8 mg kg-1) in den Hals oder den Gesäßmuskel des Schweins mit einer Nadel für die intramuskuläre Injektion (20 G), während das Tier in der Tier-Box ist.
    Achtung: Benutzen Sie Handschuhe bei der Arbeit mit dem Tier.
  3. Fügen Sie periphere Vene Katheter (20 G) in eine Vene Ohr nach lokale Desinfektion mit Alkohol.
  4. Fentanyl (4 µg kg-1), Propofol (3 mg kg-1) und Atracurium (0,5 mg kg-1) für die Induktion der Anästhesie intravenös zu injizieren.
  5. Wenn das Schwein aufhört zu atmen, in Rückenlage auf die Liege legen und mit Bandagen zu immobilisieren.
  6. Starten Sie die Überwachung der peripheren Sauerstoffsättigung (SpO2) durch Zuschneiden des Sensors an eines der Ohren oder der Rute des Tieres.
  7. Lüften Sie das Schwein mit einer Maske für Lüftungs Hunde, Größe 2, mit einer inspiratorischen Spitzendruck unter 20 cm H2O, ein positives Ende exspiratorischen Druck (PEEP) von 5 cm H2O, eine Atemfrequenz von 14-16/min und eine inspiratorische Sauerstoff-Bruch (FiO2) von 1,0.
  8. Beginnen Sie eine Dauerinfusion mit ausgewogenen Elektrolyt-Lösung (5 mLkg-1 h-1), Propofol (8-12 mg kg-1 h-1) und Fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) weiterhin Anästhesie.
  9. Vorbereitung der Intubation, einen gemeinsame endotrachealen Schlauch für das Tier geeignet (zB., Gewicht von 25-30 kg, endotracheal Schlauch Innendurchmesser (ID) 6-7 mm) bewaffnet mit Endotrachealtubus Einführhilfe und eine gemeinsame Laryngoskop mit einem Macintosh Klinge 4.
    Hinweis: Zwei Personen sind für die Intubation erforderlich.
  10. Person 1: Ziehen Sie die Zunge mit einer Hand und drücken Sie die Schnauze dorsal mit dem anderen.
  11. Person 2: Legen Sie Laryngoskop und schieben Sie es wie gewohnt, bis der Kehldeckel ins Blickfeld kommt.
  12. Ziehen Sie das Laryngoskop ventral um die Stimmbänder zu visualisieren.
    Hinweis: Manchmal "hält sich der Kehldeckel" an dem weichen Palatin. In diesem Fall es mit der Spitze des Rohres zu mobilisieren.
  13. Legen Sie das Rohr durch die Stimmbänder und die Einführhilfe herausziehen.
  14. Blockieren Sie die Manschette des Rohres mit einer Spritze mit 10 mL Luft.
  15. Schließen Sie den Schlauch an den Ventilator.
  16. Überprüfen Sie für die richtige Positionierung des Rohres durch regelmäßige Ausatmen von Kohlendioxid (CO2) mit Capnographie und gleich Belüftung der beiden Lungen mit Auskultation.
  17. Beatmung zu beginnen (Tidalvolumen 6-8 mL/kg, positive PEEP 5 cm H20, FiO2 periphere Sauerstoffsättigung (SpO2) zwischen 94 – 98 %17, Atemfrequenz, Gezeiten Enddruck von Kohlendioxid (FTMV zu halten zu halten ( 2) zwischen 35-45 MmHG).

(2) Instrumentierung

  1. Zurückziehen Sie die Hinterbeine mit Bandagen zu dehnen die Haut oberhalb des femoralen Bereichs für Katheterisierung notwendig Schiffe.
  2. Bereiten Sie eine 5 mL Spritze, eine 10 mL Spritze, ein Seldingertechnik Nadel 3 Einführhilfe Hüllen (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) mit Führungsdrähte, einen zentralen Venenkatheter mit 3 Anschlüssen (7 Fr, 30 cm) mit Führungsdraht und Lungenarterie Katheter (7,5 Fr, 110 cm).
  3. Desinfizieren Sie großzügig femoralen Bereich mit Haut-Desinfektionsmittel eine Wischen nach unten Technik anwenden.
  4. Vollständig zu füllen die Katheter mit Kochsalzlösung.
  5. Legen Sie die Ultraschall-Sonde auf die rechts inguinalen Ligament und Scan für femoral Schiffe.
  6. Drehen Sie die Sonde 90° um die Femoral Arterie in der Längsachse komplett sichtbar zu machen.
  7. Cannulate rechts Femoral Arterie unter Inline-Ultraschall Visualisierung mit der Seldingertechnik Nadel.
    Hinweis: Es gibt verschiedene Möglichkeiten, mit oder ohne Ultraschall vaskulären Zugang. Ultraschall-geführte vaskulären Kanülierung ist nicht notwendig für dieses Modell.
  8. Wenn helles Blut strömt pulsierend, stellen die Anleitung-Draht und zurückziehen der Nadelöhrs.
  9. Visualisieren der femoralen Ader und cannulate die Vene unter Inline-Ultraschall Visualisierung und das kontinuierliche Streben mit der Nadel.
  10. Wenn venöses Blut aspirable ist, trennen Sie die Spritze und einführen Sie Leitung Leitung.
  11. Zurückziehen der Nadelöhrs.
  12. Überprüfen Sie die Position der Drähte mit Ultraschall.
  13. Legen Sie die arterielle Einführhilfe Hülle (5 Fr) und zentralen Venenkatheter mit Seldingertechnik Technik (für Details auf Seldingertechniks Technik, beziehen sich auf veröffentlichte Methode18).
  14. Wiederholen Sie die arterielle und venöse Punktion auf anderen Seite und legen Sie die Einführhilfe Hüllen mit Seldinger´s Technik wie oben beschrieben (Arterie 6 Fr, Ader 8 Fr).
  15. Schließen Sie die arterielle Einführhilfe Mantel und zentralen Venenkatheter zu einem Wandler-System geeignet sind, den Überwachungseinrichtungen.
  16. Kalibrieren Sie der invasives monitoring gegen Atmosphäre (null), durch das Öffnen der drei-Weg-Hähne in die Atmosphäre und am Monitor drücken Sie alle auf Null .
  17. Zurückdrehen Sie die drei-Weg-Hähne zur Messung der Hämodynamik.
  18. Starten Sie die Überwachung der Hämodynamik.
  19. Legen Sie alle Druckmessumformer auf der Höhe des rechten Vorhof.
  20. Wechseln Sie die Infusion von Propofol (8-12 mg kg-1 h-1) und Fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) zu einem der Häfen von der zentralen Venenkatheter, Narkose aufrechtzuerhalten.

(3) ultraschnelle Messung der partiellen Sauerstoffdruck (pO-2)

Hinweis: Die Messung der pO-2 mit der Sonde für ultraschnelle pO2-Messung ist nicht obligatorisch, sondern hilft Visualisierung der Änderungen in Echtzeit in pO2.

  1. Öffnen Sie NeoFox Viewer -Software, und klicken Sie auf Optionen.
  2. Wählen Sie die Registerkarte " Kalibrierung " und klicken Sie auf Open Kalibrierung .
  3. Wählen Sie Kalibrierung Datei aus, und klicken Sie auf Öffnen und herunterladen.
  4. Bestätigen Sie das Popup-Fenster, indem Sie auf Ja.
  5. Öffnen Sie den Optionen -Dialog.
  6. Wählen Sie die Registerkarte " Kalibrierung " und klicken Sie auf einzelne Punkt-Kalibrierung.
  7. Geben Sie in Feld Sauerstoff 21 % und die Temperatur im Feld Temperatur.
  8. Klicken Sie auf Verwendung aktueller Tau und herunterladen. Danach bestätigen Sie das Popup-Fenster durch Klicken auf Ja.
  9. Führen Sie die Sonde für ultraschnelle Messungen der pO-2 durch die linken arteriellen Einführhilfe Hülle.

4. EINFÜGEN LUNGENARTERIE KATHETER

  1. Überprüfen Sie den Ballon des Lungenarterie Katheters auf Beschädigungen.
  2. Anschluss an die Wandler-System geeignet sind, den Überwachungseinrichtungen.
  3. Der pulmonalen arteriellen Druck Überwachung gegen die Atmosphäre (null) durch das Öffnen der drei-Weg-Hahn, die Atmosphäre und die Presse null auf dem Monitor zu kalibrieren.
  4. Zurückdrehen Sie die drei-Weg-Hahn zur pulmonalen arteriellen Druckmessung.
  5. Starten Sie die Überwachung des pulmonalen arteriellen Drucks.
  6. Legen Sie die Lungenarterie Katheter durch die linken venösen Einführhilfe Hülle (Ballon abgelassen).
  7. Wenn die Einführhilfe Hülle der Lungenarterie Katheter durchlaufen hat, Blasen Sie den Ballon mit 1 mL Luft auf.
  8. Den Lungenarterie Katheter voraus und die typischen Wellenformen (venösen Gefäßen, rechten Vorhof, rechte Herzkammer, pulmonale Arteria und pulmonalen Kapillaren Keil Druck) zu überwachen. Entleeren Sie den Ballon und überprüfen Sie, wenn es möglich ist, Blut durch alle Ports des Lungenarterie Katheters Aspirieren.
    Hinweis: Detaillierte Anleitung zum Lungenarterie Katheter, finden Sie in vorherigen Veröffentlichung19.

5. Induktion der Lungenschädigung

  1. Bereiten Sie Ölsäure-Säure Lösung: 0,1 mL kg-1 von Ölsäure in einer 20 mL Spritze und verbinden Sie es mit einem 3-Weg-Hahn.
  2. Nehmen Sie 2 mL Blut in eine andere 20 mL Spritze und ein Gesamtvolumen von 20 mL in beiden Spritzen fügen Sie Kochsalzlösung hinzu.
  3. Verbinden Sie die zweite Spritze auch mit 3-Weg-Hahn.
    Achtung: Benutzen Sie Handschuhe und Schutzbrille bei der Arbeit mit Ölsäure.
  4. Bereiten Sie Noradrenalin (0,1 mg/mL) für kontinuierliche Infusion und Bolus-Injektion (10 µg/mL).
  5. Verbinden Sie die Noradrenalin-Spritze-Pumpe mit einem der Häfen von der zentralen Venenkatheter ohne Sie zu starten.
  6. Starten Sie die ultraschnelle pO-2-Messung.
  7. Zeichnen Sie vor der Induktion von Lungenversagen die Werte (Baseline) aus alle relevanten Parameter.
  8. FichO2 auf 1.0 gesetzt und eine Lunge Rekrutierung Manöver durchführen (plateau Druck 40 cm H2O für 10 s).
  9. Verbinden Sie 3-Weg-Hahn mit dem proximalen Anschluss des Lungenarterie Katheters.
  10. Mischen Sie die Ölsäure und Blut/Kochsalzlösung Mischung durch Injektion wiederholt aus einer Spritze in die andere über die 3-Weg-Hahn und halten Sie die Mischzeit gründlich.
  11. Wenn es eine homogene Emulsion ist, Spritzen 2 mL der Emulsion und weiter mischen.
    Hinweis: Wenn mischen beendet wird, kann die Emulsion in einer lipophilen und hydrophilen Teil trennen.
  12. Aufmerksam verfolgen Sie die Hämodynamik nach der Injektion von Ölsäure und halten Sie Noradrenalin bei der hand zu. Falls erforderlich, geben Sie Noradrenalin als Bolus-Injektion (10 – 100 µg) oder kontinuierliche Infusion, arterielle Mitteldruck über 60 MmHg zu halten.
  13. Wiederholen Sie die Injektion von 2 mL der Lösung alle 3 min bis der arteriellen Partialdruck des Sauerstoffs (PaO2) / FiO2-Verhältnis liegt unter 200 MmHg.
  14. Wenn die Spritze vor dem PaO2/FiO2leer ist-Verhältnis liegt zwischen 100 und 200 MmHg, 2 weitere Spritzen wie im Schritt 5.1 beschrieben vorbereiten.
  15. 30 min warten und Neubewertung der PaO2/FiO2-Verhältnis. Wenn es immer noch über 200 MmHg ist, wiederholen Sie die Schritte 5.5-5.8 bis PaO2/FiO2-Verhältnis liegt zwischen 100 und 200 MmHg.
  16. Wenn PaO2/FiO2-Verhältnis liegt zwischen 100 und 200 MmHg, 30 min warten und erneut prüfen.
  17. Wenn es dauerhaft unter 200 MmHg ist Experiment/Behandlung beginnen, sonst 2 mehr Spritzen wie im Schritt 5.1 beschrieben vorbereiten und wiederholen Sie die Schritte 5,5-5,9.
  18. Legen Sie die Lüftung nach den Vorschlägen von ARDS Netzwerk20.

6. Ende des Experiments und Euthanasie

  1. Inject 0,5 mg Fentanyl zusätzlich auf die kontinuierliche Anästhesie und warten Sie 5 Minuten injizieren 200 mg Propofol und 40 Mmol Kalium-Chlorid, das Tier in Tiefe Narkose einzuschläfern.

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Ergebnisse

PaO2/FiO2-Verhältnis sinkt nach fraktionierte Anwendung von Ölsäure (Abbildung 1). In der vorgestellten Studie war 0.185 ± 0,01 ml kg-1 Ölsäure für die Induktion der Lungenschädigung notwendig. Alle Tiere zeigten eine beeinträchtigt Sauerstoffversorgung nach der Induktion der Lungenschädigung mit Sorten in der weiteren Zeit natürlich. In Tier 1 und 3 blieb es auf einem Niveau mit kleinen Schwankungen; Tier 2 achten wir auf ein...

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Diskussion

Dieser Artikel beschreibt eine Methode der Ölsäure-induzierte Lungenschädigung als Modell für das Studium der verschiedenen Aspekte der schweren ARDS. Es gibt auch andere Protokolle mit unterschiedlichen Emulsionen, verschiedene Injektionsstellen und unterschiedlichen Temperaturen der Emulsion23,24,25,26,27,28 ,

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Offenlegungen

Alle Autoren offen keine finanziellen oder sonstigen Interessenskonflikte.

Danksagungen

Die Autoren wollen Dagmar Dirvonskis für hervorragende technische Unterstützung zu danken.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3-Wege-Hahn blauBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden394602
3-Wege-Hahn rotBecton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden394605
AtracuriumHikma Pharma GmbH , Martinsried4262659
Canula 20 GBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spanien301300
Datex Ohmeda S5GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finnland
Desinfektionsmittel; LKE & Mayr GmbH, Deutschland104802
EndotrachealtubusTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia112482
Einführmaschine für EndotrachealtubusRü sch5033062
Engströ m CarestationGE Heathcare, Madison USA
FentanylJanssen-Cilag GmbH, Neuss
HandschuhePaul Hartmann, Deutschland9422131
Incetomat-line 150 cmFresenius, Kabi Germany GmbH9004112
KetamineHameln Pharmaceuticals GmbH
LaryngoskopTeleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia671067-000020
Logisches DrucküberwachungssystemSmith- Medical Germany GmbHMX9606
Logicath 7 Fr 3-Lumen 30cmSmith- Medical Germany GmbHMXA233x30x70-E
Masimo Radical 7Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA
Maske zur Beatmung von HundenHenry Schein, Deutschland730-246
Neofox KitOcean optics Largo, FL USANEOFOX-KIT-SONDE
NoradrenalinSanofi- Aventis, Seutschland GmbH73016
ÖlsäureApplichem GmbH Darmstadt, Deutschland1,426,591,611
Original Perfusor Spritze 50ml Luer LockB.Braun Melsungen AG, Deutschland8728810F
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cmEdwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA744F75
Perkutane Schleuseneinführgarnitur 8,5 und 9 Fr, 10 cm mit integriertem Blutstillungsventil/SideportArrow international inc. Reading, PA, USAAK-07903
Perfusor FM BraunB.Braun Melsungen AG, Deutschland8713820
KaliumchloridFresenius, Kabi Germany GmbH6178549
Propofol 2%Fresenius, Kabi Germany GmbH
SalineB.Braun Melsungen AG, Deutschland
Sonosite Micromaxx UltraschallsystemSonosite Bothell, WA, USA
Stainless Macintosh Size 4Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia670000
SterofundinB.Braun Melsungen AG, Deutschland
Stresnil 40mg/mlLilly Germany GmbH, Abteilung Elanco Animal Health
Spritze 10 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spanien309110
Spritze 2mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spanien300928
Spritze 20 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spanien300296
Spritze 5 mLBecton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spanien309050
Venenkatheter 22GB.Braun Melsungen AG, Deutschland4269110S-01

Referenzen

  1. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. The Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  2. Brower, R. G., et al. Ventilation with lower tidal volumes as compared with traditional tidal volumes for acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1301-1308 (2000).
  3. Briel, M., et al. Higher vs lower positive end-expiratory pressure in patients with acute lung injury and acute respiratory distress syndrome: systematic review and meta-analysis. JAMA. 303 (9), 865-873 (2010).
  4. Bellani, G., et al. Epidemiology, Patterns of Care, and Mortality for Patients With Acute Respiratory Distress Syndrome in Intensive Care Units in 50 Countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  5. Chiumello, D., et al. Respiratory support in patients with acute respiratory distress syndrome: an expert opinion. Critical Care. 21 (1), 240(2017).
  6. Barnes, T., Zochios, V., Parhar, K. Re-examining Permissive Hypercapnia in ARDS: A Narrative Review. Chest. , (2017).
  7. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
  8. Kobayashi, K., et al. Thromboxane A2 exacerbates acute lung injury via promoting edema formation. Scientific Reports. 6, 32109(2016).
  9. Tian, X., Liu, Z., Yu, T., Yang, H., Feng, L. Ghrelin ameliorates acute lung injury induced by oleic acid via inhibition of endoplasmic reticulum stress. Life Sciences. , (2017).
  10. Kamuf, J., et al. Endexpiratory lung volume measurement correlates with the ventilation/perfusion mismatch in lung injured pigs. Respiratory Research. 18 (1), 101(2017).
  11. Du, G., Wang, S., Li, Z., Liu, J. Sevoflurane Posttreatment Attenuates Lung Injury Induced by Oleic Acid in Dogs. Anesthesia & Analgesia. 124 (5), 1555-1563 (2017).
  12. Prat, N. J., et al. Low-Dose Heparin Anticoagulation During Extracorporeal Life Support for Acute Respiratory Distress Syndrome in Conscious Sheep. Shock. 44 (6), 560-568 (2015).
  13. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., Silva, A. R., Burth, P., Castro-Faria, M. V., Castro-Faria-Neto, H. C. Acute Respiratory Distress Syndrome: Role of Oleic Acid-Triggered Lung Injury and Inflammation. Mediators of Inflammation. 2015, (2015).
  14. Schuster, D. P. ARDS: clinical lessons from the oleic acid model of acute lung injury. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 149 (1), 245-260 (1994).
  15. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., et al. Oleic acid induces lung injury in mice through activation of the ERK pathway. Mediators of Inflammation. 2012, 956509(2012).
  16. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  17. O'Driscoll, B. R., et al. BTS guideline for oxygen use in adults in healthcare and emergency settings. Thorax. 72, Suppl 1 90(2017).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), 2652(2011).
  19. Russ, M., et al. Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments. (115), 53610(2016).
  20. Brower, R. G., et al. Higher versus lower positive end-expiratory pressures in patients with the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 351 (4), 327-336 (2004).
  21. Hartmann, E. K., et al. Influence of respiratory rate and end-expiratory pressure variation on cyclic alveolar recruitment in an experimental lung injury model. Critical Care. 16 (1), (2012).
  22. Hartmann, E. K., et al. Inhalation therapy with the synthetic TIP-like peptide AP318 attenuates pulmonary inflammation in a porcine sepsis model. BMC Pulmonary Medicine. 15, 7(2015).
  23. Julien, M., Hoeffel, J. M., Flick, M. R. Oleic acid lung injury in sheep. Journal of Applied Physiology. 60 (2), 433-440 (1986).
  24. Wiener-Kronish, J. P., et al. Relationship of pleural effusions to increased permeability pulmonary edema in anesthetized sheep. Journal of Clinical Investigation. 82 (4), 1422-1429 (1988).
  25. Yahagi, N., et al. Low molecular weight dextran attenuates increase in extravascular lung water caused by ARDS. American Journal of Emergency Medicine. 18 (2), 180-183 (2000).
  26. Eiermann, G. J., Dickey, B. F., Thrall, R. S. Polymorphonuclear leukocyte participation in acute oleic-acid-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 128 (5), 845-850 (1983).
  27. Townsley, M. I., Lim, E. H., Sahawneh, T. M., Song, W. Interaction of chemical and high vascular pressure injury in isolated canine lung. Journal of Applied Physiology. 69 (5), 1657-1664 (1990).
  28. Young, J. S., et al. Sodium nitroprusside mitigates oleic acid-induced acute lung injury. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (1), 224-227 (2000).
  29. Katz, S. A., et al. Catalase pretreatment attenuates oleic acid-induced edema in isolated rabbit lung. Journal of Applied Physiology. 65 (3), 1301-1306 (1988).
  30. El-Haddad, H., Jang, H., Chen, W., Soubani, A. O. Effect of ARDS Severity and Etiology on Short-Term Outcomes. Respiratory Care. 62 (9), 1178-1185 (2017).
  31. Wang, H. M., Bodenstein, M., Markstaller, K. Overview of the pathology of three widely used animal models of acute lung injury. European Surgical Research. 40 (4), 305-316 (2008).

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