Schweine als ein Trainingsmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Verwendung von dem Schwein überlegene epigastrischen Arterie Perforatorlappen als ein Lernmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau.

Zusammenfassung

Live-Models, die chirurgische Bedingungen des Menschen ähneln sind Training frei-Klappe Ernte-und Anastomose erforderlich. Tiermodelle für Schulungszwecke sind seit Jahren in vielen chirurgischen Bereichen zur Verfügung. Wir verwendeten das Weibchen (weil sie für das Verfahren einfach zu handhaben sind) Yorkshire Schweine für den Kopf und Hals Wiederaufbau durch das Ernten der Perforator tief minderwertigen epigastrischen Arterie oder die überlegene epigastrischen Arterie Perforatorlappen. Die Anastomose Website (Hals Hautdefekt oder Trachealkanüle Wand defekt) war bereit, über die Zerlegung des gemeinsamen Halsschlagader und die innere Halsschlagader, welche 3,5 × Lupe Vergrößerung für Anastomose verwendet wurde, wie wir auf Fälle beim Menschen im wirklichen Leben. Dieses Verfahren zeigt eine neue Trainingsmethode, die mit einem zuverlässigen Lernmodell und bietet eine detaillierte Anatomie in einem live-Szenario. Wir konzentrieren auf die Ischämie-Zeit Ernte, Schiff Anastomose und entwerfen die Klappe defekt Website passen. Dieses Modell verbessert das Gewebe Handling und mit dem Einsatz der richtigen Instrumente kann werden viele Male wiederholt, dass der Chirurg davon überzeugt ist, vor Beginn der Operation am Menschen.

Einleitung

Wiederaufbau nach der Operation für den Kopf und Hals bösartigen Tumorerkrankungen ist ein schwieriges Verfahren, die mit erheblicher Morbidität verbunden. Mikrovaskuläre freie Klappe Rekonstruktion hat als die Standardmethode zum Wiederaufbau für mehr als 20 Jahren^1,2,3gut etabliert. Gratis-Klappe Transfer spielt eine bedeutende Rolle bei der Verbesserung der Kopf und Hals Management bei Krebspatienten und in Post-traumatische Verletzungen, die dabei die Grenzen der chirurgische Ausrottung der Krankheit über die bisherigen Techniken, was zu mehr Patienten Lebensqualität und längeres Überleben Preise^1,2,3. Die verschiedenen Klappen für den Wiederaufbau gehören Rotations-, veredeln und kostenfreies Klappen.

Die Rolle der freien Klappen in den Kopf und Hals Wiederaufbau erweitert. Es ist die schwierigste Klappe zu arbeiten, erfordern qualifizierte und zarte Behandlung. Klappe Scheitern ist ein schwerwiegendes Ereignis, mit erheblicher Morbidität^4,5. So ist erheblicher Einarbeitungszeit erforderlich, um die Präzision notwendig für die erfolgreiche chirurgische Ergebnisse^{3,4,5,6,7,8zu entwickeln, 9}. Die steile Lernkurve verbunden mit einer solchen Operation können Einfluss auf den Ausgang für Patienten und Behandlung Management^{3,4,5,6,7beeinflussen, 8,9}. Die Trainingszeit und Lernkurve für neue Chirurgen, ein Ausbildungsmodell ist notwendig, die imitiert menschliche Biologie und bietet ähnliche Operationsfeld Bedingungen⁸.

Das Ziel dieser Studie ist es, die Sichtbarkeit der Schweine als gutes Trainingsmodul für den Kopf und Hals mikrovaskuläre Wiederaufbau ähnelt des menschlichen Fall mit verbesserten Fähigkeiten auf aktive Weise zu zeigen.

Diese Studie untersuchte die Verwendung von porcinen Modell für Training neue Kolleginnen und Kollegen in den Kopf und Hals mikrovaskuläre Wiederaufbau für frei-Klappe Transfer ermöglichen eine kostengünstige und weniger stressig für den klinischen Bereich Ausbildung mit zuverlässig ergänzen ähnliche Funktionen für gratis-Klappe Verfahren. Schweine sind für viele Studien und als Lehrmittel Modelle für verschiedene chirurgische Rekonstruktionen, z.B. Brustrekonstruktion benutzt worden; ⁵ Schweine haben jedoch nie für Kopf und Hals Wiederaufbau außer in unserer Studie für den trachealen Wiederaufbau durch trachealen Stenosen¹⁰verwendet wurde.

Die Idee begann nach Frederic Bodin⁷, die das ähnliche Flap zur Brustrekonstruktion zu beschreiben. Der größte Vorteil für die Studie über das andere Modul mikrovaskuläre Ausbildung ist die aktive livening Modul mit einem echten unmittelbaren Ergebnis des Verfahrens.

Protokoll

Diese Studie wurde geleitet und genehmigt von der Department of Laboratory Animal Ressourcen, Yonsei Biomedical Research Institute, Yonsei University College of Medicine, akkreditiert von der Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Diese Studie folgte die Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren der Institute Laboratory Animal Resources Commission auf Life Sciences National Research Council. Alle Schweine waren für eine Woche vor der Operation gewöhnt.

1. Vorbereitung

1. Halten Sie die Schweine ohne Nahrung für mehr als 12 h vor der Vollnarkose mit freiem Zugang zu Wasser.
   Hinweis: Sechs weibliche Yorkshire-Schweine dienten von 25 – 30 kg.
2. Verwenden Sie ein 16-Gauge-Nadel 1 cm Länge, um Alfaxan (1 mg/kg), Xylazin (2 mg/kg) und Azaperone (2 mg/kg) intramuskulär zu injizieren hinter und unterhalb des Ohres, Anästhesie zu initiieren.
3. Der vorderen Mittellinie des Halses und der Bauchwand des Schweins mit einem chirurgischen Haar Entfernung Rasierer zu rasieren.
4. Befestigen Sie eine intravenöse (IV) Route durch zentrale oder marginal Ohr Vene auf der hinteren Seite der Ohrmuschel mit einer 22-G-Nadel. Ketorolac (1 mg/kg) über eine IV-Leitung zu injizieren.
5. Dann Spritzen Sie Atropin (0,04 mg/kg) intramuskulär wie unter 1.2 beschrieben. Cefazolin (30 mg/kg) intramuskulär wie unter 1.2 beschrieben zu injizieren.
6. Setzen Sie das Schwein in Rückenlage über den OP-Tisch liegend.
7. Ermöglichen das Schwein zu atmen 2 L Sauerstoff mit 5 % Isofluran durch Schweinegrippe Anästhesie Maske spontan.
8. Setzen Sie die Stimmbänder durch den Mund mit einem Laryngoskop und sprühen sie mit zwei Züge von 2 % Lidocain topische Lösung Intubation-induzierte Stimmritzenkrampf zu verhindern.
9. Intubation mit einem 6,5 mm Rohr, Rohr-Manschette mit 3-5 mL Luft mit einer Spritze ohne Nadel befestigt, um es aufzublasen.
   Hinweis: Führen Sie Capnometry, um sicherzustellen, dass die trachealen Röhre, die das Anästhesiegerät gehört, in der richtigen Position ist und es CO₂ zurück in die Maschine als Indiz für korrekte Sauerstoffversorgung gibt.
10. Pflegen Sie die Narkose nach der Intubation mit 2 % Isofluran.
11. Verwenden Sie die Vet-Salbe auf Schweine Augen und schließen Sie es mit einer Augenklappe abdecken.

2. Verfahren: Rezeption vor Ort

1. Desinfizieren Sie den Hals und die Bauchdecke mit Jod-basierte Peeling-Lösung 1 %.
2. Starten Sie einen vertikalen Mittellinie Schnitt in den vorderen Hals mit Klinge Nr. 23 bis zum Brustbein.
3. Sezieren Sie die Gurt-Muskeln und einfahren Sie seitlich mit Kelly Gewebe Schere und Lahey Retraktor.
4. Aussetzen der Luftröhre aus dem ersten Ring mit dem Thorax Einlass.
5. Dann setzen Sie die gemeinsame Halsschlagader und der inneren Halsschlagader für die Anastomose.
6. Erstellen Sie ein Fenster, in der zweiten oder dritten trachealen Knorpel, ~ 1 cm in der Breite mit Klinge Nr. 11.
7. Suchen Sie nach den Endotrachealtubus durch den trachealen defekt erstellt, und sicherstellen, dass die Belüftung durch die Röhre wird fortgesetzt mit dem Ventilator ohne ein Leck.

3. Schritt: Klappe Website

Hinweis: Die überlegene epigastrischen Arterie Perforator (SEAP) Klappe Ernte kann, nach der Methode von Frederic Bodin⁷beschrieben durchgeführt werden.

1. Entwerfen Sie eine Klappe auf der oberen Abdomen durch eine chirurgische Filzstift (Abbildung 1A).
2. Erstellen Sie eine elliptische Hautschnitt 4 x 3 cm mit einem Skalpell Nr. 23 an der vorderen Scheide der Bauchdecke auf der medialen Seite der gezeichneten Klappe (Abbildung 1 b).
3. (Schale) die Klappe aus dem Rectus Abdominis Muskel Scheide auf der Suche nach den perforationsladungen gonna die Hautlappen halten die Faszie von den Allis zu erheben.
4. Die intramuskuläre Dissektion führen und folgen der perforationsladungen zu den überlegenen epigastrischen Gefäßen (Abb. 1 b)
5. Führen Sie nun die seitlichen Hautschnitt auf der gestalteten Klappe (Abbildung 1A) mit einem Skalpell Nr. 23 (Abbildung 1)
6. Klemmen Sie die überlegene epigastrischen Gefäße und Gian Comitantes mit der Gefäßklemme souverän und mit einer Schere Kelly Gewebe unterhalb der Gefäßklemme schneiden und verbinden das Schiff über die Gefäßklemme durch 3-0 Naht. Dann nehmen Sie die Gefäßklemme.

(4) Anastomose und Schließung

1. Setzen Sie auf eine chirurgische Lupe.
2. Klemmen Sie die Carotis Arterie mit zwei arterienklemmen mit 1-2 cm Abstand zwischen ihnen.
3. Verwendung Mikro-Schere zu schneiden zwischen der Arteria carotis und den obere Teil durch doppelte Naht binden versichern kein Nässen.
4. Verwenden Sie die doppelte Klammer ohne Rahmen zwischen der Arteria carotis und Klappe Arterie.
5. Starten Sie Anastomose mit 10: 0 Naht einfach voller Stärke interpretiert.
6. Die ersten zwei Aufenthalt Nähte ca. 120 Grad voneinander entfernt auf dem Schiff Umfang dann zwischen Platz 2-3 Stiche.
7. Lassen Sie die Klemme los. Wenn es nicht Blut, Nässen die ähnliche Naht am Nässen Standort.
8. Suchen Sie nach den venösen Rückfluss von Gian Comitantes.
9. Führen Sie Anastomose wie unter Punkt 4.1 bis 4.7 für die innere Halsschlagader und Gian Comitantes (Abbildung 1) beschrieben.
10. Verwenden Sie eine Spritze nadelgröße 18, Stechen Sie die Haut um die Klappe Lebensfähigkeit durch einen Blutstropfen zu sehen.
11. Schließen Sie die trachealen Fenster und es mit der Muskel-Faszien von der SEAP Klappe mit 3: 0 Naht Naht.
12. Exteriorize und Naht ein Haut-Paddel der SEAP Klappe zu der zervikalen Mittellinie Hautschnitt (Abbildung 2A).
13. Schließen Sie die Bauchhaut Inzision (Abb. 2 b).

5. postoperative Pflege

1. Kommen Sie das Schwein wieder in Bauchlage.
2. Die Isofluran zu stoppen und das Schwein vom Beatmungsgerät zu entwöhnen.
3. Lassen Sie das Schwein zu erholen Sie sich in den Tierkäfig und überwachen sie eng um seine glatte Wiederherstellung aus dem Verfahren zu gewährleisten.
4. Suchen Sie die Klappe am Wiederaufbau Standort nach der Heilung (Abbildung 2).
5. Schauen Sie an der Entnahmestelle in das Tier nach der Heilung (Bild 2D).
6. Starten Sie Ringer Laktat in Höhe von 150 mL/h bis zur endgültigen Genesung zu und zu verwalten Sie 0,3 mg Buprenorphin für Analgesie.
7. Beobachten Sie nach Extubation das Schwein genau bis es hat wieder zu ausreichend Bewusstsein um Position und Atmung beizubehalten und in der Lage zu trinken ist spontan.
8. Keine operierten Tiere die postoperative Schweine in getrennten Ort abhalten.
9. Intramuskuläre Amoxicillin-clavulanat (14 mg/kg) für 1 Woche zu starten.
10. Intramuskuläre Meloxicam (0,2 mg/kg) für 1 Woche zu starten.

6. Sterbehilfe

1. Narkose für das Schwein durch die Injektion von Propofol durch i.v. (5-10 mL) starten und mit Isofluran 5 % halten.
2. Intubation das Schwein auf Schritt (1.1, 1.2, 1.6-1.10) beschrieben.
3. Der Herzstillstand durch intravenöse Injektion von 40 Mmol KCl zu induzieren.

Ergebnisse

Wir führten das Verfahren auf sechs Schweine: zervikalen Haut defekt Umbau auf zwei Schweine, trachealen Umbau auf zwei Schweine und freier Lappen, vaskuläre Anastomose Gerät in zwei Schweine zu testen. Die Schweine wurden 3 Monate lang überwacht und gab es keine klinischen Anzeichen für neurologische Defizit.

Die mittlere Zeit für Ischämie war 50 min (Reichweite, 35-80 min); die Zeit verringert, da das Verfahren wiederholt wurd...

Diskussion

Erheblicher Morbidität und Mängel können auftreten in Kopf und Nacken Malignität Patienten während der OP Management. Mikrovaskuläre freie Gewebe Transfer ist für den Wiederaufbau in den meisten Fällen unverzichtbar geworden. Die Lebensfähigkeit der Klappe ist ein kritisches Thema, Stetigkeit, präzises handling des pedikels, taktile Empfindung, zentralnervöse Fähigkeit und ausgezeichneten operativen Flow vom Chirurgen⁸erfordern. Um diese Fähigkeiten zu entwickeln, braucht man umfangreiche Praxis m...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Pigs XP Bio, Seoul, Südkorea
Chirurgischer Haarentfernungsrasierer	3M
22 Gauge Katheter	B.BRAUN
Spritze mit Nadelstärke 18	Jung Rim Medical
Intramuskuläres Alfaxan	Careside		10ml/VAL
Intramuskulärxylazin	Bayer
Intramuskuläres Azaperon	Sigma-aldrich		34223
Intramuskuläres Atropin	Daewon		0,5 mg/A
Intramuskuläres Cefazolin	Yuhan		1 g
intravenös Ketorolac	Hana Pharm		30 mg
Schweineanästhesiemaske	DRE		1392
endotracheale Manschettentube 6,5 mm	SMITH medical		100/150/065
Anästhesiemaschine	Drä ger		PRIMUS IE
2% Lidocain topische Lösung	Taejoon
Tierarztsalbe	Pfizer		Terramycin
Augenabdeckungspflaster	Innomed		S-universal010S
Betadin-Lösung 1%.	Korea Pharma
Gaze 4*4	First Medical		22*30CM 320S
Klinge Nr. 23	Paragon		23
Lahey Retraktor	V.Mueller		SU3960
Kelly Gewebeschere	SOLCO		05-1990
Klinge Nr. 11	Paragon		11
chirurgischer Markierungsstift	Aspen Surgical		Regular #2750
allis	V.Mueller		SU4055
Krawattennaht	Covidein		ohne Nadel
3,5 x chirurgische Lupe	Zeiss		eyemag smart
Doppelklemme ohne Rahmen	V.Mueller		CH7155
Mikroschere	AESCULAP		FD038R
Ringer-Laktat	Daehan		500ml/1Beutel
Amoxicillin– Clavulanat	Ilsung		0,6 g/V
Meloxicam	Samil		7,5 mg
Propofol	Dong Kook		120 mg/V
intravenöse KCl-Lösung	Daehan		20ml/50P
Mücke gebogen	SOLCO		013-0111
Mücke gerade	SOLCO		05-1050
Ethilon 10-0 Naht	ethicone		10/0W1756
Vicryl 3-0.	Ethicone		3/0W9890
Buprenorphin	Hanlim		0,3mg