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Komplette und partielle Aorten Okklusion für die Behandlung von hämorrhagischen Schock bei Schweinen

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DOI:

10.3791/58284

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24. August 2018

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1Department of Surgery, University of Michigan, 2Hays Innovations

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zeigen ein Hämorrhagischer Schock-Modell bei Schweinen, die Aorta Okklusion als Brücke zur definitiven Versorgung in Trauma verwendet. Dieses Modell hat Anwendung in eine Vielzahl von chirurgischen und pharmakologische therapeutische Strategien zu testen.

Zusammenfassung

Blutung bleibt die führende Ursache für vermeidbare Todesfälle in Trauma. Endovaskuläre Management von nicht komprimierbaren Torso Blutung hat seit einigen Jahren an der Spitze der Traumaversorgung. Da komplette Aorta Okklusion ernsthafte Bedenken präsentiert, hat der Begriff der teilweisen Aorten Okklusion eine wachsende Aufmerksamkeit gewonnen. Hier präsentieren wir Ihnen eine große Tiermodell der hämorrhagischen Schock zu untersuchen die Auswirkungen der eine neuartige teilweise Aorten Okklusion Ballonkatheter und vergleichen Sie es mit einem Katheter, der auf den Prinzipien der komplette Aorta Okklusion funktioniert. Schweine sind betäubt und instrumentiert, um kontrollierte behoben-Volume Blutungen führen und hämodynamischen und physiologischen Parameter überwacht. Nach Blutungen sind Aorten-Ballonkatheter Okklusion eingefügt und aufgeblasen in der Aorta Supraceliac für 60 min, während dessen erhalten die Tiere Vollblut Reanimation als 20 % des gesamten Blutvolumens (TBV). Nach Entleerung des Ballons werden die Tiere in eine Intensivpflege Einstellung für 4 h, während dessen erhalten sie flüssige Reanimation und Adrenalin nach Bedarf überwacht. Partielle Aorten Ballon Okklusion zeigte verbesserte distalen mittleren arteriellen Druck (MAPs) beim Ballon aufblasen, verringerte Marker der Ischämie und Fluid Reanimation und Gabe Gebrauch zurückgegangen. Wie Schweine Physiologie und homöostatische Reaktionen nach Blutungen gut dokumentiert wurden und sind wie beim Menschen, ein Schwein hämorrhagische kann Schock Modell verwendet werden, um verschiedene Behandlungsstrategien zu testen. Zusätzlich zur Behandlung von Blutungen, sind Aorten-Ballonkatheter Okklusion für ihre Rolle bei Herzstillstand, Herz-und Gefäßchirurgie und weiteren risikoreichen elektiven Eingriffen populär geworden.

Einleitung

Blutung ist nach wie vor die dominierende Ursache für vermeidbare Todesfälle bei Patienten mit traumatische Ereignissen, einem Anteil von 90 % der Trauma-bezogenen Todesfälle im militärischen Umfeld und 40 % der Post-traumatische Todesfälle in der Zivilbevölkerung1, 2. Obwohl direkter Druck kompressible Blutungen behandeln kann, nicht komprimierbare Torso Blutung bleibt schwer zu behandeln und ohne Eingabeaufforderung blutstillende Kontrolle tödlich sein können. Der historische Ansatz wiederbelebende Thorakotomie oder Laparotomie mit Aortenstenose Kreuz-Klemmung erwies sich extrem invasiven3,4. Dieser Eingriff erfordert auch eine komplexe Auswahlalgorithmus, um die Kandidatur des Patienten zu bestimmen, die traumatischen Beleidigungen5unterzogen wurden.

In den letzten Jahren gab es ein Wiederaufleben des Interesses an einer zuvor beschriebene Vorgehensweise — wiederbelebende endovaskuläre Ballon Okklusion der Aorta (REBOA)6,7,8. Obwohl REBOA eine kurzfristige überleben Vorteile bei Blutung verliehen hat, stellt eine verlängerte vollständige Okklusion der Aorta beim Ballon aufblasen ernsthafte Bedenken, die irreversible Ende-Orgel Ischämie9,10enthalten. In einem Versuch, diese potentielle Morbidität zu überwinden sind alternative endovaskuläre Strategien zur Blutung verwalten ausgearbeitet. Eine solche Strategie, die eine wachsende Aufmerksamkeit gesehen hat ist eine partielle Okklusion der Aorta11,12. Die Idee der teilweisen Aorten Ballon Okklusion bietet die Perfusion der vaskulären Betten distal auf der Website der Okklusion, verbesserte physiologische proximalen Aorta Karten und eine allmähliche Nachlast-Senkung nach der Entleerung des Ballons. Diese Veränderungen in den Parametern sind die gewünschten Änderungen an den physiologischen Eigenschaften der ein blutendes Tier. Vor der Übersetzung dieser Methode auf den Menschen füllen und teilweise Aorten Ballonkatheter Okklusion stark in Schweine-Modelle von hämorrhagischem Schock11,12,13getestet wurden.

Schweine haben in Studien mit Hämorrhagischer Schock für viele Jahre verwendet worden. Die meisten das gegenwärtige Verständnis der Pathophysiologie der hämorrhagischen Schock leitet sich aus Studien, die Tiermodelle, einschließlich Schweine genutzt haben. Ihre Physiologie und homöostatische Reaktionen in der Umgebung des pathologischen Volumenmangel folgenden Blutungen, vor allem diejenigen, die im Zusammenhang mit Blut Blutgerinnung und Herz-Kreislauf-Reaktionen wurden gut dokumentiert und sind wie die Menschen14. Schweine-Modelle von hämorrhagischem Schock bieten auch Möglichkeiten zur Behandlungsstrategien bei Hämorrhagischer Schock und andere traumatischen Verletzungen zu untersuchen.

In der vorliegenden Studie zeigen wir ein klinisch realistisches Modell der hämorrhagischen Schock bei Schweinen, endovaskuläre Behandlungsstrategien, einschließlich der vollständigen und teilweisen Aorten Ballon Okklusion zu bewerten. Wir vermuten, dass eine partielle Okklusion der Aorta zu einer besseren physiologischen führt und Labor-Profil im Vergleich zu eine vollständige Okklusion der Aorta bei Schweinen durchläuft eine kontrollierte behoben-Volumen-Blutung.

Wir wollten die physiologischen Auswirkungen von Teil- und Aorta Okklusion als Behandlung von hämorrhagischen Schock in einem Schweine-Modell vergleichen. Partielle Aorten Okklusion wurde erreicht mit einer selektiven Aorten Ballon Okklusion in Trauma (SABOT) Katheter (Abbildung 1). Der SABOT-Katheter ist ein zwei-Ballon-System, das ermöglicht die Intra-luminalen Durchblutung, wodurch einen Teilstrom aortalen zu den vaskulären Betten distal der Okklusion. Komplette Aorta Okklusion erzielt mit einem Aorten Okklusion Single-Ballon-Katheter (z.B.CODA) (Abbildung 1). Behandlungsgruppen wurden randomisiert, um wiederbelebende Aorten Okklusion mit dem kompletten oder mit der teilweisen Aorten Ballonkatheter Okklusion zu unterziehen (n = 2/Gruppe).

Die wichtigsten Schritte des Modells umfassen die Induktion der Anästhesie und Intubation, die Aufrechterhaltung der Anästhesie, Instrumentierung, 35 % TBV Blutung (20 min insgesamt; halb über die ersten 7 min, und die Hälfte über die verbleibenden 13 min.), Aorten Ballon Okklusion und Vollblut Reanimation (60 min der Okklusion; 20 % Vollblut Wiederbelebung in den letzten 20 Minuten der Okklusion), Intensivmedizin monitoring (240 min) mit hämodynamischen Beobachtung und Euthanasie mit Gewebe zu ernten. Abbildung 2 zeigt das Modell in diesem Experiment verwendet.

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Protokoll

Bei der Durchführung von Forschung mit Tieren, die Ermittler Animal Welfare Act Vorschriften eingehalten und andere Bundesgesetze in Bezug auf Tiere und Experimente mit Tieren und die Grundsätze dargelegt in der aktuellen Version des Leitfadens für die Pflege und Nutzung von Versuchstieren des National Research Council. Das Studienprotokoll wurde von der University of Michigan institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) genehmigt. Die Experimente wurden unter Einhaltung aller Vorschriften und Richtlinien in Bezug auf den Tierschutz in der Forschung durchgeführt.

(1) tierische Auswahl und Akklimatisierung

  1. Verwendung weibliche Yorkshire-Landrasse gekreuzt wurden Schweine (n = Gruppe 2, Altersgruppe: 5-6 Monate, Gewichtsbereich: 40-60 kg) für das Experiment.
  2. Nach ihrer Ankunft in der Anlage die Tiere einzeln in Käfigen aber sicherstellen, dass gibt es reichlich Interaktion zwischen den Tieren im benachbarten Käfigen.
  3. Haus der Tiere für mindestens 5 d, so dass sie komplett eingewöhnt sind, bevor Sie das Experiment durchführen. Während dieser Zeit füttern Sie die Tiere mit einem standard-Diät und beobachten sie feststellen, dass sie in einem guten Zustand sind.
  4. Halten Sie die Tiere essen und trinken nach Mitternacht vor der Operation das Risiko einer Aspiration während der Intubation zu verhindern.

(2) Anästhesie und Intubation

  1. Das Tier in den Musculus Muskel mit 5 mg/kg tiletamin/Zolazepam gegeben intramuskulär (IM) gesetzt, während das Tier im Bereich Wohnungswesen ist. Gleichzeitig geben Sie 0,05 mg/kg Atropin IM als Anticholinergika Agent Sekret während der Intubation zu minimieren.
  2. Transportieren Sie das Tier aus dem Wohngebiet zum OP-Saal zu und legen Sie sie in die Rückenlage auf einem Operationstisch.
  3. Verwenden Sie inhalierte Isofluran (2 % - 5 %), um Anästhesie zu induzieren. Verwenden Sie 21 % Sauerstoff (0,4 L/min) gemischt mit Luft (4 L/min) als Träger Gase um das inhalierte betäubende Gas liefern.
  4. Während die gewünschte Tiefe der Narkose erreicht wird, legen Sie einen Katheter 20 G periphere intravenöse (IV) in Ohr Vene für die intravenöse Verabreichung von Flüssigkeiten, Medikamente oder Anästhesie, nach Bedarf.
  5. Als das Tier die gewünschte Tiefe der Narkose erwirbt, waschen Sie sanft jeden Abfall und Schutt aus den operativen Standorten, einschließlich der linken und rechten leisten-Regionen, linken und rechten Seite des Halses und der Bauch ab. Verwenden Sie einen elektrischen Haarschneider, um alle Haare von der operativen Websites zu entfernen. Beurteilen Sie die Tiefe der Narkose durch Kneifen der hinteren Extremität des Tieres und die (mangelnde) Reaktion beobachten.
  6. Sichern Sie das Tier auf dem OP-Tisch mit chirurgischen Baumwolle Seile um jede Extremität vor der Intubation.
  7. Verwenden Sie ein kurzes Stück der chirurgischen Baumwoll Seil, heben Sie den Unterkiefer mit der Zunge, die mündliche Blende zu öffnen. Verwenden Sie ein anderes Stück Baumwoll Seil des Oberkiefers nach unten zu ziehen. Für den Fall, dass die Kiefer Entspannung ausreicht oder die Stimmlippen werden reduziert, erhöhen Sie das Niveau der Isofluran kurz und wiederholen Sie diesen Schritt.
  8. Verwenden der nichtdominanten Hand den Griff der eine konventionelle Laryngoskop, ausgestattet mit 12 beleuchtete Miller Blatt halten. Übergeben Sie die Spitze der Klinge durch den Mund-Rachenraum Miller. Üben Sie alle Vorsicht in den Zähnen und Mundschleimhaut zu bewahren und gleichzeitig die Klinge in der Mundhöhle zu manövrieren. Langsam vorwärts den Blattspitze bis der Kehldeckel übersichtlich visualisiert werden kann und vorbei an den Kehlkopf Einlass. Mit dem Handgelenk, heben Sie die Klinge, der Kehldeckel erhebt, so dass eine klare Sicht auf den Kehlkopf gewonnen wird.
  9. Platz pro 6.5 Fr oder 7 Fr endotracheal Schlauch (ETT) mit einem Mandrin zwischen den Stimmlippen in die Luftröhre. Im Falle der Stimmritzenkrampf aufgrund Schleimhautreizungen gelten Sie 2 % Lidocain auf die Stimmlippen und die mediane glossopharyngeus epiglottic Feld und zu überdenken.
  10. Entfernen Sie das Stilett vor voll voran den Schlauch in die Luftröhre und dabei einen festen Griff auf dem Schlauch. Aufpumpen der Manschette Ballon mit 10-15 cm3 Luft, Luftleck rund um die Manschette zu verhindern und Aspiration des Mageninhalts.
  11. Verbinden Sie den ETT mit mechanischer Entlüfter durch einen Filter atmen (Wärme und Feuchtigkeit Wärmetauscher). Sichern Sie den ETT durch das Binden der Baumwolle-Band um die Schnauze (Oberkiefer).
  12. Im Falle einer fehlgeschlagenen Intubation lassen Sie das Tier sauerstoffhaltigen und lüften Sie kurz vor jeder weiteren Versuche.
  13. Ventilatoreinstellungen darauf achten die entsprechenden mechanischen: eine Mischung aus 21 % Sauerstoff und Luft; ein Tidalvolumen von 7-10 mL/kg Körpergewicht; eine Atemfrequenz von 10-15 Atemzüge/min ein Ende-Gezeiten pCO2 von 40 MmHg ± 2 MmHg zu halten.
  14. Legen Sie ein Pulsoximeter auf dem Ohr, Zunge oder Rute, die Sauerstoffversorgung des Blutes und die Herzfrequenz zu messen. Vorab eine rektale Sonde durch die Analöffnung für kontinuierliche Temperaturüberwachung.
    Hinweis: Die Temperatur des Tieres soll zwischen 38 ° C bis 40 ° C mit einem beheizten Temperatur reguliert OP-Tisch, Hitze-Matte oder Wärme-Unterbett beibehalten werden.
  15. Verwenden Sie Isofluran (1-3 %) für die Aufrechterhaltung der Narkose während des Verfahrens. Während dieser Zeit bewerten Sie die Tiefe der Narkose durch Tests für Schmerzen Reflexe mit eine Prise Hind Gliedmaßen. Darüber hinaus überwachen Sie die Atemfrequenz an das Beatmungsgerät zu sehen, ob es die programmierten Ventilator-Rate entspricht.
    Hinweis: Übermäßige Atmung zeigt eine unzureichende Tiefe der Narkose.

3. die Operationsstelle Sterilisation (Vorbereitung und drapieren)

  1. Bereiten Sie die Schnitt-Sites, sowie ein ausgedehntes Gebiet um sie herum für die experimentelle Verfahren. Die Schnitt-Standorte für das Experiment gehören bilateralen inguinalen Regionen, den bilateralen Hals und Unterbauch. Desinfizieren Sie die operativen Standorte durch Schrubben sie mit einer reichlichen Menge von Povidon-Jod für 5 min.
  2. Verwenden Sie trockener, steriler Gaze, um die Povidon-Jod-Seife von der Haut zu entfernen.
  3. Legen Sie sterile chirurgische Handtücher um die operativen Standorte der sterilen chirurgischen Disziplinen zu bewahren. Verwenden Sie Handtuch Zange, um die Handtücher im Ort zu sichern. Decken Sie das Tier mit einem sterilen Tuch um jegliche Verunreinigung der chirurgischen Seiten zu verhindern.

4. Kanülierung

  1. Femoral Arterie und Vene Kanülierung
    Hinweis: Eine Kanülierung der richtige Femoral Arterie, linke Femoral Arterie und linke femoral Ader wird durchgeführt. Die richtige Femoral Arterie ist mit einem 14 Fr Einfügung Mantel für die Aorta Ballon Okklusion Katheter Einfügung kanülierte. Die linke Femoral Arterie ist mit einem 5 Fr-Katheter für die Überwachung der distalen MAP kanülierte. Eine 8 Fr-Katheter wird in der linken Femur-Ader für den flüssigen Verwaltung und Blut Abzug platziert. Die offene Seldingertechnik Technik wird eingesetzt, um allen Hohlräumen15vaskulären Zugang.
    1. Bewerten Sie bevor Sie sich des Schnittes die Tiefe der Narkose durch Kneifen der hinteren Extremität des Tieres.
    2. Mit einem Skalpell mit einer Nummer 10 sterile chirurgische Klinge ausgestattet, machen einen vertikalen 8 cm Einschnitt in der rechten Leiste 4 cm oberhalb und 4 cm unterhalb der rechten Leiste Falte.
    3. Durch die subkutanen Gewebe und Muskeln zu sezieren Sie und verwenden Sie zwei Weitlaner Retraktoren für die richtige Belichtung zu gewinnen. Verwenden Sie ein Army-Navy-Aufrollvorrichtung für zusätzliche einfahren, wenn nötig.
    4. Verwenden Sie Mixter rechten Winkel Zangen und elektrokauter, um durch Bindegewebe zu zergliedern, bis das Neurovaskuläre Bündel deutlich zu sehen ist.
    5. Vorsichtig die Arterie zu sezieren. Bewahren Sie die Nerven, die Lateral-die meisten Struktur ist.
    6. Sorgfältig zu sezieren die Vene, die meisten medial von der Arterie entfernt befindet.
    7. Proximalen und distalen die Kontrolle über die Arterie mit 2: 0 Seidenkrawatten.
    8. Verwenden Sie eine 20 G abgewinkelten Einführhilfe Nadel, Punktion die Arterie. Gewährleisten eine geeignete Position in das Gefäß Lumen durch die Beobachtung der pulsierender Blutfluss durch das andere Ende der Nadel.
    9. Vorab eine Runde Spitze 0,35 in Führungsdraht durch das Lumen der abgewinkelten Nadel.
    10. Ziehen Sie die Nadel heraus über den Führungsdraht. Sichern Sie keine Migration der Führungsdraht in Position halten.
    11. Der Führungsdraht, die Öffnung in der Arterie zu dehnen übergehen Sie eine 10 Fr Dilatator. Die 10 Fr Dilatator zu entfernen. Einfügen einer 14 Fr Einfügung Hülle über den Führungsdraht.
    12. Entfernen Sie vorsichtig den Dilatator aus der Einfügung Scheide zusammen mit dem Führungsdraht, halten Sie die Kanüle in die Arterie.
    13. Spülen Sie die Einfügung Hülle um seine Position im Inneren des Schiffes Lumen zu gewährleisten.
    14. Befestigen Sie das Ende des Katheters mit einer 3: 0 Polyglactin Naht.
    15. Verwenden Sie einen 3: 0-Nylon-Naht, um eine vorübergehende laufende Schließung der darüberliegenden Haut durchzuführen.
    16. Wiederholen Sie die oben genannten Schritte für die linke Femoral Arterie Kanülierung mit einem 5 Fr Katheter (keine anfängliche Dilatation). Die linke femorale Ader in ähnlicher Weise zu isolieren und cannulate es mit einem 8 Fr-Katheter. Verwenden Sie einen 3: 0-Nylon-Naht, um eine vorübergehende laufende Schließung der darüberliegenden Haut durchzuführen.
  2. Arteria carotis und äußere Halsschlagader Kanülierung
    Hinweis: Es wird ein Kanülierung der bilaterale externe halsvenen und linke gemeinsame Halsschlagader durchgeführt. 5 Fr Katheter wird in die linke gemeinsame Halsschlagader zur Überwachung der proximalen Karte und einer 8 Fr-Katheter in die linke äußere Halsschlagader für zusätzliche zentralvenöser Zugang für flüssige Verwaltung und Gabe Infusion gelegt. 9 Fr Katheter befindet sich in der rechten äußeren Halsschlagader zur Lungenarterie Katheterisierung mit einem Lungenarterie (z.B., Swan-Ganz) Katheter, während eine Halsschlagader Durchfluss-Sonde um direkt gemeinsame Halsschlagader für Karotis Durchflussmenge gelegt wird Überwachung. Der Seldingertechnik Ansatz wird verwendet, um alle Hohlräumen vaskulären Zugang.
    1. Mit einem 10-Blatt-Skalpell, machen Sie einen 6 cm vertikalen Schnitt ca. 2 cm seitlich an der Mittellinie auf der linken Seite des Halses.
    2. Verwenden Sie elektrokauter, durch subkutane Gewebe zu zergliedern, bis sternocleidomastoideus (SCM) Muskel ausgesetzt ist.
    3. Platzieren Sie Weitlaner Retraktoren an den proximalen und distalen Teil der Schnitt für eine volle Zurücknahme.
    4. Sezieren Sie entlang der seitlichen Grenze des SCM Muskels, der linke äußere Halsschlagader verfügbar zu machen.
    5. Schiff Kanülierung kann durch folgende Schritte 4.1.8 - 4.1.14 erreicht werden. Einlegen, spülen und eine 8 Fr Katheter in die Vene.
    6. Sezieren Sie für die linke gemeinsame Halsschlagader Belichtung den medialen Rand des SCM-Muskels. Ort eine Weitlaner Retraktor, Exposition zu verbessern.
    7. Durch das Bindegewebe längs entlang der seitlichen Grenze der Luftröhre zu sezieren. Bewahren Sie die Thymusdrüse Drüsen, wenn sie aufgetreten sind.
    8. Setzen Sie die Halsschlagader Dreieck, enthält die Halsschlagader, die innere Halsschlagader und den Nervus vagus. Ertasten Sie die gemeinsame Halsschlagader um seine Flugbahn zu bestimmen.
    9. Sorgfältig die gemeinsame Halsschlagader Weg von der Vene und den Nerv zu sezieren.
    10. Durchführen Sie die Halsschlagader Kanülierung durch folgende Schritte 4.1.8 - 4.1.14. Einlegen, spülen und eine 5 Fr Katheter in die Arterie wie zuvor beschrieben.
    11. Wiederholen Sie die Schritte 4.1. für die Dissektion und Isolation der rechten äußeren Halsschlagader und rechts gemeinsame Halsschlagader.
    12. Legen Sie eine 4 mm Halsschlagader Fluss Sonde um die direkt gemeinsame Halsschlagader. Tragen Sie Wandler Gel zwischen die Durchfluss-Sonde und das Schiff für einen optimalen Informationsfluss Signalisierung und erfassen.
    13. Im Anschluss an die Schritte 4.1.8-4.1.14 cannulate die direkt äußere Halsschlagader mit einem 9 Fr Einführhilfe Mantel. Spülen und den Katheter im Ort zu sichern. Verwenden Sie einen 3: 0-Nylon-Naht, um eine vorübergehende laufende Schließung der darüberliegenden Haut durchzuführen.

(5) PA Katheter einführen

  1. Spülen Sie die Injektion-Port, den proximalen Hafen und die distale Port des Katheters mit normalen Kochsalzlösung (NS) und an den Wandler-Schlauch anschließen. Die distale Port wird als die Pulmonalarterie (PA)-Port bezeichnet, während der proximale Port als Port zentraler venöser Druck (CVP) bezeichnet wird.
  2. Überprüfen Sie durch Verschieben des Katheters Artefakt Ablaufverfolgung auf dem Monitor. Dies geschieht, um sicherzustellen, dass der Katheter funktioniert.
  3. Die PA-Katheter durch die sterilhülse voraus.
  4. Mit einem 3 cm3 -Spritze, Pumpen Sie den Ballon des Katheters PA mit nicht mehr als 1,5 cm3 Luft, um Inflation zu testen. Entleeren des Ballons zum Einfügen des Katheters in die Scheide einführen.
  5. Legen Sie die PA-Katheter durch die 9 Fr Einfügung Hülle. Nachdem der PA-Katheter für mindestens 18 cm eingefügt wurde, Blasen Sie den Ballon mit nicht mehr als 1,5 cm3 Luft auf.
  6. Langsam voraus des PA-Katheters und überprüfen Sie den Monitor für Herzrhythmusstörungen beim Einlegen. Im Falle von ventricular Ectopy aufblasen und Entlüften des Ballons um Fortschreiten zu verhindern. Wenn die Insertion in irgendeiner Weise schwierig wird, sollte der Ballon entleert werden und der Katheter sollte eingefahren und wieder eingefügt.
  7. Beobachten Sie den Monitor, den Übergang von den rechten Vorhof (RA) in den rechten Ventrikel (RV) zu bewerten der PA an der Lungenarterie Keil Druck (PWP).
  8. Entleeren Sie des Ballons und bestätigen Sie, dass der Monitor eine PA-Spur kehrt.
    Hinweis: Die entsprechende Länge des Katheters aus der Einstichstelle in der rechten äußeren Halsschlagader ist ca. 45-55 cm.
  9. Schließen Sie das Ende der sterilhülse in die Scheide einführen um die Position des Katheters in die PA zu sichern
  10. Verbinden Sie die einfügen-Ports des PA-Katheters am Capture-Gerät, das Herzzeitvolumen (CO) und die Sättigung der venösen Sauerstoff (SVO2) zu erhalten.
  11. Kalibrieren Sie den PA-Katheter monitoring-System. Mit der Körperlänge und Gewicht des Tieres, Durchführen einer in-Vivo Kalibrierung des PA-Katheters monitoring-System für das Tier. Verwenden Sie eine venöses Blut-Gas für eine weitere Kalibrierung mit Sauerstoff-Sättigung und Hämoglobin-Spiegel.

6. zystostomie Rohr Platzierung

  1. Machen Sie einem 5 cm niedriger Bauchschnitt in der Mittellinie mit einem 10-Blatt-Skalpell.
  2. Mit elektrokauter, sezieren durch subkutane Gewebe und die Linea Alba. Jede Schicht während der Präparation zu visualisieren.
  3. Extracorporealize der Harnblase.
  4. Greifen Sie mit zwei DeBakey Pinzette die Harnblase auf der ventralen Oberfläche Weg von den Harnleiter Öffnungen.
  5. Mit elektrokauter, machen Sie eine kleine Öffnung in der Blase, im Inneren Lumen auszusetzen.
  6. Verwenden Sie saugen, um Urin in der Blase Lumen zu entfernen. Chirurgische Schwämme können für jede unbeabsichtigte Auslaufen von Urin außerhalb der Blase verwendet werden.
  7. Verwenden Sie einen 4: 0-Polypropylen-Naht, um eine temporäre Geldbörse-Schnürverschluss der Blase durchzuführen.
  8. Legen Sie ein 18 Fr Foley Katheter in die Blase Lumen und verwenden Sie eine 10 cm3 Spritze, um den Ballon aufzublasen. Verbinden Sie eine Harnableitung Tasche mit Foley Katheter und befestigen Sie es an der Seite der OP-Tisch.
  9. Binden Sie die 4-0 Polypropylen Naht um die Foley-Katheter in die Blase Lumen zu sichern.
  10. Verwenden Sie einen 3: 0-Nylon-Naht, um eine vorübergehende laufende Schließung der darüberliegenden Haut der Bauchdecke durchzuführen.

7. komplette und partielle Aorten Ballon Katheter einführen

  1. Randomisieren Sie Tiere, um entweder den vollständigen oder teilweisen Aorten Okklusion Ballonkatheter erhalten.
  2. Legen Sie eine 0,035 in 260 cm Amplatz steif Führungsdraht durch die 14 Fr Einfügung Mantel in die richtige Femoral Arterie, und führen Sie ihn in die Supraceliac Aorta (Zone 1) mit Ultraschall der thorakalen und abdominalen Aorta.
  3. Legen Sie den Ballonkatheter Okklusion über den Führungsdraht in Zone 1 der Aorta, die Okklusion nach der Blutung durchzuführen.
  4. Bestätigen Sie die endgültige Platzierung des aortalen Ballonkatheters Okklusion in Zone 1 der Aorta mit Ultraschall.

(8) intraoperative hämodynamischen und Labor Monitoring

  1. Die Verbindung der invasive Katheter zum Überwachungssystem mit Schläuche, Sensoren, und Schläuche auf die hämodynamische Monitore zu gewährleisten. Invasives monitoring-Systeme sollten "genullt" werden auf der Ebene des Tieres Herzens um genaue Überwachung zu gewährleisten.
  2. Physiologische Daten in das Experiment, einschließlich der proximalen und distalen Karte, Herzfrequenz (HF), die CVP, CO, der PA-Druck, SVO2, Ende-Gezeiten CO2und die Kerntemperatur des Körpers.
  3. Notieren Sie diese Variablen alle 5 min während der Blutung und der Ballon Inflation Phase, sowie so alle 15 min den weiteren Verlauf des Experiments.
  4. Sammeln Sie Blutproben zu 4 Zeitpunkten: Baseline (BL), Post-Schock (PS), Post-Reanimation (PR), und am Ende (E) des Experiments. 10 mL Blut werden aus Plasma und Serum Analyse zu jedem Zeitpunkt erhoben.
  5. Durchführen Sie arterielles Blut Gasentnahme (ABG) durch das Sammeln von bis zu 1 mL Blut in die Spritze ABG. ABG Probenahme an den oben genannten Zeitpunkten jeweils durchführen und auch im Bedarfsfall während des Experiments. Verwenden Sie eine Blut-Gas-Analysator für die Analyse.
    Hinweis: Jede Probe sollte analysiert werden, innerhalb von 10 min der Blutentnahme, weil Verzögerungen länger als 10 min die Effizienz der Ergebnisse16verringern können.

(9) Blutung

  1. Berechnen der TBV.
    TBV in mL = Gewicht in g × 0,06 + 0,77
  2. Blutungen Sie 35 % der TBV mit einem Automatikpumpe über einen Zeitraum von 20 Minuten entfernen, halb über die ersten 7 min, und die andere Hälfte über die nächsten 13 min..
  3. Das Blut im standard Blutbeutel Kollektion zu sammeln. Bei 4 ° C im Vorgriff auf eine künftige Transfusion zu speichern.
  4. Wenn die Karte unter 30 MmHg sinkt, stoppen Sie die Blutung zu, schalten Sie die Isoflurane und verwalten Sie 50-100 mL Dunkleosteus NS zu.
  5. Starten Sie die Blutung, sobald die Karte wieder 30 MmHg.

10. Aorten Ballon Okklusion Katheter Inflation und Vollblut Reanimation

  1. Blasen Sie aortalen Ballonkatheters Okklusion mit 9-12 cm3 Luft oder bis keine weiteren Rückgang der distalen MAP Folgendes bemerkte eine zusätzliche Ballon Inflation auf.
  2. Entfernen Sie das Kabel aus der teilweisen Aorten Okklusion Ballonkatheter distale aortalen Fluss zu erleichtern, wobei es für die komplette Aorta Ballonkatheter Okklusion. Bestätigen Sie die Platzierung des aortalen Ballonkatheters Okklusion in der Zone 1 mit Sonographie, Katheter Migration auszuschließen.
  3. Sichern Sie den Katheter an der Haut mit einer unterbrochenen 3-0-Nylon-Naht.
  4. Wiederzubeleben Sie nach 40 min der Aorta Okklusion, das Tier mit Vollblut in Volumen entspricht 20 % der TBV über der linken Femur-Vene Katheter über einen Zeitraum von 20 min mit der automatisierten Pumpe. Verwenden einer wärmeren Blutes für Transfusionen, Ausrichtung auf eine Temperatur von 40 ° C.
  5. Nach der Reanimation Entleeren des Ballons schrittweise über 5 min.
  6. Entfernen des aortalen Ballonkatheters Okklusion aus 14 Fr Einfügung Scheide.
  7. Überwachen der Hämodynamik während dieser Zeit angesichts des bekannten Risikos von Ischämie-Reperfusion Verletzungen mit der damit verbundenen Hypotonie.

11. die Intensivpflege, Beobachtung und Erholung

  1. Beobachten Sie die Tiere für 4 h mit eine kontinuierliche Überwachung ihrer physiologischen und Labor-Parameter.
  2. Leisten Sie intravenöse Flüssigkeiten (NS Infusion auf 50 ml/h) Unterhalt.
  3. Ziel einer CVP 6 mmHg durch die Gabe von 30 ml/kg Dunkleosteus NS gefolgt von 20 ml/kg Dunkleosteus, wenn das Ziel die CVP unterschreitet. Bewerten Sie stündlich die flüssige Reaktionsfähigkeit.
  4. Ziel einer Karte von 60 MmHg mithilfe einer Noradrenalin-Infusion (0,024 mg/ml).
  5. Pflegen Sie eine physiologische Temperatur von 38-40 ° C mit einer Wärme-Unterbett.
  6. Am Ende der Periode 4 h einschläfern Sie die Tiere mit einer Natrium-Pentobarbital (100 mg/kg)-Injektion.

12. die Autopsie

  1. Entfernen Sie alle essentiellen Linien und Rohre vom Tier.
  2. Bereiten Sie einen Container mit regelmäßigen Eis und legen Sie sie neben dem OP-Tisch, das Organgewebe unmittelbar nach der Entnahme aus dem Körper einzufrieren.
  3. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 6 cm langen vertikalen Schnitt entlang der linken sternale Grenze, über die Haut, Subkutanes Gewebe, Pectoralis Muskeln und kostalen Knorpel sezieren zu machen. Geben Sie der Brusthöhle um das Herz und die Lunge verfügbar zu machen.
  4. Die Herzbeutel Membran aus dem Herzen durch einen Schnitt mit dem Skalpell zu entfernen und die Herzspitze mit Pinzette zu greifen. Verwenden Sie ein Skalpell, um eine 5 x 5 cm Schnitt des Herzens an der Spitze.
  5. Mit einer Schere ein 5 x 5 cm Schnitt der Lunge von der vorderen Grenze der Basis der Lunge.
  6. Die Thorakotomie Einschnitt in der vorderen Mittellinie des Bauches, Freilegung der Bauch-Eingeweide zu verlängern.
  7. Verwenden Sie Zange zum halten der linken leberlappen und ein 5 x 5 cm Schnittfläche.
  8. Wiederholen Sie den gleichen Vorgang für immer Proben aus der Milz.
  9. Verwenden Sie die Rechte Hand zum Erstellen eines Fensters geben Sie der linken Retroperitoneum um die Niere zu greifen. Nachdem die renale Parenchym mobilisiert wird, Transekt die Nierenarterie, Vene und Harnleiter. Die renale Kapsel zu entfernen.
  10. Sanft drücken Sie Hocker von einen 5 cm langen Abschnitt des Dünndarms und mit einer Schere schneiden Sie einen 5 cm langen Abschnitt des Darms aus dem Mesenterium.
  11. Verwenden Sie das Skalpell, um einen 5 x 2 cm langen Abschnitt des Quadrizeps-Muskel vom Oberschenkel geschnitten.
  12. Verarbeiten Sie diese Proben weiter durch Schneiden sie in kleine Abschnitte in Mikrozentrifugenröhrchen platziert werden. Schockfrosten Sie diese Gewebeproben indem man die Rohre in Trockeneis oder flüssigem Stickstoff.
  13. Verwenden Sie 50 ml konische Röhrchen mit einer Formalin-Lösung um 3 cm lang, fix fein geschnittenen Teile der Gewebe für eine histologische Bewertung.

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Ergebnisse

Hämodynamischen und physiologischen Parameter:

Die Karte ging unmittelbar nach der Blutung (Abbildungen 3A - 3D). Während der Phase der Ballon Inflation erlebt Tiere in der vollständigen Okklusion-Gruppe eine höhere proximale Karte im Vergleich zu den Tieren in der Gruppe der partiellen Okklusion (Abbildungen 3A und 3 b). Die durchschnittliche distalen Karte beim B...

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Diskussion

In diesem Protokoll haben wir ein Hämorrhagischer Schock-Modell bei Schweinen. Dieses Modell hat sich gezeigt, zuverlässige und reproduzierbare16,17,18,19. Ähnlich wie diese Modelle sind in mehreren wissenschaftlichen Studien untersuchen die Auswirkungen der hämorrhagischen Schock auf Tierphysiologie16,20eingesetzt worden. Darüber hinau...

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Offenlegungen

Diese Arbeit wird unterstützt durch die US Army Medical Research und Materiel-Befehl unter Vertragsnr. W81XWH-16-C-0102. Die Ansichten, Meinungen und/oder Feststellungen in diesem Bericht sind die des Autors/der Autoren und sollte nicht als offizielle Abteilung der Armee-Position, Politik oder Entscheidung ausgelegt werden, sofern nicht durch andere Dokumentation so bezeichnete.

Danksagungen

Wir würden gerne Rachel O'Connell und Jessica Lee für die Unterstützung bei der tierexperimentellen Studien bestätigen. Wir möchten auch Major General Harold Timboe, MD, MPH, US Army (i.r.), zu würdigen, die als Berater und Mentor für dieses Projekt wurde.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Yorkshire-Landrasse SchweinMichigan State University Tierarztfarm
Anästhesie: TelazolPfizerDosis: 2-8 mg/kg; IM
Anti-cholinergic: AtropinPfizerDosis: 1mg, IM
Anästhesie: IsofluranBaxterDosis: 1-5%, INH
BetadineHumco
Alkohol 70%HumcoNDC 0395-4202-28
Datex-Aespire AnästhesiegerätGE Healthcare7900
EndotrachealtubusDEE Veterinärmedizinische20170518Geeignete Größe für Tiere (6,5 oder 7,0 F)
LaryngoskopMiller85-0045
StilettHudson RCI5-151--1
Jelco 20G IV KatheterSmiths Medical4054
OP-Monitor (Vitalparameter-Monitor)SurgiVet AdvisorV9201Möglicherweise sind mindestens 2
OP-KittelKimberly Clark90142Verwenden Sie die richtige Größe für den Chirurgen.
Sterile OP-HandschuheCardinal Health (Allegiance)22537-570Verwenden Sie die für den Chirurgen geeignete Größe.
KauterstiftMedlineESPB 2000
SaugschlauchMedlineDYND50251
Sunction Tipp: YankauerMedlineDYND50130
Bovie Aaron 1250 ElektrokautereinheitBovie Medical Co. FLBOV-A1250U
Salpel Klinge - Größe #10Cardinal Health (Allegiance)32295-010
Skalpell GriffMartin10-295-11
Debakey PinzetteRobozRS-7562
Weitlander RetraktorRobozRS-8612
Mayo SchereRobozRS-76870SC
Army-navy RetraktorTeleflex164715
Mixter rechtwinklige PinzetteTeleflex175073
5F (1.7 mm) 11 cm Einführschleuse mit 0.35" FührungsdrahtBoston Scientific16035-05B
8F (2.7 mm) 11 cm Einführschleuse mit 0.35'' FührungsdrahtBoston Scientific16035-08B
20G abgewinkelt EinführnadelPfeilAK-09903-S
14F (4.78 mm) 13 cm Einführschleuse mit 10F DilatatorCook MedicalG08024
2-0 Silk 18'' 45 cmEthiconA185H
3-0 Vicryl 36'' 90 cmEthiconJ344H
3-0 Nylon 18'' 45 cmEthicon663G
4-0 Prolene 30'' 75 cmEthicon8831H
20 ml SpritzeMetronic/Covidien8881512878
3 mL SpritzeMetronic/ Covidien1180300555
6 mL SpritzeMetronic/Covidien1180600777
1000ml 0,9% KochsalzlösungBaxter2B1324X
Foley Katheter (18F 30 cc)Bard0166V18S
UrindrainagebeutelBard154002
9F 10 cm EinführschleuseArrowAK-09903-S
Swan-Ganz Katheter für die Lungenarterie (8F)Edwards Lifesciences co. CA746F8
Carotis-DurchflusssondensystemTransonic, Ithaca, NY3-, 4- oder 6-mm-Sonden
SABOT-KatheterHayes Inc.
CODA BallonkatheterCook Medical8379144
Ultraschall, M-TurboSonoSite
Amplatz Steifer Führungsdraht (0.035 inch, 260 cm)Cook MedicalG03460
Arterielle BlutgasspritzenSmiths Medical4041-2
Arterieller BlutgasanalysatorNova BiochemicalABL800
Masterflex PumpeCole PalmerHV-77921-75
BlutentnahmebeutelTerumo1BBD606A
Makro IV TropfsetHospira12672-28
PentobarbitalPfizerDosis: 100 mg/kg; IV
Eppendorf RohreSorenson11590
50 ccm konischeRohre Falcon352097
FormalinFisherbrand431121
Bair Hugger Normothermia SystemArizant Healthcare, Inc.
erforderlich

Referenzen

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SchweinemodellBallonkatheterpartielle Okklusionvollst ndige Okklusionh morrhagische Reanimationmittlerer arterieller DruckIntensiv berwachungendovaskul re Reanimation

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