Antigenen Liposomen für Generation krankheitsspezifische Antikörper

Nahrungsmittel-Allergie betrifft 8 % der Kinder in den Vereinigten Staaten, und stieg in der Prävalenz in den vergangenen zehn Jahren¹. Allergie gegen Erdnuss betrifft 1 % der Kinder und ist nicht in der Regel entwachsen². Obwohl mehrere vielversprechende klinische Studien sind im Gange für die Behandlung von Nahrungsmittelallergien, einschließlich oraler Immuntherapie (OIT), sublinguale Immuntherapie (SLIT) und Epicutan Immuntherapie (EPIT), gibt es derzeit keine FDA-zugelassene Behandlungsstrategien für die Desensibilisierung Erdnuss-Allergiker^3,4,5,6,7,8. Daher müssen allergische Personen Allergene zur Vermeidung von Anaphylaxie strikt vermeiden. Es bleiben viele Fragen in Bezug auf Routen der Sensibilisierung und zugrundeliegende Mechanismen der Lebensmittel-Allergie-Entwicklung.

Maus-Modellen sind ein wertvolles Werkzeug für die Mechanismen der Allergie zu studieren sowie die Entwicklung neuer tolerogene und Desensibilisierung Therapien^9,10,11,12. Dies gilt vor allem weil die großen Erdnuss Allergen (Ara h 2; Ah2) beim Menschen ist auch das dominierende Allergen in mehreren beschrieben Maus Modelle^13,14. Während Mausmodelle der Erdnuss-Allergie bei der Untersuchung der Mechanismen der Sensibilisierung und Toleranz von unschätzbarem Wert sind, ist ein Nachteil, dass sie können variabel sein und erfordern den Einsatz von Hilfsstoffen. Potentere immunogenen wäre eine Möglichkeit, die innere Variabilität solcher Modelle zu minimieren. Da B-Zellen stark durch multivalente Antigene aktiviert sind, sind Antigene Liposomen anzeigen das Allergen eine gute Wahl wegen ihrer Fähigkeit, potentiell B-Zellen durch die B-Zell-Rezeptor (BCR) aktivieren, während auch die Eigenschaft des effizient Grundieren die T-Zell-Fach durch unspezifisch durch Antigen-präsentierenden aufgegriffen wird Zellen.

Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für Konjugation Protein-Antigene, liposomale Nanopartikel mit einer einfache und modulare Strategie. Mit einem Ersatz-Antigen, Anti-IgM-Fab-Fragment, wir zeigen wie stark solche Antigenen Liposomen können in anregenden B-Zell-Aktivierung werden. Antigene Liposomen anzeigen Ah2 Antigen wurden verwendet, um ein neues Mausmodell der übertragenen Sensibilität zu entwickeln. In diesem Modell sind Splenocyten von verifizierten Erdnuss allergische Mäuse, mit Erdnuss-spezifische Speicher B- und T-Zellen, in naiven Congenic Mäuse übertragen. Speicher-Antikörper-Reaktionen werden durch Injektion von Liposomen in den Empfänger Mäuse, um Antikörper gegen Ah2 induzieren mit Ah2 konjugierten induziert. Gefolgt von nur einen Schub mit löslichen Ah2, geben Ah2-spezifische Antikörper Anlass zu einer starken anaphylaktischen Reaktion, wenn diese Mäuse anschließend mit Ah2 herausgefordert werden. Wie Mäuse durchläuft die allergische Reaktion sehr einheitlich reagieren und Adjuvans nicht erhalten haben, dieser Ansatz ist eine wünschenswerte Erdnuss-Allergie-Modell und die Ergebnisse deuten darauf hin, dass es in anderen getrieben durch Antigene gerichtet an Mausmodellen Dienstprogramm möglicherweise Allergene und möglicherweise Autoantigene.

Die allgemeine Methode der Kupplung Protein, Lipid und Einbeziehung in Liposomen basiert größtenteils auf früheren Arbeiten¹⁵. Alle nachstehend beschriebene Tiere Verfahren wurden von der University of North Carolina in Chapel Hill institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) genehmigt. Alle Mäuse in der Erdnuss-Allergie-Modell verwendeten sind BALB/cJ Weibchen gekauft von 3 Wochen alt. Die University of Alberta Tierpflege und verwenden Ausschuss (ACUC) genehmigte Experimente, die Verwendung von Maus Milz für ex-Vivo -Analyse von C57Bl/6 Mäusen von mindestens 6 Wochen alt.

(1) Konjugation von Protein Antigen pegylierten Lipid

1. Eine 250 mL-Isolierflasche 3 g vernetztes Dextran Gel Perlen mit einer Fraktionierung Palette von 1.500 – 30.000 Dalton (Da) hinzufügen. Geben Sie 60 mL Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS zu) und rühren Sie ständig mit einer magnetischen Stir Bar. Verschließen Sie die Flasche und befestigen Sie ein Vakuum, Entgasung auf einem Teller rühren für ein Minimum von 1 h zu initiieren.
2. In einer Chromatographie-Glassäule 1,0 cm x 30 cm mit dem Umsatz-Stopper geschlossen PBS hinzufügen der Spalte zu waschen. Den Umsatz-Stopper öffnen und Entleeren der Spalte. Nach waschen, Hinzufügen der Spalte die Gülle von de-vergast Perlen. Ständig fügen Sie die Gülle bis die Spalte zu einer Perle-Höhe von ca. 24 cm verpackt ist.
3. Sobald die Spalte ein "Kopf" von ca. 4 – 5 cm PBS über die gepackten Perlen hat, sind folgende Schritte bereit.
   1. Erstellen Sie einen Schwerkraft fließen Siphon durch Messung ein Stück Schlauch lang genug zu erreichen eine Regal 1 – 2 Füße über dem oberen Rand der Spalte und erstellen Sie eine Schleife, die am unteren Rand der Spalte fällt und beginnt wieder am Anfang der Spalte. Fügen Sie eine Umsatz-Stopper an einem Ende des Schlauches, verlassen einer Seite des geöffneten Schlauch. Legen Sie das offene Rohrende in einer 500 mL Flasche PBS und Platz auf dem Regal über der Spalte.
   2. Nehmen Sie das Ende mit dem Umsatz-Stopper und anbringen Sie eine 10 mL Spritze. Öffnen Sie Umsatz Stopfen Ventil Schlauch dran und ziehen Sie PBS durch das Rohr. Die PBS drei Viertel des Weges durch den Schlauch angekommen, schnell ziehen Sie die Spritze und den Umsatz-Stopper an die Spitze der Spalte hinzufügen – Flüssigkeit sollte auf die Säule laufen.
      Hinweis: Der "Kopf" des PBS links auf der Oberseite der Spalte sollte zwischen 1 und 3 cm betragen. Die minimale Menge um die Spalte zu waschen ist 3 Spalte Bände.
4. Bestimmen Sie die Menge des Proteins (Mol) mit Lipid anhand seiner Molekulargewicht (MW) verknüpft werden.
   Hinweis: Das Fab-Fragment der Ziege Anti-Maus IgM (selbst eine IgG) dient hier als eine universelle Surrogat-Antigen für polyklonale Stimulation von B-Zellen. Entsprechend der Fab-Fragment der Ziege IgG hat ein MW ca. 48 KiloDalton (kDa) und ist im Handel erhältlich, in einer Gesamtmenge von 1,3 mg. Somit ist die Menge an Protein zu verknüpfenden 27.1 µmol.
5. Die vom Aussterben bedroht-Koeffizient des Proteins des Interesses zu bestimmen. Wenn unbekannt, messen die Protein-Absorption bei 280 nm mit einem Spektrophotometer und Teilen der A-₂₈₀ -Wert durch die Anzahl der Muttermale im Schritt 1.4 berechnet.
   Hinweis: Das Aussterben Koeffizienten von Fab Ziege IgG bei 280 nm ist 64.600 M^-1.
6. Um sicherzustellen, dass Spur Mengen von Amin-haltigen Puffer entfernt, entsalzen das Protein auf die Spalte erstellt in Schritten 1.1-1.3 und Proteinfraktionen in 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen (~ 500 µL pro Fraktion) zu sammeln.
   1. Angeschlossen an die Spitze der Spalte Umsatz Stopfen Ventil schließen Sie und entfernen Sie den oberen Rand der Spalte. Wenn nicht bereits geöffnet, Umsatz Stopfen Ventil am unteren Rand der Spalte öffnen und warten, bis die "Haupt" der PBS oben auf die Perlen trifft.
   2. Fügen Sie langsam in das Protein des Interesses an die Spitze der mit einem Glas Perlen Pasteurpipette vorsichtig zu Störungen an der Spitze der Perlen zu minimieren hinzu.
   3. Der "Kopf" der Proteinlösung oben angekommen der Perlen hat, fügen Sie 1 mL PBS sanft über eine Pasteurpipette. Wiederholen Sie dreimal. Fügen Sie PBS um einen Kopf von 4 – 5 cm zu erstellen, und wiederholen Schritt 1.3 um die Spalte zu waschen.
      Hinweis: Dieser Schritt kann übersprungen werden, wenn feststeht, dass kein Amin-haltigen Puffer vorhanden ist.
7. Bestimmen Sie die Fraktionen, die Eiweiß enthalten von A280 Messwerte und bündeln Sie die Fraktionen, die etwa 90 % Erholung des Proteins zu geben.
   Hinweis: Dies in der Regel verdünnt das Protein 1,5-2-Fach. Die Proteinkonzentration nach Zusammenlegung zu bestimmen. Konzentrieren Sie das Protein in diesem Schritt, gegebenenfalls unter Verwendung eines Zentrifugation Konzentrators.
8. Das Protein 2,5 Molaren entspricht der Heterobifunctional-Vernetzer hinzufügen.
   1. Zunächst wiegen etwa 5 mg Succinimidyl 3-(2-Pyridyldithio) Propionat (SPDP, MW = 314 g/Mol) zu einem Microcentrifuge Schlauch. Bestimmen Sie die Lautstärke auf die SPDP aufzulösen, nehmen die molare Proteinkonzentration und multiplizieren Sie ihn mit 250 X 100 X Lösung generieren, die einem 2,5 Molaren Überschuß in der Reaktion geben wird.
      Hinweis: zum Beispiel wenn die Proteinkonzentration 50 µM ist, ist eine Lösung von SPDP bei 12,5 mM erforderlich. Dies entspricht 5 mg SPDP 1,27 mL Dimethyl Sulfoxid (DMSO).
9. Das Protein des Interesses an einer 1: 100 Verdünnung SPDP hinzufügen. Legen Sie die Reaktion auf eine oszillierende Schüttler bei Raumtemperatur (RT) für ca. 1 h.
10. Entfernen überschüssiges SPDP schützen die endogenen Disulfid Bond(s) des Proteins in den nachfolgenden Reduzierungsschritt, equilibrate und waschen Sie die Spalte erstellt Schritte 1.1-1.3 in 100 mM Natriumacetat (NaOAc) bei pH 5,5 oder erstellen Sie eine identische Spalte ausschließlich für den Gebrauch in diesem Puffer.
11. Entsalzen Sie nach 1 h Inkubation mit SPDP das Protein an der Säule equilibriert in 100 mM NaOAc. Führen Sie diesen Schritt in identischer Weise als Schritt 1.6 außer mit 100 mM NaOAc (pH 5,5) als der Eluent. Sammeln Sie die Fraktionen, bestimmen Sie die A₂₈₀und bündeln Sie die oberen Brüche. Waschen Sie die Spalte mit PBS-Puffer.
12. Bereiten Sie eine Lösung von 2,5 M von DVB-t (MW = 154 g/Mol) doppelt destilliertes Wasser (DdH₂O). Die gepoolte Brüche des Proteins für 5-10 min 25 mM DTT hinzufügen.
13. Messen Sie die A₂₈₀ des Proteins zu und teilen Sie dies mit dem Aussterben. Auch bestimmen Sie die A-₃₄₃. Berechnen Sie die Verknüpfung Verhältnis basierend auf das Molarity des Proteins (ein₂₈₀) und Linker (ein₃₄₃).
    Hinweis: Schalten Sie die A340 Auto-Kalibrierung, wenn ein Spektralphotometer Nanodrop verwenden. Die₃₄₃ Messung stellt die Absorption von Pyridin-2-Thion-Gruppe (vom Aussterben bedroht-Koeffizient = 7550 M^-1), die aus der SPDP Vernetzer durch die DVB-t entfernt. Einem Molverhältnis von Linker: Protein-Verhältnis von 1,2 – 1,5 wird in der Regel erreicht, wenn die Reaktion mit einem 2,5 Molaren Überschuß der SDPD auf einer Vielzahl von Proteinen durchführen.
14. Die Spalte gewaschen mit PBS-Puffer wie oben beschrieben überfahren Sie die gepoolten Brüche. Die Fraktionen zu sammeln, bestimmen die A₂₈₀und pool Top Brüche. Bestimmen Sie die Konzentration des Proteins durch A280 nach Zusammenlegung der Fraktionen.
15. Bereiten Sie DSPE-PEG (2000)-Maleimide (1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000)-Maleimide. Dies wird an das Protein im Verhältnis 10:1 molare hinzugefügt werden. Bereiten Sie 100 X Lager DSPE-PEG (2000)-Maleimide, um die gewünschte Konzentration zu erreichen.
    1. Beispielsweise wenn die Proteinkonzentration nach Schritt 1.14 10 µM ist, bereiten Sie einen Vorrat an DSPE-PEG (2000)-Maleimide bei 10 mM. Sorgfältig abwägen, DSPE-PEG (2000)-Maleimide (MW = 3000 g/Mol) und den entsprechenden Betrag von DMSO hinzufügen. Mehrere Runden sanft aufschütteln und beschallen können es vollständig gelöst bekommen.
16. Bestimmen Sie das Gesamtvolumen der Fraktionen aus Schritt 1.14 und übertragen Sie die Lösung vorsichtig in eine kleine (10-25 mL) Runde untere Kolben (RBF). Fügen Sie den entsprechenden Betrag von 100 x DSPE-PEG (2000)-Maleimide mit dem Protein, eine 1 X 10-divisibel Molaren Überschuss, endgültige Konzentration zu erreichen. Vorsichtig schwenken die Lösung, um sicherzustellen, dass die DMSO vollständig dispergiert ist.
17. Laufen Sie Reaktion über Nacht unter Stickstoff in einem versiegelten RBF. Verwenden Sie einer Gummiseptum und in einer Dampfhaube.
    1. Entfernen Sie die Atmosphäre durch Punktion das Septum mit einer 20 G Nadel einer Spritze 3 mL am Ende der Schläuche befestigt, um ein Vakuum zu, und aktivieren Sie Vakuum für 3 – 5 s.
    2. Ersetzen Sie die Atmosphäre mit Stickstoff. Füllen einen Ballon an einer 3 mL Spritze mit Stickstoff halbieren und eine 20 G Nadel befestigen. Stechen Sie das Septum um die Atmosphäre im Inneren der Rundboden-Küvette mit Stickstoff zu füllen. Die Entfernung von der Atmosphäre und Ersatz mit Stickstoff noch einmal zu wiederholen und den Stickstoff-Ballon über Nacht angeschlossen lassen.
18. Bereiten Sie eine separate vernetztes Dextran Gel Perle Spalte mit einer Fraktionierung Palette von 4.000 – 150.000 Da in einem 1,0 cm x 50 cm Glas Chromatographiesäule (lt. Schritte 1.1-1.3).
19. Am nächsten Tag entfernen das Protein aus der Rundboden-Flasche vorbereitet in Schritt 1.17 und ausführen (befolgen Sie die in Schritt 1.6 Methode) über die vernetzte Dextran Gel Perle Spalte (aus Schritt 1.18).
    Hinweis: Der Gesamtbetrag auf der Spalte laden sollte nicht mehr als 2 mL betragen. Wenn eine größere Reaktion verwendet wurde, zweigeteilt und laufen auf getrennten Spalten oder führen auf einen größeren Durchmesser-Spalte.
    1. Sammeln Sie die Fraktionen zu, bestimmen Sie die A₂₈₀, Pool Top Brüche, und bestimmen Sie die Konzentration des Proteins zu. Das Vorhandensein von der Lipid wird keinen Einfluss auf die Messungen.
20. Speichern der gepoolten Endkörnungen der Lipid-chromosomal Protein bei 4 ° C bis einsatzbereit.

(2) Liposomen-Vorbereitung

1. Wiegen Sie die Lipide: DSPE-PEG(2000) (1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000, MW = 2805.5 g/Mol; Cholesterin (3 b-Hydroxy-5-Cholestene, 5-Cholesten-3 b-Ol), MW = 386,7 g/Mol; und DSPC (1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine), MW = 790.1 g/mol erstellen eine 5 mg/mL Lösung der DSPC, 4 mg/mL Lösung von Cholesterin und 2 mg/mL Lösung von DSPE-PEG(2000) in Chloroform.
2. Sicherzustellen, dass das molare Verhältnis von Lipiden in den Liposomen: 57 % DSPC, 38 % Cholesterin und 5 % DSPE-PEG(2000), wie in Tabelle 1dargestellt.
   Hinweis: Es ist wichtig, die Menge des Antigens auf die Liposomen kontrollieren, die in der Regel von 0,01-0,1 reicht %. In Tabelle 1dient 0,1 % der Ziege Anti-Maus IgM Fab-Fragment mit pegylierten Lipid verknüpft. Es ist entscheidend für die 10-divisibel Molaren Überschuss der DSPE-PEG (2000)-Maleimide berücksichtigen, die hinzugefügt wurde, das Protein im Schritt 1.15, um sicherzustellen, dass der Gesamtbetrag der pegylierten Lipid 5 % nicht übersteigt.
3. Bei der Erstellung Lipide für Extrusion, beachten Sie die abschließende Lipid-Beträge (µmol). Ein Beispiel zur Berechnung der molaren Lipid-Konzentrationen für die Erstellung von Liposomen in einer 1,25 µM insgesamt Lipid-Konzentration finden Sie unter Tabelle 1 .
4. Sobald die richtige Menge an jeder Lipid, zusammengezählt werden berechnet wurde, verbinden Sie alles in einem Reagenzglas 12 mL Borosilikatglas.
5. Sorgfältig die Chloroform Abblasen.
   1. Verwenden Sie den Schlauch und eine 3 mL Spritze mit Nadel, vorbereitet im Schritt 1.17.1, um sorgfältig Chloroform in der Röhre mit Stickstoff abzulassen. Wehen Sie sanft einen Strom von Stickstoff auf die Lösung und dreht das Rohr mit der anderen Hand. Achten Sie darauf, zu minimieren, Spritzwasser oder verursacht die Flüssigkeit Weg an der Seite des Schlauches zu laufen, wie es möglicherweise schwieriger, das in Lösung im nächsten Schritt bekommen.
6. Jedes Rohr 100 µL von DMSO hinzufügen und diese Lösung über Nacht lyophilize. Decken Sie die Spitze des Rohres mit einem nicht-statische Labor abwischen, mit einem Gummiband befestigen und frieren Sie-80 ° C ein.

(3) Liposomen Extrusion

1. Fügen Sie 1 mL PBS, enthält das Lipid-chromosomal Protein zu den 12 mL Röhrchen mit den Lipiden. Beschallen Sie die Lösung für ca. 30 s, 1 min im Wasserbad Beschallung. Pause für 5 min oder länger zwischen jeder Runde und 3 – 4 Mal wiederholen.
2. Bereiten Sie einen Extruder, wie vom Hersteller gerichtet.
   1. Fügen Sie der Filter unterstützt die interne Membran-Unterstützung hinzu, legen Sie ein paar Tropfen (10 µL) PBS auf Paraffin-Film. Mit einer Pinzette, schnappen Sie sich eine Kante der Filter Unterstützung und Tauchen sie in der Drop-10 µL.
   2. Setzen Sie den Filter in den o-Ring. Dies gilt für beide Seiten. Mit einer Pinzette, schnappen Sie sich einen 0,8 µm Filter am Rande und Tauchen Sie in der Drop-10 µL und Mantel außen an den o-Ring mit PBS. Setzen Sie 0,8 µm Filter sanft auf den o-Ring so dass der Filter nicht mehr hängen die interne Membran unterstützt ein.
3. Platzieren Sie den Extruder Heizung Block auf einer heißen Platte den Extruder Vorwärmen. Niedriger schalten Sie die heiße Platte ein und warten Sie den Extruder Block Heizung, um die gewünschte Temperatur zu erreichen. Um mögliche Probleme mit der Proteinaggregation zu vermeiden, nicht erhitzen Sie den Block letzten 37 ° C.
4. Laden Sie die beschallte Probe in eines der Extrudieren Spritzen in den Extruder platziert. Legen Sie die Extruder-Spritze in das andere Ende des Extruders. Sicherstellen Sie, dass die leeren Spritzenkolbens auf Null gesetzt ist. Die leere Spritze füllt, wie das Lipid durch die Membran Polycarbonat 0,8 µm extrudiert wird. Versuchen Sie zu vermeiden, vorbei an Luftblasen Kreuz und quer durch die Membran.
5. Legen Sie die fertig montierten Extruder in Heizblock. Schieben Sie den Kolben der Fertigspritze mit Lipiden, die leere Spritze. Abhängig von der Lipidkonzentration wird dies schwierig durchzusetzen sein. Wiederholen Sie 20 X.
6. Entfernen Sie die fertig montierten Extruder aus Heizblock. Langsam ziehen Sie die gefüllte Spritze aus dem Extruder, achten Sie darauf, Lipide sammeln, die beim Entfernen austreten kann. Legen Sie die Liposomen in eine saubere Flasche. Wiederholen Sie die Schritte mit 3,4-3,6 Polycarbonat 0,2 µm und 0,1 µm Membranen.
7. Erstellen Sie eine 0,7 x 50 cm² vernetzte Agarose Bead Spalte mit Trennung zwischen 0,7-10 Mega Daltons (MDa) equilibriert mit PBS-Puffer. Fügen Sie die Liposomen hinzu und führen Sie wie in Schritt 1.6 aus. Brüche mit Liposomen werden Übertragung von Licht im Bereich von 250 – 400 nm gesunken.
8. Die Liposomen bei 4 ° C zu speichern und nicht einfrieren.

4. Calcium Flux, B-Zell-Aktivierung von Antigenen Liposomen zu überwachen

1. Mäuse von Kohlendioxid (CO₂) oder Isofluran Überdosierung nach institutionellen Standardarbeitsanweisungen einschläfern. Bestätigen Sie Euthanasie von Mäusen durch zervikale Dislokation.
2. Chirurgische Instrumente und Mäuse Karkasse mit 70 % Ethanol zu sterilisieren. Einsatz 10 cm lang, 0,8 mm Spitze gebogen Iris Zange um die Haut der Brusthöhle aus dem Brustkorb zu trennen. Verwenden Sie 10 cm lang, gerade Präparierscheren, um einen distalen Schnitt mit einem bilateralen Schnitt zu machen.
3. Verwenden Sie gebogene Iris Zange und sezierenden Schere, um die Milz aus der Bauchhöhle zu extrahieren. Entfernen Sie Fettgewebe rund um die Milz zu und legen Sie sie in einem 15 mL Polystyrol konische Rohr gefüllt mit RPMI1640 Mittel mit 1 % fetalen Kälberserum (FCS) und Penicillin-Streptomycin.
4. Transfer-Milz und Medien über ein Sieb 40 µm Zelle auf eine 50 mL konische Rohr angebracht. Mit dem Kautschuk-Ende des Spritzenkolbens ein 3 mL, sanft die Milz zu vernichten. Waschen Sie die 40 µm Zelle Sieb mit den Medien. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis nur das Fettgewebe in der 40 µm Zelle Sieb übrig ist. Spülen Sie das Sieb mit 3 bis 5 mL der Medien zur Zelle steigern.
5. Zentrifugieren Sie Zelle Homogenat 300 X g für 5 min bei RT Nach Zentrifugation überstand verwerfen und das Pellet 10 mL 1 X RBC Lyse Puffer hinzufügen. Pipette rauf und runter, lassen Sie für 2 – 3 min. bei RT und anschließend Zentrifugieren bei 300 X g für 5 min bei RT
6. Verwerfen Sie den Überstand und Aufschwemmen Sie Erythrozyten erschöpft Splenocyten in 10 mL der Medien. Ergebniszelle Zahlen mit Hilfe einer Hemocytometer oder andere Zelle Zähleinrichtung zu bestimmen. Pellet-Zellen durch Zentrifugation wie oben beschrieben.
   Hinweis: Die ideale Endkonzentration notwendig für Indo-1 Laden der Splenocyten ist 10-20 x 10⁶ Zellen/mL, aber eine geringere Konzentration der Zellen verwendet werden.
7. Aufschwemmen Sie Splenocyten 15 x 10⁶ Zellen/ml in Kalzium Flussmittel Ladepuffer (RPMI1640-haltigem Medium 1 % FCS, 10 mM 4-(2-hydroxyethyl)-1-Piperazineethanesulfonic Säure (HEPES), 1 mM Magnesiumchlorid MgCl₂, 1 mM Ethylenglykol-BIZ ( Β-Aminoethyl Äther)-N, N, N', N'-Tetraacetic Säure (EGTA) und 5 % Penicillin-Streptomycin). Fügen Sie in 1,5 µM Indo-1 aus einem 1 mM DMSO-Stammlösung, invertieren die Röhre mehrmals um zu mischen. Vor Licht schützen und Zellen bei 37 ° C Wasserbad für 30 min inkubieren.
8. Im Anschluss an die 30 min Inkubation in 5 x die Menge an Kalzium Flussmittel Ladepuffer hinzufügen. Zentrifuge bei 300 X g für 7 min bei RT.
9. Färben Sie für die Anspritzung auf B-Zellen, Zellen mit 1: 200 Anti-Maus CD5-PE und Anti-Maus 1: 200 B220-PE/Cy7 in 0,5 mL Ladepuffer bei 4 ° C für 20 min, vor Licht geschützt werden.
10. Waschen Sie Splenocyten im Kalzium Fluss laden Puffer und Zentrifuge bei 300 X g für 7 min bei RT Aufschwemmen Zellen um 10 – 20 x 10⁶ Zellen/mL in Kalzium Flussmittel ausgeführt Puffer (Hank es ausgeglichen Salzlösung (HBSS) mit 1 % FCS, 1 mM MgCl₂ und 1 mM Kalzium-Chlorid (CaCl₂)). Speichern Sie auf Eis, bis bereit zu laufen auf Durchflusszytometer vor Licht geschützt.
11. Setup-Durchflusszytometrie mit ungefärbten und einzigen Fleck Steuerelemente auf Schadensersatz.
    1. Führen Sie die gefärbten Zellen um die Tore entsprechend einzurichten (siehe Abb. 2A). Indo-1 (violett) im Vergleich zu Indo-1 (blau) Grundstück einrichten, anpassen die Spannungen in den Indo-1-Kanälen, die Zellen bei einer Neigung von 45 – 60 ° um das Signal zu maximieren Färbung zu platzieren: Rausch-Verhältnis von Indo-1 Violett: blaue Änderung im Verhältnis nach B-Zell-Stimulation.
       Hinweis: Stellen Sie sicher, dass die Spannungen nicht zu hoch sind, dass ein erheblicher Prozentsatz der Zellen (> 5 %) sind gegen die Spitze des Plots.
    2. Erstellen Sie eine Diagonale Tor, das den oberen linken Teil (violett⁺Blau^–) des Grundstücks, kapselt, dass ohne Stimulation < 10 % der Zellen sind in das Tor, das im Idealfall zu erhöhen sollte > 75 % nach Stimulation.
12. Ein aufgestellter 5 mL Runde Polystyrol Unterrohr (Fluoreszenz-aktivierte Zelle sortieren (FACS) Rohr) 0,5 mL Zellen hinzufügen und die Zellen auf 37 ° C für 3 – 5 min im Wasserbad erwärmen. Ort der FACS-Röhre in der 37 ° C wasserummantelten Kammer, die mit einem wiederverwendbares Wasserbad verbunden ist.
    1. Führen Sie das Rohr in die Waterjacket auf das Durchflusszytometer und Erwerb, ohne Speicherung der Daten, mit etwa 5.000 – 10.000 Veranstaltungen/s zu initiieren. Sobald die Zellen (15 – 30 s) stabilisiert haben, initiieren Erwerb und sammeln Daten für mindestens 10 s, den Hintergrund zu etablieren.
    2. Bei 10 s schnell entfernen Sie den Schlauch aus der Durchflusszytometer, fügen Sie die Stimulation (5-50 mM Antigenen Liposomen in 2 – 20 mL), Puls-Wirbel und FACS Rohr auf das Durchflusszytometer zurück. Erhalten Sie Datenerfassung und-Speicherung durch diese Zeit zu und sammeln Sie Daten für 3 – 5 Minuten.
13. Analysieren von Daten in entsprechenden Analyse-Software unter die Kinetik-Funktionen.

5. Vorbereitung des Erdnussextrakt

1. Erdnuss Proteine durch das Mischen von Erdnuss Mehl im Verhältnis 1:5 (Wt:vol) Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) mit 1 M Natriumchlorid (NaCl) zu extrahieren. Mischen Sie die Lösung auf magnetische rühren Platte für 2 h bei RT unter Beibehaltung bei pH 8,5.
2. Zentrifuge Lösung bei 3.000 X g für 45 min bei 4 ° C. Dekantieren Sie und sterilisieren Sie Filter-überstand nacheinander durch einen 0,4 µm-Filter, gefolgt von einem 0,2 µm-Filter. Proteinkonzentration von Bicinchoninic Säure (BCA) Assay mit Rinderserumalbumin (BSA) als Standard zu bestimmen.
3. Reduzieren und eine Probe von Erdnuss Proteine mit 50 mM Dithiothreitol (DTT) in einem Puffer mit Lithium-Dodecyl-Sulfat bei einem pH-Wert von 8,4, ermöglicht eine maximale Aktivität des Reduktionsmittels und Wärme bei 70 ° C für 10 min denaturieren.
4. Führen Sie 10 µg denaturierten Erdnuss Protein auf einem Bis-Tris 4 – 12 % vorgefertigt Polyacrylamid Gel entwickelt, um optimale Trennung gradient Gel mit Molekulargewicht Pre-standard gebeizt.
5. Färben Sie das Gel mit Disulfonated Triphenylmethan und destain mit DdH₂O. Identify bekannt großen Erdnuss Allergene Ara h 1, 2 und 3 im Extrakt Vorbereitungen. Ara h 1 erscheint am 63 kDa, Ara h 2 sollte erscheinen als zwei Isoformen in 17 und 19 kDa und Ara h 3 erscheint am 37 kDa (saure Untereinheit).

(6) Sensibilisierung von Mäusen, Erdnuss

1. Cholera-Toxin 1 mg in 1 mL Reinstwasser aufzuwirbeln. Bereiten Sie 200 µL verdünnt Erdnuss-Extrakt enthält 2 mg Erdnuss Protein und 10 µg Cholera Toxin mit PBS-Puffer.
2. 200 µL der Erdnuss-Extrakt mit Cholera Toxin (2 mg Erdnuss Protein und 10 µg Cholera Toxin) über orale Magensonde zu jeweils 4 – 5 Wochen alt BalB/cJ weibliche Maus zu verwalten. Wiederholen Sie einmal pro Woche für drei Wochen (d. h. Tage 0, 7 und 14).
3. Verwalten Sie 300 µL verdünnt Erdnussextrakt (mit 5 mg Erdnuss Protein und 10 µg Cholera Toxin) über orale Magensonde zu jeder Maus in der vierten Woche (d. h. am 21. Tag).

(7) Herausforderung Mäuse mit Erdnuss-Extrakt

1. Am 28. Tag bereiten Sie Erdnussextrakt, eine Endkonzentration von 1 mg/mL in PBS. Grundlinie Körpertemperaturen mit einem rektalen Thermometer (ca. 37,5-38,5 ° C) zu messen. Verabreichen Sie 200 µL (200 µg) des Erdnussextrakt über intraperitoneale (i.p.) Injektion.
2. Messen Sie Körpertemperatur mit rektalen Thermometer alle 15 min für 1 h nach der Injektion. Ein erfrischendes Bad im Körpertemperatur zeigt Allergie gegen Erdnüsse.
   Hinweis: Hypothermie ist ein Markenzeichen der Anaphylaxie bei Mäusen. Diese Herausforderung wird zeigen, dass Mäuse auf Erdnüsse allergisch. In der Regel entwickeln 90 % von Mäusen Balb/cJ, die Sensibilisierung Protokoll unterzogen werden allergische Reaktionen während der Herausforderung durch mindestens eine 2 – 3 ° C Temperaturabnahme gekennzeichnet.

8. Isolierung des Splenocyten von allergische Mäuse und Adoptiv-Transfer

1. Die Splenocyten von naiven und Erdnuss allergische Mäuse zu isolieren.
   1. Am Tag 30 einschläfern Sie naiv und bestätigten Erdnuss allergische Mäuse durch die Gabe von 3 L/min CO₂ in einer Gaskammer. Bestätigen Sie Euthanasie von Mäusen durch bilaterale Thorakotomie. Chirurgische Instrumente und Maus Kadaver mit 70 % Ethanol zu sterilisieren. Verwenden Sie Zange um die Haut der Brusthöhle aus dem Brustkorb zu trennen. Einsatz direkt Präparierscheren um einen bilateralen Schnitt die linken und rechten Rippen brechen zu machen.
   2. Verwenden Sie sezierenden Schere und Zange um die Milz aus der Bauchhöhle zu extrahieren. Fettgewebe rund um Milz vor dem Einlegen in Polystyrol 15 mL konische Rohr, gefüllt mit 10 mL RPMI 1640 Medium zu entfernen.
   3. Gießen Sie in einem sterilen Laminar-Flow-Haube Milz und Medien in 35 mm Polystyrol Petrischale. Halten Sie naiv und allergische Splenocyten in separaten Petrischalen und Medien während Zelle isoliert. Verwenden Sie sterilisierte Pinzette und sezierenden Schere Milz in drei Stücke schneiden und zur Petrischale zurückkehren.
   4. Mit dem rauen, Milchglas Edge von zwei Glas-Objektträger, sanft zu homogenisieren (in RPMI) die Milz-Stücke bis weißen Gewebe zwischen den Folien übrig bleibt. Ändern Sie Folien zwischen den Gruppen.
   5. Übertragen Sie Zelle Homogenat von Petrischale durch ein 70 µm Zelle Sieb montiert auf einem 50 mL konische Rohr. Übergeben Sie die Fragmente der Milz durch das Sieb mit einem Kolben aus eine 1 mL Spritze. Spülen Sie das Sieb mit 5 mL RPMI Zelle Erholung zu maximieren. Filtrat Polystyrol 15 mL konische Rohr zu Zentrifuge (450 X g, 10 min, RT) zu übertragen.
   6. Aspirieren Sie überstand und fügen Sie Aufschwemmen Zelle Pellet in 2 mL roten Blutzelle Lysis Puffer (0,83 % Ammoniumchlorid in 10 mM Tris-Puffer, pH 7,2). Mischen und 2 – 3 min. Fügen Sie 10 mL PBS - 2 % FBS und Zentrifuge bei 300 X g für 7 min bei RT bei RT inkubieren
   7. Waschen Sie die Zellen wieder mit 12 mL PBS - 2 % FBS komplett entfernen alle verbleibenden Ammoniumchlorid und Zentrifugieren bei 300 X g für 7 min bei RT erneut aussetzen Zelle pellet in 2 mL RPMI 1640 Medium. Anzahl Zellen mit einem Hemocytometer oder automatischen Hämatologie-Analysegerät.
2. Mit einem 27 G 5/8-Zoll-Nadel auf eine 1 mL Insulin Spritze, intravenös injizieren, 15 x 10⁶ allergische oder naiv Splenocyten extrahiert, wie oben beschrieben (in 200 µL) über das Heck Vene in naiv (unbeschichtete) Mäuse.

(9) Injektion von Mäusen mit Ara h 2 Antigenen Liposomen

1. Bereiten Sie Ah2 Liposomen mit 0,1 % Ah2 auf 2,5 mM Lipid vor. Für die Berechnung der Proteinkonzentration, ist vom Aussterben bedroht-Koeffizient der Ah2 15.000 M^-1. Verdünnen Sie Liposomen bis 300 µM in sterilen PBS.
2. Eines Tages nach Adoptiveltern Übertragung (Tag 31) der allergischen oder naiv Splenocyten, intravenös injizieren 200 µL PBS oder Ah2 Antigenen Liposomen (300 µM) mit insgesamt 1,38 µg Ah2 über die Rute Vene von Mäusen BALB/cJ, die die Splenocyten in Schritt erhalten 8.2.

10. Boost und Herausforderung von Mäusen mit Ara h 2

1. Zwei Wochen nach der Injektion mit Ah2 Liposomen, am Tag 45, verwenden eine tierischen Lanzette von 4 mm, um 50-200 µL Blut aus der mandibulären Kreuzung von der Maus zu sammeln. Blut in einem Serum-Separator-Rohr ohne Heparin zu sammeln; separate das Serum durch Zentrifugieren bei 6.000 X g für 15 min. verwenden die gesammelten Serum später nach Maß Antigen-spezifische Antikörper.
2. Am Tag 46, zwei Wochen nach der Injektion von Mäusen mit Liposomen (Schritt 9.2) steigern Sie Mäuse durch eine i.p.-Injektion von 200 µL PBS oder 200 µg von löslichen Ah2 (gereinigt wie zuvor beschrieben¹⁶).
3. Am Tag 60 sammeln Sie 50-200 µL Blut aus der mandibulären Kreuzung von der Maus zu, und verarbeiten Sie Blut zu, wie zuvor beschrieben.
4. Am 61. Tag Herausforderung jeder Gruppe von Mäusen mit einer i.p.-Injektion von 200 µL von 300 µg lösliche Ah2. Gemessen Sie alle 15 min wie in Abschnitt 7 Körpertemperaturen mit rektale Sonde.

11. die Quantifizierung der Ara h 2-spezifischen IgE und IgG1 von ELISA

1. Mantel einen 96-Well Enzym-linked Immunosorbentprobe Assay (ELISA)-kompatible Platte mit 100 µL HSA-DNP (2,4-Dinitrophenyl-Hapten-konjugierte zu menschlichen Serum-Albumin, 20 µg/mL) für die Standardkurve oder Ah2 (5 µg/mL) für Serumproben in Schritten 10.1 und 10.3, gesammelt in verdünnt Beschichtung-Puffer (50 mM-Karbonat-Bicarbonat-Puffer, pH 9,6) bei 4 ° C über Nacht oder 37 ° C für > 1 h.
2. Waschen dreimal mit 200 µL PBS-T (PBS mit 0,05 % Tween-20) und blockieren Brunnen mit 200 µL PBS-T mit 2 % BSA bei 37 ° C für > 2 h.
3. Für Ah2-spezifischen IgE ELISA hinzufügen 50 µL IgE-Anti-DNP Standard (2 – 0,002 µg/mL, hergestellt aus 1:2 serielle Verdünnungen) oder Maus Serumproben (01:20 Verdünnung) und über Nacht bei 4 ° c inkubieren Für Ah2-spezifische IgG1 ELISA hinzufügen 100 µL gereinigt IgG1-Anti-DNP Normen (2 – 0,002 µg/mL, hergestellt aus 1:2 serielle Verdünnungen) oder Maus Serumproben (Verdünnung 1: 500) und über Nacht bei 4 ° C oder 1 h bei 37 ° c inkubieren
4. Waschen dreimal mit 200 µL PBS-T. Für Ah2-spezifischen IgE ELISA hinzufügen 100 µL Schafe Anti-Maus IgE (0,5 µg/mL) und Inkubation bei 37 ° C für 1 h. Für Ah2-spezifische IgG1 ELISA hinzufügen 100 µL HRP Goat Anti-Maus IgG1 (verdünnt 1:40,000 in PBS-T - 2 % BSA). Inkubation bei 37 ° C für 1 h.
5. Waschen dreimal mit 200 µL PBS-T. Für Ah2-spezifischen IgE ELISA, fügen 100 µL biotinylierte Esel Anti-IgG (0,5 µg/mL) Schafeund Inkubation bei 37 ° C für 45 Minuten. Ah2-spezifische IgG1 ELISA fahren Sie mit Schritt 11.7.
6. Waschen dreimal mit 200 µL PBS-T. Ah2-spezifischen IgE ELISA fügen Sie hinzu, dass 100 µL neutral Avidin-Meerrettich-Peroxidase (z. B.NeutrAvidin-HRP 0,3 µg/mL) aufgeladen und bei 37 ° C für 30 min inkubieren.
7. Fügen Sie 100 µL 3, 3', 5, 5'-Tetramethylbenzidine (TMB) Substrat hinzu, inkubieren Sie 10-15 min oder bis Proben dunkelblau färben, dann fügen Sie 100 µL TMB-Stop-Lösung. Lesen Sie die Platte bei 450 nm.

Konjugation des Proteins des Interesses mit DSPE-PEG(2000) nachgewiesen werden kann, indem man eine Verringerung mit einem Anstieg im Vergleich zu dem unconjugated Protein Molekulargewicht. Abbildung 1A zeigt eine repräsentativen Gel Anti-Maus IgM F(ab) Fragment Konjugation, PEG-DSPE, die eine 2 – 3-kDa-Bandshift für das denaturierte Protein zeigt. Beachten Sie, dass ca. 50 % des Proteins angezeigt wird geändert werden, das dürfte angesichts der Tatsache, dass Stöchiometrie 1:1 auf das Fab-Fragment erreicht wurde, die ein Heterodimer der schweren und leichten Kette ist. Abbildung 1 b zeigt eine repräsentative Gel Ah2 Konjugation, PEG-DSPE. Kalzium-Flux von B-Zellen zu beurteilen angeregt durch Antigene Liposomen, zwei Dinge sind entscheidend: (1) die Geräteeinstellungen sind abgestimmt, um zu sehen, ein Unterschied im Verhältnis von Indo-1 Fluoreszenz in der Ca2 + (violett) gebunden und ungebunden (blau) Formen und (2) die ordnungsgemäße Anspritzung Strategie dient zur Bewertung B-Zell-Aktivierung. Abbildung 2A zeigt das gating Schema für Flow Cytometry-basierte Kalzium Flussmittel Assay. Live Lymphozyten werden in ein SSC-A im Vergleich zu FSC-A (linken) angespritzt, Dubletten sind heraus in ein FSC-W gegen SSC-W Plot (Mitte Platte) und B200 gated+CD5– B-Zellen werden aus einem CD5-PE Vs B220-PE/Cy7 Grundstück (rechte Abbildung) ausgewählt. Abbildung 2 b zeigt das Verhältnis von Indo-1 (violett) Vs Indo-1 (blau) Fluoreszenz im Laufe der Zeit wie analysiert. Beachten Sie, dass die Gesamt-Protein-Konzentration von F(ab) und F(ab')2 in diesen Tests die gleichen waren, Nachweis der überlegene Fähigkeit von Antigenen Liposomen in anregenden B-Zell-Aktivierung. Führen Sie nach der Vorbereitung der Erdnussextrakt eine aliquote auf einem SDS-PAGE-Gel zu bestimmen, die relativen Mengen der Ara h 1, 2 und 3 innerhalb der Extrakt. Abbildung 3 zeigt eine repräsentative Gel eine Erdnuss-Extraktion, die neben gereinigten Ah2 ausgeführt wurde. Abbildung 4 zeigt eine schematische Darstellung des insgesamt Adoptiv-Erdnuss-Allergie-Maus-Modell, einschließlich erste Sensibilisierung für Erdnuss, Herausforderung, Erdnuss, Splenocyte Isolation und Adoptiv-Transfer, Liposomen-Injektionen, Blutentnahme gefolgt von Ah2 zu steigern, und fordern Sie zu Ah2. Ah2-spezifischen IgE und IgG1 ELISAs wurden um zu quantifizieren, Immunglobuline im Serum, ausgeführt, wie in Abb. 5A und Bdargestellt. Mäuse mit verliehenen Empfindlichkeit, die mit Ah2 gesteigert worden haben in ihrem Serum Ah2-spezifischen IgE und IgG1. Körpertemperatur während der Ah2 Challenge aufgenommen sind in Abbildung 5dargestellt; allergische Mäuse sank die Körpertemperatur nach der Herausforderung während Körpertemperaturen in naive Mäuse konsequent geblieben. Fotos, die naiv-Mäusen verglichen mit Erdnuß-allergischen Mäusen während der Challenge sind in Abbildung 6dargestellt.

Abbildung 1: repräsentative Gel Anti-Maus IgM F(ab) und Ah2 Konjugation, PEG-DSPE. (A, B) SDS-Page-Analyse von (A) Ziege Anti-Maus IgM F(ab) Fragment und (B) Ah2 vor und nach der Konjugation, PEG-DSPE. Ziege Anti-Maus IgM und Ah2 haben Molekulargewichte von ca. 48 und 18 kDa. Nach Änderung ist ein etwas größeres Molekulargewicht (~2.5 kDa) eindeutig für beide Proteine beobachtet. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 2: repräsentative Anspritzung Strategie, Kalzium Flussmittel Ergebnisse und Analyse. (A) Zellen wurden durch die folgenden gating Strategie analysiert: Leben Lymphozyten (FSC-A vs. SSC-A), einzelne Zellen (FSC-W vs. SSC-W) und B-Zellen (B220+CD5–). (B) The Indo-1/Ca2 + Flussmittel Antwort (violette vs. blau) der B-Zellen. Dargestellt ist der Kalzium-Flussmittel für Anti-IgM Fab-Fragment Liposomen und Anti-IgM F(ab')2 bei der gleichen Proteinkonzentration (2,5 µg/mL) sowie Puffer-stimulierten Zellen als Kontrolle. Beachten Sie, dass zwischen 10-22 s ist, wenn die Stimulation hinzugefügt wird und daher keine Daten während dieser Zeit erworben werden. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 3: repräsentative Gel mit Erdnussextrakt und Ah2. Erdnuss-Extrakt enthält mehrere Proteine, einschließlich Allergene Ara h 1, 2, 3 und 6, im Vergleich zu den beiden Isoformen, die für Ah2 erscheinen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 4: Schematische der Adoptiveltern Übertragungsprotokoll. Naive BALB/cJ Mäuse waren sensibilisiert mit Erdnuss-Extrakt (PN) und Cholera Toxin (CT) und anschließend vor der Herausforderung, PN. Splenocyten von bestätigten allergische Mäuse wurden isoliert und in naive Mäuse übertragen. Mäuse wurden später mit immunogen Ara h 2 Liposomen oder PBS grundiert, dann mit löslichen Ah2 gesteigert. Zu guter Letzt wurden Mäuse mit Ah2 angefochten, Anaphylaxie zu überwachen. Blut auf 45 und 60 Tagen gesammelt wurden zur Ah2-spezifische Immunglobuline zu quantifizieren. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 5: immunogen Ara h 2 Liposomen steigert verliehen-Speicher allergische Reaktionen. Serum wurde isoliert vor (45 Tage) und Post (Tag 60) Schub mit PBS oder 200 µL 300 µM immunogen Ah2 Liposomen Ah2 Sepcific IgE (A) messen und IgG1 (B). Individuelle Mäuse sind mit Linien, die mediane vertreten. Mäuse, die allergische Splenocyten erhalten und waren verabreicht Ah2 Liposomen am Tag 32 deutlich höhere Ah2-spezifischen IgE und IgG1 hatte. Anaphylaxie wurde in den verschiedenen Behandlungsgruppen durch Aufzeichnung Körpertemperaturen nach Ah2challenge gemessen (C). Meine Körpertemperatur mit SEM naiv dargestellt: PBS (naiv Splenocyten und PBS Prime), allergische: PBS (bestätigten allergische Splenocyten und PBS Prime), allergische: Ah2 (bestätigt allergische Splenocyten und Ah2immunogenic Liposomen Prime). * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, *** P < 0,0001 festgelegten ungepaarten 2-tailed Student t-test. Beachten Sie, dass diese Ergebnisse Vertreter von zwei unabhängigen Experimenten sind. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Abbildung 6: anaphylaktische Symptome beobachtet während Ah2 Challenge. Naive Mäuse bleiben aktiv und haben rosa Teint an ihren Füßen (A, C). Allergische Mäuse Aktivität abgenommen haben, sind oft oben gebeugt, Atmung gearbeitet haben und erleben Zyanose, durch dunkler lila Teint auf ihren Füßen (B, D) angegeben. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Tabelle 1: Berechnungen für die Erstellung einer 1,25 µM insgesamt Lipid Konzentration Liposomen. Beispiel der Berechnungstabelle für Ziege Anti-Maus IgM F(ab) Fragment Liposomen.

Die Autoren haben nichts preisgeben.