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Methodenartikel

Laminektomie und Rückenmarksfenster-Implantation in der Maus

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DOI:

10.3791/58330

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23. Oktober 2019

 ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, University of Illinois at Chicago College of Medicine, 2Medical Scientist Training Program, University of Illinois at Chicago College of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Implantation eines Glasfensters auf das Rückenmark einer Maus, um die Visualisierung durch intravitale Mikroskopie zu erleichtern.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur Rückenmarkslaminektomie und Glasfensterimplantation zur In-vivo-Bildgebung des Mausrückenmarks. Ein integrierter digitaler Verdampfer wird verwendet, um eine stabile Anästhesieebene bei einer niedrigen Durchflussrate von Isofluran zu erreichen. Eine einzelne Wirbelsäule wird entfernt und ein handelsübliches Deckglas auf einem dünnen Agarosebett überlagert. Anschließend wird eine 3D-gedruckte Kunststoff-Rückplatte mit Gewebekleber und Zahnzement an den angrenzenden Wirbeldornen befestigt. Eine Stabilisierungsplattform wird verwendet, um Bewegungsartefakte durch Atmung und Herzschlag zu reduzieren. Diese schnelle und klemmfreie Methode eignet sich gut für die akute Multiphotonenfluoreszenzmikroskopie. Repräsentative Daten sind für eine Anwendung dieser Technik auf die Zwei-Photonen-Mikroskopie der Rückenmarksvaskulatur bei transgenen Mäusen enthalten, die eGFP:Claudin-5 exzessiv exzessiv exzessither exemiten: ein enges Knotenprotein.

Einleitung

Transgene Tiermodelle, die fluoreszierende Proteine exezieren, bieten in Kombination mit der intravitalen Mikroskopie eine leistungsstarke Plattform für die Auseinandersetzung mit Biologie und Pathophysiologie. Um diese Techniken auf das Rückenmark anzuwenden, sind spezielle Protokolle erforderlich, um das Rückenmark für die Bildgebung vorzubereiten. Eine solche Strategie ist die Durchführung einer Laminektomie und rückenmarksfensterimplantation. Zu den Hauptmerkmalen eines idealen Laminektomieprotokolls für die Mikroskopie gehören die Erhaltung der nativen Gewebestruktur und -funktion, die Stabilität des Bildgebungsfeldes, die schnelle Verarbeitungszeit und die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse. Eine besondere Herausforderung besteht darin, das Bildgebungsfeld gegen die durch Atmung und Herzschlag induzierte Bewegung zu stabilisieren. Mehrere ex vivo und in vivo Strategien wurden berichtet, um diese Ziele zu erreichen1,2,3,4,5. Die meisten In-vivo-Methoden beinhalten das Spannen der Seiten der Wirbelsäule2,4 und wird oft durch die Implantation eines starren Metallapparates3,4 zur Stabilität während der Operation und nachgeschaltete Bildgebungsanwendungen. Das Spannen der Wirbelsäule kann den Blutfluss beeinträchtigen und eine Protein-Umgestaltung der Blut-Hirn-Schranke (BBB) induzieren.

Der Zweck dieser Methode ist es, das intakte Rückenmark für die optische Bildgebung in der lebenden Maus zur Verfügung zu stellen und gleichzeitig die Invasivität des Protokolls zu minimieren und die Ergebnisse zu verbessern. Wir beschreiben ein einziges Laminektomie- und Deckglas-Implantationsverfahren gepaart mit einer minimalinvasiven ovalen 3D-gedruckten 3D-gedruckten Rückplatte, die dennoch eine robuste mechanische Stabilität erreicht. Die Rückplatte wird direkt an den vorderen und hinteren Wirbeldornen mit Zahnzement aufgehalten. Die Rückwand ist mit seitlichen Verlängerungsarmen mit Schraublöchern ausgestattet, die über einen Metallarm fest an der Mikroskopbühne befestigt werden. Dadurch wird der intakte vordere und hintere Wirbel effektiv an der Mikroskopstufe verankert und bietet eine mechanische Beständigkeit gegen das Bewegungsartefakt, das sonst durch Atmung und Herzschlag eingeführt würde. Das Verfahren wurde für die Laminektomie eines einzelnen Wirbels auf Thoraxstufe 12 optimiert, wodurch die In-vivo-Bildgebung in alternativen Stabilitätsstrategien ausgelassen wird. Das Verfahren ist schnell und dauert ca. 30 min pro Maus.

Dieses Protokoll kann verwendet werden, um Krankheitsmechanismen der BBB zu untersuchen. Das BBB ist ein dynamisches mikrovaskuläres System, das aus Endothelzellen, vaskulären glatten Muskeln, Pericyten und Astrozytenfußprozessen besteht, die eine hochselektive Umgebung für das zentrale Nervensystem (ZNS) bieten. Repräsentative Daten zeigen die Anwendung dieses Protokolls bei transgenen Mäusen, die entwickelt wurden, um verbessertes grünes fluoreszierendes Protein (eGFP) auszudrücken:Claudin-5, ein BBB-Protein mit fester Verbindung. Die mitgelieferten Backplate-Druckdateien können auch für alternative Anwendungen angepasst werden.

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Protokoll

Alle Experimente folgen den Protokollen des Institutional Animal Care and Use Committee der University of Illinois, Chicago. Dies ist ein Terminalverfahren.

1. Reagenz-Vorbereitung

  1. Bereiten Sie künstliche zerebrale Rückenmarksflüssigkeit (aCSF) vor, die 125 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM Glucose, 10 mM HEPES, 2 mM MgCl26H2O, 2 mM CaCl22Oin ddH2O. Sterilfilter und Einfrieren in individuellen Aliquots enthält. ACSF in einem Wasserbad vor Gebrauch auf 39 °C erwärmen.
  2. Warmer Niedriger Schmelzpunkt Agarose (2%) in einem CSF bis vollständig gelöst in einem Wasserbad auf 65 °C eingestellt. Während der Laminektomie die geschmolzene Agarose aliquot auf 39 °C in einem Wasserbad abkühlen, so dass sie bei der physiologischen Temperatur für Schritt 5.2 bereitstehen kann.
    Hinweis: Die Agarose-Lösung kann bei -20 °C in Einweg-Aliquots gelagert werden.
  3. Bereiten Sie sterile 50 mg/ml Carprofen in bakteriostatischem Wasser vor. Bei 4 °C lagern.
  4. Reinigen Sie die Deckgläser mit 70% Ethanol, drei Wäschen ddH2O, und lagern Sie trocken in einem staubfreien Behälter.

2. Backplate 3D-Druck

  1. Verwenden Sie 3D-CAD-Software wird verwendet, um ein Modell für die Abmessungen in Abbildung 1zu erstellen. Der Innenraum ist eine Ellipse am weitesten an der unteren Oberfläche in Bezug auf den Drucker und geschnitten mit einem erhabenen Schnitt zu einer kleineren Ellipse bilden ein Lumen an der gegenüberliegenden Oberfläche. Zwei projizierte Arme mit Löchern, um Schrauben zu akzeptieren, erstrecken sich seitlich, um die Rückplatte zu halten Gabel. Erstellen Sie aus dieser 3D-Struktur eine triangulierte 3D-Netzdatei (. STL-Datei).
    Hinweis: Siehe Abbildung 1B-D und Zusatzdateien 1 und 2.
  2. Laden Sie die triangulierte 3D-Netzdatei auf einen 3D-Drucker hoch.
  3. Drucken Sie Backplates mit einer 0,4 mm Heißenddüse und einer Schichthöhe von 0,2 mm. Wählen Sie Eine Düsentemperatur von 205 °C, eine Betttemperatur von 45 °C und eine Druckgeschwindigkeit von 45 mm/s.
  4. Bewerten Sie die resultierenden 3D-gedruckten Backplates visuell auf strukturelle Integrität (Abbildung 1E); grobes strukturelles Versagen (fehlendes Lumen, eingestürzte Wand) weist auf Druckfehler hin (Abbildung 1F).

3. Chirurgische Vorbereitung

  1. Heizen Sie das Heizkissen vor.
  2. Last Isofluran in die Förderspritze, während sie in einer chemischen Rauchhaube arbeiten. Befestigen Sie die Förderspritze an der Isofluran-Einheit.
  3. Wählen Sie eine 8-u201212-Woche alte Maus aus. Wiegen Sie das Tier. Induzieren Sie anästhesie mit 2% Isofluran in einer Induktionskammer. Carprofen mit 5 mg/kg subkutan injizieren.
  4. Positionieren Sie den Nasenkegel und liefern Sie Isofluran bei 2% mit einer Durchflussrate von 150 ml/min für die Aufrechterhaltung einer chirurgischen Anästhesieebene (Abbildung 2A- U2012E). Wickeln Sie das Heizkissen mit einem Einweg-Absorber-Pad für eine einfache Reinigung.
  5. Positionieren Sie ein Tier auf dem Heizkissen an der chirurgischen Station und installieren Sie den Nasenkegel. Schmieren Sie das Thermometer mit Petroleumgelee und legen Sie es 5 mm in das Rektum. Verkleben Sie die Thermometersonde an den Schwanz, um stabilitätsstabil zu sein. Tragen Sie die ophthalmologische Salbe auf die Augen der Maus auf.
  6. Um die Hydratation aufrechtzuerhalten, wenden Sie bis zum Ende des Experiments alle 30 min 200 L laktierte Ringerlösung durch subkutane Injektion an.
  7. Das Dorsum mit 70% Ethanol besprühen, Fell mit Clippern entfernen und die Stelle mit Povidon-Jod reinigen.

4. Laminektomie

  1. Positionieren Sie das Tier zwischen den Ohrstangen; diese halten die Kopfposition der Maus in Bezug auf den Nasenkegel.
  2. Bestätigen Sie, dass das Tier tief beästhetisiert ist, wie durch den Mangel an interdigitalen Pinch-Reflex und stetigen Atemmuster beurteilt.
  3. Machen Sie einen 1,5 cm rostral-kaudalen Schnitt an der Mittellinie über dem unteren Brust-/Oberen Lendenbereich mit #11 Klinge (Abbildung 2). Trennen Sie die Haut, indem Sie sie mit stumpfer Zahnzange und/oder gehandicapten Fingern erfassen. Verwenden Sie Zangen, um das verbleibende transparente Bindegewebe unter der Haut zu trennen und abzuziehen. Die oberflächliche Muskulatur sollte nun freigelegt werden; mit einem Schaumchirurgischen Speer zu verdrängen.
  4. Verwenden Sie Schaumchirurgische Speere (oder eine Kurette), um die verbleibende, tiefere Muskulatur des Zielwirbels (thorakal 12) zu entfernen. Um einen Sitz für die Rückwand zu schaffen, auch weg Muskel aus dem hinteren Aspekt der Brust 11, und der vordere Aspekt der Brust 13. Kontrollieren Sie Blutungen, indem Sie sanften Druck mit einem chirurgischen Speer ausüben oder verwenden Sie einen minimalen Puls mit einer Kauterpistole. Weiter, um den verbleibenden Muskel weg von den Sehnen mit Zangen zu entfernen
  5. Sobald die Muskeln entfernt sind, lösen Sie die Sehnen vorsichtig, indem Sie sie mit Zangen schneiden. Es sollte genügend Platz zum Visualisieren und Manipulieren der Schnur vorhanden sein, wenn dieser Schritt abgeschlossen ist. Prüfen Sie, ob die Dura-Materie des Intervertebral-Raums, der halbtransparente Laminarknochen, das zentrale oberflächliche Blutgefäß unter dem Knochen und die anterior estrahlende Arterie nun deutlich sichtbar sind.
  6. Befeuchten Sie die Region mit warmem ACSF. Verwenden Sie den Mikrobohrer, um den laminaren Knochen mit geraden Strichen parallel zur langen Achse des Rückenmarks zu verdünnen (Abbildung 2, Abbildung 3). Verwenden Sie auf Wunsch eine Gleitstufe, um die operationschirurgische Plattform für einen verbesserten ergonomischen Komfort zu drehen (z. B. kann ein Rechtshänder die Operationsplattform für den Bohrschritt gegen den Uhrzeigersinn drehen).
    Hinweis: Die verwendete Gleitstufe besteht aus einer oberen Aluminiumplatte, die in Bezug auf die feste Grundplatte um 15 mm gleitet.
  7. Greifen Sie vorsichtig den oberflächlichen Spinnprozess mit Zangen und heben Sie den Wirbel; der Knochen sollte leicht wegheben. Wenn es Widerstand gibt, wiederholen Sie die Knochenverdünnung mit dem Bohrer und verwenden Sie bei Bedarf iris Schere, vorsichtig zu zielen die Schere Spitzen nach oben, um zu vermeiden, das Gewebe zu beschädigen.
    Hinweis: Um die Dura intakt zu halten, ist es wichtig, nicht auf den Knochen zu ziehen.
  8. Verwenden Sie #4 Zange, um alle Knochenscherben zu löschen. Verwenden Sie einen chirurgischen Speer, um sanften konstanten Druck anzuwenden, um alle Blutungen zu kontrollieren. Gewebe mit warmem aCSF abspülen. Lassen Sie das Gewebe nicht austrocknen.

5. Abdeckung-Glas-Implantation

  1. Tragen Sie ein 3 mm Borosilikat-Abdeckungsglas vorsichtig auf die freiliegende Schnur auf.
  2. Stellen Sie sicher, dass Agarose auf 39 °C abgekühlt ist. Mit einem kleinen Spachtel warme 2% Agarose/aCSF auf den Rand des Deckglases auftragen und Kapillarwirkung unter die Oberfläche ziehen lassen.
    Hinweis: Bei Temperaturen unter 39 °C kann die Agarose gelieren. Wenn dies der Fall ist, sollten Sie mit einem Wasserbad oder einer Mikrowelle aufwärmen. Einige Betreiber ziehen es vor, zuerst einen Tropfen Agarose aufzutragen und das Deckglas darüber zu legen.
  3. Wenden Sie Gewebekleber auf die exponierten knöchernen Gelenkprozesse des intakten benachbarten Wirbels auf Thoraxebene 11 Wirbelwirbelsäule und Brustbruststufe 13 Wirbelwirbelsäule auf. Tragen Sie zusätzlichen Gewebekleber in einem Ring um die Laminektomie-Stelle, über die angrenzende Sehne und Querprozess.
    Hinweis: Gewebekleber ist für die ordnungsgemäße Haftung des Zahnzementes in den nachfolgenden Schritten erforderlich. Die Gelenkprozesse bilden einen natürlichen Sitz, auf dem die Rückwand stabil ruhen kann (Abbildung 3). Die Haftung an den Gelenkprozessen bildet die stärksten Befestigungspunkte.
  4. Zahnzement mit Beschleuniger in einem Porzellanmischtablett mischen. Verwenden Sie einen kleinen Spachtel, um Zahnzement auf die Gewebeklebeschicht zu übertragen. Verwenden Sie Dentalzement, um die Rückplatte auf dem chirurgischen Feld zu haften, zentriert über dem Fenster. Lassen Sie 10 Minuten für den Zahnzement zu heilen.
    Hinweis: Die feste Haftung der Rückplatte an den vorderen und hinteren Gelenkprozessen sorgt für die grundlegende strukturelle Stabilität des Implantats.
  5. Verwenden Sie zusätzlichen Zahnzement, um die innere Basis der Rückplatte und die Unterseite der Backplate zu füllen: Gewebeschnittstelle.
    Hinweis: Die zusätzliche Anwendung von Zahnzement verbessert die Haftung und reduziert das Risiko von Leckagen von Mikroskop objektiv tauchflüssigkeit (saline) aus dem Boden der Rückplatte.
  6. Bringen Sie den gabelten Rückplattenhalter in die entsprechende Position über das Fenster. Befestigen Sie die Rückplatte mit Schrauben in den Rückblechhalter.
    Hinweis: Dieses Protokoll verwendet einen benutzerdefinierten Backplate-Halter (Abbildung 2G- 2012H).
  7. Tragen Sie Kochsaline auf die Rückplatte auf, um auf Leckage zu testen. Wenn Flüssigkeit austritt, trocknen Sie den Bereich und tragen Sie mehr Zahnzement auf.

6. Bildgebungsvorbereitung

  1. Übertragen Sie das Tier auf der chirurgischen Plattform auf den optischen Tisch.
    Hinweis: Unsere chirurgische Plattform, Backplate Halter und Isoflurane Nasenkegelhalter kann zwischen chirurgischen und zwei-Photon-Bildgebungsstationen als eine Einheit transportiert werden, während kontinuierliche Isoflurananästhesie angewendet werden (Abbildung 2D,H). Ähnliche Einheiten können aus Haltegabeln, Balken und tragenden Säulenpfosten aus kommerziellen Quellen(z.B.. ThorLabs). Für die intravitale Mikroskopie sollte es mindestens 11 Zoll Abstand zwischen dem Mikroskopobjektiv und dem optischen Tisch geben, um die Höhe der chirurgischen Plattform aufzunehmen.
  2. Befestigen Sie die chirurgische Plattform mit einem Edelstahl-Montagepfosten und einer gegenbohrenden Spanngabel am optischen Tisch.
  3. Frische Kochwäsche in den Brunnen der Backplate auftragen. Senken Sie eine Wasser-Immersion-Linse in den Brunnen.
  4. Verwenden Sie übertragenes oder epifluoreszenzlicht, um den Interessenbereich und fokussierend zu identifizieren. Wechseln Sie in den Laser-Scanning-Modus und führen Sie in vivo-Bildgebung entsprechend der entsprechenden Zwei-Photonen-Laser-Erregungswellenlänge, Dichroics und Bandpassfilter für die im Gewebe6vorhandenen Fluorophore durch.

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Ergebnisse

Implantierte Glasfenster und die intravitale Zwei-Photonen-Mikroskopie sind ein nützliches Werkzeug zur Beurteilung dynamischer Veränderungen in ZNS-Proteinen. Die funktionelle Integrität des BBB wird durch die Expression, subzelluläre Lokalisierung und Fluktuationsraten von engen Knotenproteinenbeeinflusst 7. Frühere Studien haben gezeigt, dass enge Knotenproteine schnell und dynamisch im stationären Zustand8umgebaut werden. Die derzeit bes...

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Diskussion

Das hier beschriebene Verfahren ermöglicht eine stabile Bildgebung des Rückenmarks bei Mäusen durch ein Glasfenster. Diese Methode wurde angewendet, um die BBB-Umgestaltung in transgenen eGFP:Claudin5+/- Mäusen zu bewerten, die ein fluoreszierendes BBB-Protein mit fester Verbindung ausdrücken, aber es könnte ebenso gut für Studien von fluoreszierenden Proteinen oder Zellen im Rückenmark angewendet werden.

Es wurden mehrere Methoden zur Laminektomie und Rückenmarksstabilisierung entwickelt. All...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

S.E. Lutz wird vom National Center for Advancing Translational Sciences, National Institutes of Health, unter dem Grant KL2TR002002 und den Start-up-Fonds des University of Illinois Chicago College of Medicine unterstützt. Simon Alford wird von RO1 MH084874 unterstützt. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offiziellen Ansichten des NIH dar. Die Autoren danken Dritan Agalliu in der Abteilung für Neurologie am Columbia University Medical Center für die Tg eGFP:Claudin-5 Mäuse, wissenschaftliche Diskussionen und Einblicke in die Entwicklung des chirurgischen Protokolls und bildgebende Anwendungen. Die Autoren danken Sunil P. Gandhi im Department of Neurobiology and Behavior der University of California, Irvine für die Entwicklung des ersten Prototyps des stereotaktischen Apparats und des Tiertemperaturreglers, die Diskussion des operationsischen Protokolls und Ausbildung in der Zwei-Photonen-Mikroskopie. Die Autoren danken auch Steve Pickens (W. Nuhsbaum, Inc.) für die Unterstützung bei der Anpassung des chirurgischen Stereomikroskops und Ron Lipinski (Whale Manufacturing) für die Bearbeitung stereotaktischer Teile.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3D-DruckerRaise3DPro2Zum Drucken von Rückplatten
PLA 3D-DruckfilamentInlandPLA+-175-B3D-Druckmaterial aus schwarzem Kunststoff
3D-CAD-SoftwareDassault SystèmesSolidworks-Softwarezum Entwerfen von 3D-Formen
3D-DruckersoftwareRaise3DIdeamaker-Softwaresoftwarezur Schnittstelle mit dem 3D-Drucker
3D-gedruckte ovale RückplattekundenspezifischStabilisierendes Bildgebungsfeld
Chirurgisches PräpariermikroskopLeicaM205 CAusgestattet mit Leica FusionOptics, Planapo 0,63x Objektiv der M-Serie und Gleittisch
MikroskopkameraLeicaMC170HD-Farbkamera zur Visualisierung des Operationsfeldes
GleittischLeica10446301Die Gleitstufe besteht aus zwei Metallplatten. Die Grundplatte ist fixiert. Die obere Platte gleitet auf einer gefetteten Schnittstelle, um eine rotierende und lineare Bewegung zu ermöglichen.
Chirurgische Station und StabilisierungsgabelWhale ManufactoringkundenspezifischeLaminektomie
SomnoSuite Low-Flow-Isofluran-VerabreichungseinheitKent ScientificSS-01Chirurgische Anästhesieverabreichung mit integriertem digitalem Verdampfer
1,5-Zoll-Montagepfosten aus EdelstahlThorLabsP50/MZur Montage der Operationsstation auf einem optischen Tisch für die Zwei-Photonen-Bildgebung
Senkung der Klemmgabel für 1,5" Montage PfostenThorLabsPF175Zur Stabilisierung der chirurgischen Station Montage auf optischem Tisch für die Zwei-Photonen-Bildgebung
Idealer Knochen-MikrobohrerHarvard-Gerät72-6065Ausdünnung des Knochens für die Laminektomie
WasserbadFisher Scientific15-462-10Wärmende Kochsalzlösung
KauterpistoleFST18010-00Kauterisieren minor bleeds
HeizkissenBenchmarkBF112221,9" x 4,5" Silikonheizung mit 20" Teflonleitungen, 10 W, 5 V,
thermogekoppelte rektale Sonde vom Typ KPhysitempRET3Messung der Körpertemperatur der Maus
VaselineSigma8009-03-8Rektumsonde zur Schmierung
Feedback-geregelter thermischer ReglerkundenspezifischNAZu den kommerziell erhältlichen Alternativen gehört die Physitemp TCAT-Serie
PVA Chirurgische AugenspeereBeaver-visitec international40400-8Blut absorbieren
Elektrischer TrimmerWahl41590-0438Trimmen von Mausfellklingen
#11FST14002-14Chirurgisches Werkzeug
Pinzette, #5FST11254-20Chirurgisches Werkzeug
Pinzette, #4FST14002-14Chirurgisches Werkzeug
Titatnium ZahnzangeWPI555047FTChirurgisches Werkzeug
Titan-Iris-SchereWPI555562SChirurgisches Werkzeug
Vetbond Gewebekleber3M084-1469SBVorbereitung der Gewebeoberfläche für dentales
Acryl KeramikmischtablettJack Richeson420716Mischen von zahnärztlichem Acrylmittel mit Beschleuniger
Orthojet dentales AcrylLang Dental1520BLK, 1503BLKDauerhafte Bindung der Rückplatte an das Gewebe
Kleines rundes Deckglas, #1 Dicke, 3 mmHarvard-Gerät64-0720optisches Fenster
NaClFisher Scientific7647-14-5Für aCSF
KClFisher Scientific7447-40-7Für aCSF
GlucoseFisher Scientific50-99-7Für aCSF
HEPESSigma7365-45-9Für aCSF
MgCl2& Mittelpunkt; 6H2OFisher Scientific7791-18-6Für aCSF
CaCl2· 2H2OFisher Scientific10035-04-8Für aCSF
CarprofenRimadylQM01AE91Analgesie
Bakteriostatisches WasserHenry Schein2587428Verdünnungsmittel für Carprofen
IsofluranHenry Schein11695-6776-2Anästhesie
Laktierte RingerlösungBaxter0338-0117-04Flüssigkeitszufuhr für Maus
Agarose High EEOSigmaA9793Gelpunkt 34-37 Grad C
Augenfeuchte SalbeAkwa Tears68788-0697Verhindern Sie das Austrocknen der Hornhaut
MOM Zwei-Photonen-MikroskopSutter
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Referenzen

  1. Weinger, J. G., et al. Two-photon imaging of cellular dynamics in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. (96), (2015).
  2. Davalos, D., Akassoglou, K. In vivo imaging of the mouse spinal cord using two-photon microscopy. Journal of Visualized Experiments. (59), (2012).
  3. Farrar, M. J., Schaffer, C. B. A procedure for implanting a spinal chamber for longitudinal in vivo imaging of the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. (94), (2014).
  4. Fenrich, K. K., Weber, P., Rougon, G., Debarbieux, F. Implanting glass spinal cord windows in adult mice with experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Visualized Experiments. (82), e50826(2013).
  5. Figley, S. A., et al. A spinal cord window chamber model for in vivo longitudinal multimodal optical and acoustic imaging in a murine model. PLOS ONE. 8 (3), e58081(2013).
  6. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  7. Liebner, S., et al. Functional morphology of the blood-brain barrier in health and disease. Acta Neuropathologica. 135 (3), 311-336 (2018).
  8. Shen, L., Weber, C. R., Turner, J. R. The tight junction protein complex undergoes rapid and continuous molecular remodeling at steady state. Journal of Cell Biology. 181 (4), 683-695 (2008).
  9. Knowland, D., et al. Stepwise recruitment of transcellular and paracellular pathways underlies blood-brain barrier breakdown in stroke. Neuron. 82, 1-15 (2014).
  10. Lutz, S. E., et al. Caveolin1 Is Required for Th1 Cell Infiltration, but Not Tight Junction Remodeling, at the Blood-Brain Barrier in Autoimmune Neuroinflammation. Cell Reports. 21 (8), 2104-2117 (2017).
  11. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
  12. Cupido, A., Catalin, B., Steffens, H., Kirchhoff, F. Laser Scanning Microscopy and Quantitative Image Analysis of Neuronal Tissue. Bakota, L., Brandt, R. , Springer. New York. 37-50 (2014).
  13. Sekiguchi, K. J., et al. Imaging large-scale cellular activity in spinal cord of freely behaving mice. Nature Communications. 7, 11450(2016).
  14. Nadrigny, F., Le Meur, K., Schomburg, E. D., Safavi-Abbasi, S., Dibaj, P. Two-photon laser-scanning microscopy for single and repetitive imaging of dorsal and lateral spinal white matter in vivo. Physiological Research. 66 (3), 531-537 (2017).
  15. Adelsperger, A. R., Bigiarelli-Nogas, K. J., Toore, I., Goergen, C. J. Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats. Journal of Visualized Experiments. (115), (2016).
  16. Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. Comparison of Traditional and Integrated Digital Anesthetic Vaporizers. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 756-762 (2015).
  17. Miyamoto, K., et al. Selective COX-2 inhibitor celecoxib prevents experimental autoimmune encephalomyelitis through COX-2-independent pathway. Brain. 129 (Pt 8), 1984-1992 (2006).
  18. Muthian, G., et al. COX-2 inhibitors modulate IL-12 signaling through JAK-STAT pathway leading to Th1 response in experimental allergic encephalomyelitis. Journal of Clinical Immunology. 26 (1), 73-85 (2006).

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Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Laminektomie-VerfahrenRückenmark der MausIn-vivo-BildgebungZwei-Photonen-Mikroskopie3D-gedruckte RückenplatteAdhäsion mit DentalkzementStabilisierung im AgarosebettCoverglass-ImplantationClaudin-5-Bildgebung
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