Isolierung von CD4+ T-Zellen und Analyse von zirkulierenden T-follikulären Helfer (cTfh) Zelle Teilmengen von peripheren Blut mittels 6-Farb Flow Cytometry

Zusammenfassung

Hier, ein Protokoll für die Isolierung und Charakterisierung von CD4⁺ T-Zelle Teilmengen aus menschlichen peripheren Blut wird beschrieben. CD4 gereinigt⁺ T-Zellen werden analysiert, indem Durchflusszytometrie Proportionen des follikulären T Helfer-Zelle Teilmengen zu bestimmen.

Zusammenfassung

Aberrante T follikulären Helfer (Tfh)-Zell-Aktivität ist im autoimmunen Bedingungen nachweisbar und ihre Anwesenheit ist mit klinischen Resultaten verbunden, wenn die Lymphknoten Mikroumgebung in B-Zell non-Hodgkin Lymphom analysiert wird. Teilmengen der zirkulierenden T-Helfer Follikelzellen (cTfh), die zirkulierenden Speicherkartenfach Tfh Zellen im Blut, sind auch bei Krankheit gestört und daher potenzielle neue Prädiktive Biomarker dar. Peripheren Blut-basiertes Testen ist vorteilhaft, weil es relativ nicht-invasiv und einfache Serienüberwachung ermöglicht. Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Isolierung von CD4⁺ T-Zellen aus menschlichen Blut und weitere Analysen von Durchflusszytometrie, cTfh Zellen und die Proportionen von ihren verschiedenen Teilmengen auflisten (cTfhPD-1^{-/ + / Hallo}, cTfh1, 2, 17 und cTfh1/17). Das Niveau dieser Untergruppen wurde dann zwischen gesunden Probanden und Patienten mit Lymphom verglichen. Wir fanden, dass die Methode robust genug, um routinemäßig erhobenen Patientenmaterial zuverlässige Ergebnisse zu erzielen. Die Technik, die wir für die Analyse beschreiben kann leicht Zellsortierung und downstream-Anwendungen wie RT-PCR angepasst werden.

Einleitung

T-Helfer Follikelzellen (Tfh) sind eine CD4⁺ T-Zell-Untergruppe, die zunächst im lymphatischen Gewebe¹gekennzeichnet war. Diese Zellen express PD-1 und CXCR5 Oberfläche Rezeptoren, sezernieren IL-21 und IL-4 und zeigen nuklearen Expression des Transkriptionsfaktors, BCL-6^2,3. Wie ihr Name schon sagt, sie sind in germinal Center gefunden und sind unerlässlich für hohe Affinität Antikörper Produktion¹.

Dysregulated Tfh Antworten waren in der Pathogenese der Krankheit, vor allem Autoimmun-Krankheit, verwickelt, wo sie den Ausbau der autoreaktiven B-Zellen-⁴zu fördern. Sie spielen auch eine Rolle in der Tumor-Mikroumgebung von solid^5,6 und lymphatischen Krebserkrankungen⁷. Umgekehrt funktionieren Gendefekte Oberflächenproteine für Tfh z. B. induzierbaren T-Zelle Costimulator (ICOS) Ergebnis in menschlichen Immunodeficiency Syndrome⁸. CD4⁺ CXCR5⁺ Zellen im menschlichen peripheren Blut sind zirkulierende T-Helfer Follikelzellen (cTfh) bezeichnet und werden geglaubt, um das Speicherkartenfach der Tfh Zellen im Gewebe⁹sein. Die hier beschriebene Methode dient der Analyse der cTfh Teilmengen nach CD4⁺ Zell-Isolierung aus peripherem Blutproben.

Mehrere cTfh Teilmengen definiert wurden und die Effizienz, mit der sie B-Zell-Hilfe bieten, unterscheidet sich von einer Teilmenge um weitere^9,10,11,12. Die relativen Anteile der diese Teilmengen werden in einer Reihe von Krankheiten, die meisten prominent Autoimmun-Krankheit, es fast immer eine relative Zunahme der funktioneller PD-1 ist verändert^{+ / Hallo} /oder cTfh2 oder cTfh17 Teilmengen im Vergleich zu den weniger funktionale PD-1^- und/oder cTfh1 Teilmengen¹². Das Ausmaß dieser Veränderungen häufig assoziieren mit klinischen Parametern einschließlich Krankheit Aktivität und Autoantikörper-Titer, zeigt eine mögliche Rolle der cTfh Teilmenge Verteilung als prognostische Biomarker in Krankheit, die die Tätigkeit der Tfh in wiedergeben kann lymphatischen Gewebe^9,12,13,14. Darüber hinaus Blutentnahme von Teilnehmern ist schnell, sicher und akzeptabel, und ermöglicht so serielle Überwachung für die Analyse der Krankheitsprogression oder Ansprechen auf die Therapie.

Die Verwendung von isolierten CD4⁺ T-Zellen über traditionelle peripherem Blut mononukleären Zellen (PBMNC) Suspensionen ermöglicht höhere Durchsatz Flow Cytometry Experimente reduziert den Zeitaufwand für eine beträchtliche Anzahl von cTfh Zellen für die Analyse zu erwerben. Dies ist besonders hilfreich, wenn Zellen aus seltenen cTfh Teilmengen mit Flow sortieren Zelle sortieren (FACS) aktiviert. Um die Effizienz zu unterstützen, können diese Suspensionen kryokonserviert werden damit "Dosierung" der Proben in den Flow Cytometry Experiment verwendet werden kann. Beim Testen der CD4⁺ Reinheit wurde nicht durch Kryokonservierung reduziert.

Während verschiedene Labors verwendet verschiedene Marker cTfh Zellen in den frühen Stadien ihrer Entdeckung, die Methode zu kategorisieren hier präsentiert nutzt eine einheitliche Regelung von zwei Gruppen der Zelloberfläche Marker wie vorgeschlagen von Schmidt Et Al.^{12, 15} ermöglichen die gleichzeitige Ermittlung der cTfh und ihre neun anerkannten Teilmengen in einer einzigen Durchflusszytometrie experimentieren.

Als einzige Zelle Oberflächenmarker verwendet werden, die Zellen benötigen keine Fixierung oder Permeabilisierung und können somit für nachgeschaltete funktionelle Studien lebendig bleiben. Dies könnte durch Zelle sortieren mit FACS mit dem gleichen Antikörper-Panel erleichtert werden. Dieses Panel könnte anderen Markern, zulassend die Einschränkungen der verwendeten Durchflusszytometer ausgeweitet werden.

Die Analyse der Multi-Color Flow Cytometry Experimente kann aufgrund der von Natur aus subjektiven Anspritzung auf 2-dimensionale Punkt plottet, vor allem als Zell-Populationen eine klare Bi-modale Verteilung Marker Fluoreszenz, da müssen nicht schwierig sein die bei cTfh Zellen und ihrer Untergruppen. Aus diesem Grund ist es zwingend notwendig, um wirksame Kontrollen einrichten, um die Artefakte ermöglichen besseren Auflösung von Populationen und gating Strategien selbstbewusst zu reduzieren. Als solche Antikörper-Panel-Design und den Aufbau der grundlegenden Steuerelemente für eine Durchflusszytometrie experimentieren, d. h. mit Entschädigung und FMO Kontrollen in Schritt 3.4.2 und 3.4.3,respectively beschrieben werden.

Alle cTfh Zellen sind definiert als CD4⁺ CXCR5⁺ CD45RA^–. Das Niveau der Ausdruck des charakteristischen Tfh Aktivierung Markers PD-1 kann dann bestimmt werden, um die Teilmengen von PD-1^-, PD-1⁺ oder PD-1^Hallo cTfh Zellen zu identifizieren. Dann, mit einer Kombination von Chemokin-Rezeptoren CXCR3 und CCR6, die differenziell ausgedrückt werden durch traditionelle Th1, 2 bis 17 Zellen, cTfh kann charakterisiert werden als cTfh1, 2 bis 17-wie durch ein Profil von CXCR3⁺ CCR6^-, CXCR3^– CCR6^- , und CXCR3^– CCR6⁺, beziehungsweise.

Die Antikörper-Panel von unserem Labor verwendet wird in Tabelle 1angezeigt. Die Benutzer müssen ihre Fluorophor-Auswahl, um für die Laser und Lichtfilter Konfiguration auf ihre lokalen Durchflusszytometer Konto anzupassen.

Die folgenden Überlegungen beeinflussen die Wahl des Fluorophore. Verwenden Sie helle Fluorophore, soweit möglich. Insbesondere verwenden Sie die hellsten verfügbaren Fluorophore auf die dunkelsten (weniger hoch ausgedrückten) Markierungen. Dimmer Markierungen schließen ein PD-1, CXCR3 und CCR6, und in geringerem Maße, CXCR5. Wir speziell nutzte der neueren BB, BV und BUV Fluorophore, die ausgezeichnete Helligkeit und ermöglichen so einfacher Auflösung der unterschiedlichen Bevölkerungen der Zellen.

So weit wie möglich spektrale Überlappung und damit die Höhe der Entschädigung zu minimieren Emissionsspektren die Fluorophor Auswahl verteilt sind. Eine freie, Online-Tool, das verwendet werden kann, gerne entwerfen ein Flow-Zytometrie-Panel finden Sie hier: http://www.bdbioscienes.com/us/s/spectrumviewer. Platzsparend auf das Emissionsspektrum beschäftigten wir einen "Dump-Kanal" mithilfe einer Lebensfähigkeit Färbung mit einer Emissionswellenlänge, die damit die Erkennung (und Ausgrenzung) der beiden Toten zu mit der APC-H7 Überschneidungen (konjugiert, CD45RA) und/oder CD45RA⁺ mit einem Detektor.

Hier ist ein Protokoll für die Isolierung des peripheren Blutes CD4⁺ T-Zellen und ihre anschließende Analyse von Durchflusszytometrie zu bestimmen, die Proportionen der verschiedenen und kürzlich beschriebenen zirkulierenden Teilmengen präsentiert.

Protokoll

Blutproben wurden von gesunden Probanden (NS) erhalten (n = 12) sowie Patienten mit Lymphomen Randzone (MZL) (n = 7) und andere Arten von B-Zell non-Hodgkin Lymphom (BNHL) (6 FL Patienten, 2 Lymphoplasmacytic Lymphom-Patienten und 1 Low-Grade B-Zelle Non-Hodgkin Lymphom nicht anders angegeben Patienten). Patienten wurden aus der Hämatologie-Kliniken in Leicester Royal Infirmary rekrutiert, nachdem gegeben informiert, schriftliche Zustimmung mit ethischen Zulassung in Ort für alle Studien. Ethischen Genehmigung wurde von Northamptonshire und Leicestershire und Rutland Research Ethics Committee 1, Referenz 06/Q2501/122 für Patientenproben und Gesundheit Forschung Behörde (HFG) NRES Committee East Midlands-Derby, verweisen 14/EM/1176 für gesunden Probanden.

1. Isolation von CD4⁺ T-Zellen aus dem gesamten peripheren Blut

1. K₂EDTA Röhrchen frische peripherem Blut (2 bis 15 mL) durch standard Venenpunktion und Prozess maximale Rentabilität so bald wie möglich zu berücksichtigen.
   Hinweis: Verwenden Sie Standardlabor persönliche Schutzausrüstung (Jacke, Handschuhe, Brille) und führen Sie die Arbeiten in einer Klasse II Biosafety Cabinet.
2. Bringen Sie das Blut und alle notwendigen Reagenzien (CD4⁺ Bereicherung cocktail, 2 % fetalen bovine Serum/Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (FBS/PBS), Dichte-Gradienten-Medien und Einfrieren Medium wenn Zellen cryopreserving) auf Raumtemperatur.
3. Mischen Sie das Blut mit einem handelsüblichen Cocktail von Antikörpern für die Bereicherung der menschlichen CD4⁺ T-Zellen. Verwenden Sie 50 µL des Reagenz für jeden 1 mL Blut. Verwenden Sie eine 50 mL konische Polypropylen-Rohr für 5 bis 15 mL Blut.
   Hinweis: Wenn Sie 2 bis 4 mL Blut verwenden, führen Sie diesen Schritt in einem 14 mL konische Polypropylen-Rohr.
4. Inkubieren Sie die Mischung bei Raumtemperatur für 20 min.
5. Verdünnen Sie die Mischung mit einem gleichen Volumen von 2 % FBS/PBS
6. Diese verdünnte Mischung auf den Dichte-Gradienten-Medien langsam, um nicht zu stören das Interface und weiter zur Zentrifugation Diffusion des Blutes in das Dichte-Gradienten-Medium sofort zu überlagern.
   1. Verwenden Sie für 2 bis 3 mL Blut 3 mL Dichte Gradienten Medium in einem 14 mL konische Polypropylen-Rohr, aber für 4 mL Blut, 4 mL Dichte Gradienten Medium in einem 14 mL konische Polypropylen-Rohr und nach 5 bis 15 mL Blut , 15 mL Dichte Gradienten Medium in einem 50 mL konische Polypropylen Röhrchen verwenden.
7. Zentrifugieren Sie die vielschichtige Mischung für 20 min bei 1.200 X g mit der Bremse ab bei 20 ° C.
   Hinweis: Eine Temperatur unterhalb der Umgebungstemperatur kann die Verunreinigung mit Erythrozyten und Granulozyten führen. Eine niedrigere Geschwindigkeit bewirkt, dass die CD4⁺ Isolierung-Prozess fehlschlagen. Verlassen der Pause engagiert verringert Zellausbeute. Verwenden Sie eine Bank Top Zentrifuge mit Rotoren, die geschlossen werden können, zur Vermeidung von Aerosolen.
8. Entfernen Sie die angereicherten CD4⁺ Zellschicht von der Schnittstelle mit einer Pasteurpipette.
   Hinweis: Der angereicherte Zellschicht wird einen Standard "buffy Coat" weiße bewölkt Zellen, sondern als nur CD4 ähneln⁺ Zellen vorhanden sind, wird dies natürlich kleiner und schwerer zu sehen.
9. Fügen Sie 2 % FBS/PBS, die CD4 Zellen⁺ bis zu einem Gesamtvolumen von 10 mL und dann waschen zweimal mit 2 % FBS/PBS durch Zentrifugation für 10 min bei 400 X g bei jedem Waschgang.
10. Das Pellet in 2 % Aufschwemmen FBS/PBS und Anzahl der Zellen gefärbt mit einem vital-Farbstoff (Trypan blau) zur Bestimmung der Zellzahlen und Lebensfähigkeit.
11. Optionaler Schritt: 5 x 10⁵ bis 1 x 10⁶ Zellen im eiskalten Medium (10 % Dimethyl Sulfoxid in FBS) in 1 mL Aliquote aufzuwirbeln.
    Hinweis: Ebenen der einige Oberflächenmarker können durch Kryokonservierung und Auftauen verändert werden. Es ist daher sehr wichtig, dass alle Proben konsequent verarbeitet werden. Um die Unterschiede in der analytischen Variablen zu minimieren, wurden die Proben Cryo-bewahrt und für die Analyse in dieser Studie zusammengefasst.

2. die Durchflusszytometrie

1. Tauen die kryokonservierten CD4-Zellen⁺ schnell in einem Wasserbad bei 37 ° C und Waschen einmal in vorgewärmten Medium (RPMI 1640 + L-Glutamin ergänzt mit 10 % FBS und 1 X Penicillin-Streptomycin).
2. 9 mL Medium, Zentrifuge für 5 min bei 400 X g die Zellen hinzufügen und Entfernen des Überstands.
3. Aufschwemmen der Zellen in 1 % Rinderserumalbumin (BSA) in PBS (50 µL) so, dass jede Bedingung getestet werden 5 x 10⁵ bis 1 x 10⁶ Zellen verwendet.
4. Mischen Sie die Zellen mit Färbung Puffer (50 µL).
   Hinweis: Glänzende Flecken Puffer verhindert verschiedenen befleckenden Artefakte, die mit der Datenanalyse stören können, wenn zwei oder mehr BV oder BUV Flecken gleichzeitig aufgrund der inhärenten chemische Eigenschaften dieser Farbstoffe verwendet werden. In Einzel- oder ungefärbten Zustand 50 µL der brillante Fleck Puffer ersetzt werden kann, für 50 µL 1 % BSA/PBS.
5. Zellen (gemäß der "Volume verwendet" Spalte in Tabelle 1) die Antikörper hinzu und auf Eis im Dunkeln für 30 min inkubieren.
6. Waschen Sie die Zellen zweimal in 1 % BSA/PBS durch Zentrifugieren für 3 min bei 600 X g bei jedem Waschgang.
7. Aufschwemmen in 1 % BSA/PBS (400 µL) und Transfer zum Erwerb Strömungsrohr Zytometrie.
8. Wirbel der Zellen sanft vor dem Importieren von Daten auf einem Durchflusszytometer:

(3) flow Cytometry Kontrollen und Set-up

1. Mit einem ungefärbten Probe, Photodiode Spannungen so stellen Sie ein, dass Lymphozyten von offensichtlichen Schmutz und abgestorbenen Zellen (Ereignisse mit high-Side Scatter (SSC) und niedrigen forward Scatter (FSC) Bereich)¹⁶getrennt werden können. Mit gefärbten Einzelproben, Photomultiplier (PMT) Spannungen so stellen Sie ein, dass positive Fluoreszenz von Hintergrundfluoreszenz gleichzeitig sicherstellen, dass alle Ereignisse in der nachweisbaren Skala fallen auszumachen sind.
   Hinweis: Eine Verbesserung wäre, CV plot gegen PMT Spannung für jeden PMT mit schwach fluoreszierenden Perlen, um die minimale Spannung für optimale Auflösung ("Peak 2" Methode¹⁹) zu finden.
2. Konto für spektrale Überlappung durch die Erzeugung einer Entschädigung-Matrix mit einzelnen Flecken mit Capture Perlen. Fügen Sie im Handel erhältlichen Entschädigung Perlen (60 µL) und Negativkontrolle Perlen (60 µL) auf 1 % BSA/PBS (100 µL) und Wirbel.
   Hinweis: Die Capture-Perlen verwendet, müssen der Wirtsarten und IgG Isotype des Antikörpers verwendet wird übereinstimmen. Die Vergütungsmatrix sollte neu berechnet, wenn die Lot-Nummer von jedem Tandem Änderungen, Farbstoffe, da erhebliche Variabilität in ihre Emissionsspektren zwischen vielen angezeigt werden kann.
3. Fügen Sie eine einzelne Antikörper (20 µL) und Wirbel.
4. Bei Raumtemperatur im Dunkeln für 30 min inkubieren.
5. 200 X g für 10 min Zentrifugieren und den Überstand verwerfen.
6. Aufschwemmen in 1%BSA/PBS (500 µL) und Wirbel.
7. Erwerben Sie die Probe mit einem Durchflusszytometer mit dem dafür vorgesehenen Entschädigung-Matrix-Generator in der Datenerfassungs-Software gemäß den Anweisungen des Herstellers.
8. FMO Steuerelemente für die Platzierung der Tore für positive Marker Fluoreszenz für Farbstoff Spill over, Konto zu führen, welches die Hauptquelle der Hintergrundfluoreszenz in Experimenten mit ≥4 Farben¹⁶ist. Folgen der allgemeinen Zelloberfläche Färbung Protokoll wie in Schritt 3, jedoch für jede Bedingung weglassen einer des Fluorophore von der Färbung Schritt (wo CD45RA weggelassen wird, auch weglassen den lebenden/Toten Fleck). Erwerben Sie 100.000 Lymphozyten für jede Bedingung.
9. ≤0.5 % der Zellen die Tor-Positivität festgesetzt. Siehe Abbildung 2 illustriert beispielhaft FMO Kontrollen.

(4) Datenanalyse

1. Setzen Sie das Durchflusszytometer Datenerfassungs-Software, eine Schwelle von 5.000 Einheiten auf der FSC-Parameter, sehr kleine Trümmer auszuschließen.
2. Verwenden Sie ein Tor stoppen, um 10.000 cTfh Zellen zu erwerben (CD4⁺ CD45RA^– CXCR5⁺).
   Hinweis: Der einzelne Benutzer kann mehr als 10.000 Zellen zu sammeln. Diese Zahl war ein Kompromiss zwischen sammeln genug Zellen, um aussagekräftige Ergebnisse und der Zeitaufwand für die Sammlung zur Verfügung stellen.
3. Mit einem FSC-Gebiet / SSC-Bereich-Dot-Plot, Zeichnen einer Ellipse oder ein Polygon Tor um die Bevölkerung von Lymphozyten zu wählen, während Trümmer ausgenommen und offenkundig toten Zellen (Veranstaltungen mit einem hohen SSC-Bereich und niedrige FSC-Bereich).
4. Mit einem FSC-Gebiet / FSC-breite Dot Plot, zeichnen ein Polygon Gatter Einzelzellen jedoch ohne Dubletten (Doubletten müssen eine erhöhte Fläche aber ähnlichen breite Einzelzellen) auswählen.
5. Mit einem FSC-Gebiet / CD45RA und Lebensfähigkeit Marker dot Plot, zeichnen Sie ein rechteckiges Tor um CD45RA Leben, wählen^– Zellen (Zellen mit einem niedrigen Fluoreszenz für diese Markierung).
6. Mit einem FSC-Gebiet / CD4 dot Plot, zeichnen Sie ein rechteckiges Tor markieren CD4⁺ Zellen (Zellen mit einer hohen Fluoreszenz für diese Markierung).
7. Mit einem CD4 / CXCR5 dot Plot, zeichnen ein rechteckiges Tor markieren CXCR5⁺ (d.h. cTfh) Zellen (Zellen mit einer hohen Fluoreszenz für diese Markierung).
8. Mit einem CXCR3 / CCR6 Dot-Plot, einen Quad Gatter, cTfh1, cTfh Zellen unterteilen 2 und 17 Zellen (Zellen, die für jede Markierung hoch und niedrig sind).
   Hinweis: Zellen mit dem Phänotyp CD4⁺ CXCR5⁺ CXCR3⁺ CCR6⁺ sind schlecht gekennzeichnet. Wir verweisen auf diese Zellen als cTfh1/17-¹⁸ , weil konventionelle Helfer T-Zellen (CD4⁺ CXCR5^–), das sind Übergang zwischen Th17 und Th1 Show Ausdruck von CXCR3 und CCR6 und wurden als cTfh1/17-¹⁹beschrieben.
9. Verwendung ein PD-1-Histogramm, das Auswahl-Werkzeug verwenden, um cTfh Zellen unterteilen (oder falls gewünscht, die einzelnen cTfh1 2, 17 oder 1/17 Teilmengen) in PD-1^{-/ +} oder ^Hallo Populationen.
   Hinweis: Die Unterscheidung zwischen PD-1⁺ und PD-1^Hallo ist nicht gut definiert, in der Literatur. Den Schwellenwert wurde als der gleichen PD-1 Intensität erforderlich, Bona-Fide Tfh in menschlichen Tonsillen Lymphozyten Suspensionen mit Durchflusszytometrie mit dem gleichen Antikörper-Panel zu erkennen. Alternativ kann ein Marker für die ICOS zum Fenster Antikörper hinzugefügt werden, da nur PD1^Hallo Zellen ICOS⁺sind.

Ergebnisse

Hohen CD4⁺ Reinheit wurde erreicht mit der CD4⁺ Isolierung-Protokoll, das über alle Blutproben zuverlässig wurde von uns getestet (bedeutet: 96,6 %, SD: 2,38, n = 31) (Abbildung 3).

Identifikation von cTfh (CD4⁺ CXCR5⁺ Zellen) in einem repräsentativen normalen Subjekt wird dargestellt (Abb. 4A). Der Anteil der...

Diskussion

Dieses Protokoll stellt eine einfache und effiziente Möglichkeit, periphere cTfh Blutkörperchen, ermöglicht die Erkennung von allen relevanten Teilmengen identifiziert in der Literatur bisher zu analysieren. Blutproben können einfach und effizient erhalten werden, als Teil des standard ambulante Kliniken und serielle Proben parallel mit klinischen Daten gesammelt werden kann. Dies ermöglicht wiederum, prospektive Studien cTfh Teilmengen als Biomarker für die Progression der Erkrankung oder Reaktion auf die Behandlung. Di...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
RosetteSep Humaner CD4+ T-Zell-Anreicherungscocktail	STEMCELL TECHNOLOGIES	15062
Ficoll-Paque PLUS	GE Healthcare Life Sciences	17144003
BUV395 Maus Anti-Human-CD183  Klon 1C6/CXCR3	BD Horizon	565223
BV711 Maus Anti-Human CD196 (CCR6)   Klon 11A9	BD Horizon	563923
BV421 Ratte Anti-Human CXCR5 (CD185) Klonen  RF8B2	BD Horizon	562747
BB515 Maus Anti-Human CD4  Klonen   RPA-T4	BD Horizon	564419
PE Maus Anti-Human CD279  Klon MIH4	BD Pharmingen	557946
APC-H7 Maus Anti-Human CD45RA Klon  HI100	BD Pharmingen	560674
LIVE/DEAD Fixierbares Fleckenset für fernrote tote Zellen, für 633 oder 635 nm Anregung	ThermoFisher Scientific	L34973
Brilliant Stain Buffer	BD Horizon	563794
Anti-Maus Ig, κ/Negative Control Compensation Particles Set	BD CompBead	552843
FACS Aria II Durchflusszytometer	BD Biosciences	644832
FACSDiva 6.1.3	BD Biosciences	643629	Durchflusszytometer-Erfassungssoftware
FlowJo 10.2	Treestar Inc.		Datenanalysesoftware für Durchflusszytometrie
Anti-CXCR3-Antikörper	BD Horizon
Anti-CCR6-Antikörper	BD Horizon
Anti-CXCR5-Antikörper	BD Horizon
Anti-CD4-Antikörper	BD Horizon
Anti-PD-1 Antikörper	BD Pharmingen
Anti-CD45RA Antikörper	BD Pharmingen
Viabilitätsmarker	ThermoFisher Scientsp;	Nr. L34973

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