Methodenartikel

Eine mittelzerebrale Arterienokklusionstechnik zur induzierung einer Depression im Raten nach dem Schlaganfall

DOI:

10.3791/58875

⸱

22. Mai 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology and Critical Care, Soroka University Medical Center, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center, Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Biophysics and Biochemistry, Faculty of Biology, Ecology, and Medicine, Oles Honchar Dnipro National University

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Erratum-Hinweis

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Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier stellen wir ein Protokoll vor, um Depressionen bei Ratten nach dem Schlaganfall zu induzieren, indem wir die mittlere zerebrale Arterie über die innere Carotid-Arterie ausschließen. Wir verwenden den Porsolt-erzwungenen Schwimmtest und den Saccharose-Präferenztest, um induzierte depressive Stimmungen zu bestätigen und zu bewerten.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die poststämtliche Depression (PSD) ist die häufigste aller psychiatrischen Komplikationen, die durch einen ischämischen Schlaganfall entstehen. Größere Mehrheit (ca. 60%) Von allen ischämischen Schlaganfallpatienten leiden an PSD, einer Erkrankung, die als ischämische Schlaganfall-bedingte Vorstufe für einen erhöhten Tod und eine Verschlechterung der Gesundheit angesehen wird. Die Pathophysiologie von PSD ist noch unklar. Um den Entwicklungs-und Vorkommen von PSD weiter zu untersuchen und eine Therapie zu finden, haben wir versucht, ein neues Protokoll zu entwickeln, das das Vertuschen der mittleren zerebralen Arterie (MCA) über die interne Carotid-Arterie (ICA) bei Ratten erfordert. Dieses Protokoll beschreibt ein Modell der PSD, das bei Ratten durch die mittlere zerebrale Arterienverschluss (MCAO) induziert wird. Im Experiment werden auch der Porsolt-Zwangstest und der Saccharose-Präferenztest eingesetzt, um die depressive Stimmung der untersuchten Ratten zu bestätigen und zu bewerten. Anstatt den Katheter durch die äußere Carotid-Arterie (ECA) einzulegen, wie es für das ursprüngliche Verfahren vorgesehen ist, hat diese MCAO-Technik das Monofilament direkt durch die ICA geleitet. Diese MCAO-Technik wurde vor einigen Jahren entwickelt und führt zu einer Verringerung der Sterblichkeit und Variabilität. Es ist allgemein anerkannt, dass die verwendeten Kriterien bei der Auswahl biologischer Modelle bevorzugt werden. Die Daten, die mit diesem Protokoll gewonnen werden, zeigen, dass dieses MCAO-Modell eine Möglichkeit sein könnte, PSD bei Ratten zu induzieren und potenziell zum Verständnis der Pathophysiologie und der zukünftigen Entwicklung neuer Medikamente und anderer neuroprotektiver Wirkstoffe führen könnte.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schlaganfall steht auf der Liste der todbeweiskundierenden Krankheiten inden Vereinigten Staaten von 1,2, 3 anvierterStelle, während er die meisten Behinderungen bei Erwachsenen in den Industrieländernverursacht 4; Dies macht Schlaganfall zu einem führenden Anwärter unter den wichtigsten Gesundheitsproblemen der Welt. Die Normalität bei umschlagsüberlebenden Patienten ist selten, da etwa 15%-40% der Überlebensopfer unter einer dauerhaften Behinderung leiden, 20% eine institutionelle Betreuung 3Monate nach Schlaganfall 5 erfordern und etwa ein Drittel der sechsmonatigen Überlebenden andere benötigen, um ihnen zu helfen, zu leben. Durch jeden Tag6. Schlaganfall soll auch für die steigenden nationalen Gesundheitsausgaben7 verantwortlichsein. Schätzungen der American Heart Association hat die fallbedingten Kosten in den Vereinigten Staaten bei über 50 Milliarden Dollar imJahr 2010 8.

Schlaganfall verursacht nicht nur langfristige Schäden, sondern einige Überlebende neigen dazu, emotionale und Verhaltensstörungen zu erleiden, wie Demenz, Müdigkeit, Angst, Depression, Delirium und Aggression9,10,11 ,12,13, 14. Die wiederkehrende psychologische Fortsetzung nach einem Schlaganfall ist die nach einem Schlaganfall diagnostizierte Depression (PSD), die in etwa40%-50% der Überlebenden15,16, 17diagnostiziertwird. Schlaganfall induzierte Depressionen führen zu erhöhter Morbidität und Mortalität18,19,20,21, 22. Die Pathophysiologie von PSD ist nicht vollständig bekannt, aber sie wird offenbar durch mehrere Faktoren verursacht und ist mit Behinderung, kognitiven Beeinträchtigungen und Läsionenan Ort 23 verbunden.

Das von MCAO geschaffene Rattenmodell der fokalen Hirnischämie ist das am weitesten verbreitete Tiermodell des Schlaganfalls 24,25, 26,27. Bei der Demonstration der Einführung von PSD in Ratten durch den Verschluss des MCA über die ICA werdenTechnikeneingesetzt, die Sterblichkeit und Variabilität im MCAO-Modell minimieren.

Das primäre Ziel dieses Protokolls ist es, die Schritte zur Anregung von PSD in Ratten zu skizzieren, indem man den MCA über die ICA, ein modifiziertes MCAO-Modell, ausschließt, das die Sterblichkeit und das Ergebnis der Variabilität 28 reduziert. Zu den spezifischen Zielen gehören die Durchführung neurologischer und histologischer Untersuchungen (Bestimmung der neurologischen Schwerpunktzahl [NSS], des Volumens der Infarktzone und des Gehirnödems), um die Wirksamkeit von MCAO zu überprüfen und Verhaltenstests zu verwenden, um die Einfluss dieses MCAO-Verfahrens auf die Entwicklung von emotionalen Störungen, vor allem PSD.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Tierpflegeausschuss der Ben-Gurion-Universität des Negev, Israel, genehmigte alle in diesem Protokoll verwendeten Behandlungs-und Testverfahren.

1. Vorbereitung der Ratten auf die Versuchsvorverfahrengestellung

NOTE: Wählen Sie erwachsene männliche Sprague-Dawley-Ratten mit einem Gewicht von 300-350 g.

  1. Die Ratten, vier pro Käfig, in einem Vivarium bei 22 ° C und 40% Luftfeuchtigkeit, mit einem umgekehrten 12 h Licht-/Dunkelzyklus (Licht ab 8:00 Uhr) und unbegrenztem Zugang zu Nahrung und Wasser.
  2. Zufällig weisen Sie die Ratten zwei Gruppen zu, nämlich einer MCAO-Gruppe (N = 24) und einer Scham-Gruppe (N = 19).

2. Vorbereitung der Ratten für die Chirurgie

  1. Um die Ratten auf das modifizierte MCAO-Verfahren vorzubereiten, jede Ratte für 30 Minuten mit einer Mischung aus Isoofluran (4% für Induktion, 2% für die Operation und 1,3% für die Wartung) in 24% Sauerstoff (2 L/min) in einer Induktionskammer anästhesieren und spontan atmen lassen 29 ,30.
    NOTE: Stimulieren Sie den Rückzugs-Reflex der Pedal, indem Sie die Haut mit stumpfen Zangen zwischen den Zehen und den Zehenpolstern kneifen. Betrachten Sie die Tiefe der Anästhesie ausreichend, wenn der Reflex verschwindet.
  2. Halten Sie die Kerntemperatur bei 37 ° C mit einer Heizplatte.
  3. Messen Sie die Körpertemperatur aller Ratten durch eine Sonde, die im Rektum der Ratte platziert wird, bevor Sie den chirurgischen Eingriff beginnen.
  4. Halten Sie die Körpertemperatur konstant (37 ° C) für alle Ratten, um jede hypothermische Wirkung auf das neurologische Ergebnis und jede neurologische Verletzung zu minimieren.
  5. Tragen Sie künstliche Risse Salbe auf die Augen jedes Tieres auf, während sie auf dem Vortisch liegen.
  6. Rüben Sie den Hals jeder Ratte und desinfizieren Sie die Haut mit 70% alkoholhaltigem Chlorhexidin (70% Alkohol und 0,5% Chlorhexidin Gluconat). Wiederholen Sie den Desinfektionsschritt noch zwei Mal.
  7. Bedecken Sie die Ratten mit sterilisierten chirurgischen Vorhängen.

3. Chirurgie (die MCAO-Technik)

NOTE: Führen Sie eine Operation durch, wie sie von Boyko et al.28 beschrieben wurde, und verwenden Sie die Instrumente von McGarry et al. 29und Uluç u.a.30 .

  1. Führen Sie einen ventralen Mittellinie und zerlegen Sie die oberflächliche Faszie.
  2. Führen Sie vorsichtig eine scharfe und stumpfe Trennung innerhalb der drei dreieckigen Muskeln (Sternohyoid, Digastric und sternomastoide Muskel) durch, um die Carotid-Arterien (ECA, ICA und die gemeinsame Carotid-Arterie [CCA]) zu identifizieren.
  3. Die richtige CCA und die ICA sorgfältig zerlegen und aussetzen.
  4. Trennen Sie die rechte CCA und ICA vom Vagusnerv.
    NOTE: Bei der Identifizierung der Carotid-Arterien, wie sie in Schritt 3.2 festgelegt ist, würde die ICA als die Hälfte der CCA-Filialen neben der ECA anerkannt.
  5. Legen Sie einen Katheter (hitzebeöntes oder silikonbeschichtetes 4-0 Nylon) direkt durch die ICA ein, ~ 18,5 -19 mm vom Verzweifungspunkt des rechten CCA in den Kreis von Willis bis zu einem leichten Widerstand, um MCA zu verdecken.
    NOTE: Das wärmebeflachte Filament und das silikonbeschichtete 4-0 Nylon spielen die gleiche Rolle und sind in jüngster Zeit die bevorzugten Monofilamente, da sie eine bessere Verschluss bieten als der schlichte Nylonfaden28,30.
  6. Eine 4-0-Seidense um die ICA direkt über der rechten CCA (Pterygopalatin-Arterie) zu binden, um die ICA in der Nähe des Filamenteinsatzes dauerhaft zu blockieren und zeitweise zu verstreuten.
  7. Die ICA um den intraluminalen Faden binden, um die Seidennaht zu befestigen, um Blutungen zu verhindern.
  8. Unterziehen Sie die Schamratten dem gleichen chirurgischen Eingriff wie die MCAO-Ratten, legen Sie aber stattdesseneinenNylonfaden ein.
    NOTE: Der Nylonfaden, wie das siliziumbeschichtete Nylon, verdeckt die ICA, ist aber nicht so effektiv wie die zweite.
  9. Schließen Sie die Wunde am Hals der Ratte, nachdem Sie den MCA geschlossen haben, schalten Sie die Anästhesie aus und legen Sie die Ratte in einen Inkubator unter Beobachtung, bis sie aufwacht.
    NOTE: Die Notwendigkeit der proximalen Ligation besteht darin, die ICA zu verdecken, und die der zusätzlichen distalen Ligation besteht darin, die Blutungen um das Filament zu reduzieren und an Ort und Stelle zu sichern. Auch sollte die Ratte wenige Minuten nach der Wunde aufwachen.

4. Postoperative Erholung

  1. Amtsträger 5 mL von 0,9% Salzlösung für jede Ratte intraperitoneal, unmittelbar nach der Operation, um Austrocknung zu verhindern.
  2. Administer Schmerzmittel bedingungslos am ersten Tag nach der Operation; Verwenden Sie Meloxicam 1 mg/kg SQ q24 h. Geben Sie verdünnte Dipyrone (0,5 g in 400 ml Trinkwasser aufgelöst) an Ratten, die Symptome von Schmerzen während der ersten 3 Tage zeigen.
  3. Opfer von Ratten mit Anfällen (Anfälle werden durch den erhöhten intrakraniellen Druck durch Gehirnödem oder Gehirnblutung 28 verursacht).

5. Neurologische Severity-Score31

NOTE: Diese Prozedur wird von zwei Beobachtern durchgeführt, die nicht an dem chirurgischen Verfahren teilnehmen; Sie testen die neurologischen Defizite und die Gradmotordefizite auf eine Gesamtpunktzahl von 0-432. Die Auswertung dieser Punktzahl kann in unterschiedlichen Zeitabständen erfolgen; In dieser Untersuchung wurde es 50 Minuten, 24 Stunden, 7, 15 und 30 Tage nach der Operation durchgeführt. Hier finden Sie die Schritte zur Bewertung der NSS. Obwohl es in dieser Situation keine Notwendigkeit ist, ist diese Punktzahl erforderlich, um Schlaganfall bei Nagetieren zu ermitteln, um die Behandlung zu verabreichen.

  1. Legen Sie die Ratte auf einen Keramikboden und lassen Sie sie sich für 1 Minute frei bewegen.
  2. Ziehen Sie die Ratte vorsichtig am Schwanz nach hinten und sind sie wie folgt sorgenvoll.
    1. Sorde die Ratte mit der Punktzahl 0 für kein neurologisches Defizit.
    2. Grade die Ratte mit der Punktzahl 1 für Vorderbflexion.
    3. Sorde die Ratte mit der Punktzahl 2 für kontralateral-schwachen Vorderglied.
    4. Sorde die Ratte mit der Punktzahl 3 für die Zirkulation auf der paretischen Seite, wenn sie durch den Schwanz gezogen wird.
    5. Sorde die Ratte mit der Punktzahl 4 fürspontanes Kreisen 32.
      NOTE: Wenn mehr als eine der Reaktionen beobachtet wird, wird die Aktion mit einer höheren Punktzahl bevorzugt.

6. Bestimmung des Infarct-Volumens (Hhistologische Untersuchung)

  1. Messung des Infarktvolumens
    NOTE: Führen Sie dieses Verfahren, wie zuvorbeschrieben33,34. Messen Sie das Volumen des Gehirns mit 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC), das sich 24 Stunden nach der Reperfusion verfärbt.
    1. Ethanisieren Sie fünf Ratten aus jeder Gruppe, 24 Stunden nach der letzten NSS, indem sie in einer Induktionskammer einer Isofluran-Überdosis ausgesetzt werden.
    2. Die Ratten verdassen und ihre Gehirne mit einer kleinen Schere und Zange schnell isolieren.
    3. Die isolierten Gehirne in 0,9% Salz waschen.
    4. Prüfen Sie Blutungen auf dem Gehirn, um die Mäuse, die subarachnoide Blutungen im Kreis Willis unterzogen ausschließen.
    5. Legen Sie jedes Gehirn auf eine saubere Glasscheibe auf eine-20 ° C-Eispackung und legen Sie sie dann 5 Minuten lang in einen-20 ° C-Kühlschrank, um das Gehirn leichter zu schneiden.
    6. Nehmen Sie die Glasscheibe mit dem Gehirn auf sie aus dem-20 ° C-Kühlschrank, legen Sie sie wieder auf die-20 ° C Eispackung und zerlegen Sie den Frontalpol und das Kleinhirn mit Klinge und Zangen.
    7. Schneiden Sie das Gehirn horizontal in 2 mm Dicke mit einer Klinge, um sechs Scheiben zu produzieren.
    8. Bereiten Sie eine 0,05% TTC-Lösung vor, indem Sie 1,25 g TTC-Pulver zu 500 ml normaler Salzlösung vor dem Opfer hinzufügen, übertragen Sie die Lösung auf eine 24-Brunnen-Platte (1 ml pro Brunnen), die mit Folie bedeckt ist, und speichern Sie sie bei 4 ° C.
      NOTE: Der mit TTC befleckte und gebeizte Gewebebegewebe ist lichtempfindlich.
    9. Mit Zangen die Hirnscheiben auf die 24-Well-Platte mit der TTC-Lösung (eine Scheibe pro Brunnen) übertragen und die Scheiben in der Lösung ausstrecken.
    10. Den Plattengehalt bei 37 ° C in einem flachen Wasserbad 30 min anbraten.
    11. Die TTC-Lösung vom Teller aus mit einer Pipette aufsaugen, mit einer Gehirnwäsche waschen und bei Raumtemperatur 30 min inkubieren.
    12. Legen Sie die Scheiben in der Reihenfolge, in der sie geschnitten wurden, auf ein Laborglas und untersuchen Sie die Segmente mit einem Scanner.
    13. Analysieren Sie die Infarktgröße als Prozentsatz der gesamten Gehirnscheibe, mit Hilfe von ImageJ-Analysesoftware, die auf visueller Identifizierung basiert.
  2. Analyse des Infarktvolumens 35
    1. Quantifizieren Sie das Infarktvolumen mit Hilfe einer Standard-Bildanalyse-Software (ImageJ) und analysieren Sie das Infarkt-Hirnvolumen als Prozentsatzdergesamten Gehirngröße 33.
    2. Legen Sie die Hirnscheiben auf Glasmikroskop-Dias und scannen Sie sie mit einem optischen Scanner mit einer hohen Auflösung (1.600 x 1.600 dpi) für eine adäquate Analyse.
    3. Die Bilder aussuchen und die Skala für alle Bilder standardisieren, wobei der metrische Lineal verwendet wird, der im gescannten Bild enthalten ist.
    4. Messen Sie den Bereich des markierten Pallors in sechs aufeinanderfolgenden 2 mm Koronalen Abschnitten mit einem Wandwerkzeug (Tracing) und Freehand-Auswahl auf der ImageJ1.37v-Software 36.
    5. Berechnen Sie das indirekte Infarktvolumen mit der folgenden Formel37.

7. Messung der Hirnödema38

NOTE: Hirnödem wurde 24 Stunden nach dem letzten MCAO gemessen.  Euthanierung von Tieren mit starkem neurologischem Defizit, die mindestens drei Tage lang beim Essen und Trinken stören, mehr als 20% Gewichtsverlust, Hemiplegie oder Anfälle.

  1. Bewerten Sie die Größe des Ödems der rechten Hemisphäre, indem Sie die Zusammenstellung der teilweise in Scheiben geschnittenen Flächen verwenden, um die Volumina der rechten und linken Hemisphäre in beliebigen Einheiten (Pixel) zu berechnen.
    NOTE: Verwenden Sie die ImageJ 1.37v-Software für diese Berechnung, nach dem optischen Scannen (Auflösung: 1.600 x 1.600 dpi). Wählen Sie den Interessenbereich aus und nutzen Sie die Messfunktion aus dem Analysemenü. Makros wurden bei unserer Untersuchung verwendet.
  2. Drücken Sie den Bereich des Gehirns in der Regel Ödeme als Prozentsatz der Standardbereiche in der nicht betroffenen kontralateralen Hemisphäre.
  3. Berechnen Sie den Schwellungsgrad mit der zuvor entwickelten Gleichung 39.

8. Verhaltensmuster

  1. Führen Sie Verhaltenstests zwischen den Tagen 30 und 33 nach der Operation in einem geschlossenen, ruhigen und lichtgesteuerten Raum durch.
  2. Weisen Sie den Ermittlern, die alle experimentellen Verfahren geblendet haben, alle Verhaltenstests mit einem kommerziell erhältlichen Programm auf Video zu versenden.
  3. Sukrose-Präferenztest40,41
    1. Platzieren Sie die Ratten in einzelne Käfige in den gleichen Raum wie dort, wo sie während des dunklen Zyklus untergebracht sind.
    2. Für die nächsten 24 Stunden, legen Sie eine Flasche von 100 ml von 1% (w/v) Saccharose Lösung in jedem Käfig mit der Ratte getestet werden und ermöglichen für die Anpassung der Ratte.
    3. Nach 24 Uhr die Ratten 12 Stunden lang Nahrung und Wasser berauben, indem sie die Flaschen entfernen.
    4. Dann nach 12 Uhr zwei Flaschen in jeden Käfig für 4 Stunden legen, eine mit 100 ml Leitungswasser und eine andere mit 100 ml Saccharose-Lösung (1% [w/v]).
    5. Notieren Sie die Menge an Saccharose Lösung und Wasser, das von Ratten in Millilitern verbraucht wird. Berechnen Sie die Affinität zur Saccharose wie folgt.
  4. Porsolt erzwang Schwimmprüfung42
    NOTE: Der Porsolt-Zwangstest wurde durchgeführt, wie in einem früheren Protokoll beschrieben, das von Zeldetz et al. 40 und Boyko et al.42veröffentlicht wurde. Das Prinzip dieses Tests besagt, dass, wenn Ratten gezwungen sind, in einem begrenzten Gebiet zu schwimmen, von wo aus sie nicht entkommen können, sie schließlich unbeweglich werden und jegliche Versuche, demWasser 43,44zu entkommen, einstellen. Dieser Test wurde während des dunklen Zyklus in einem anderen Raum durchgeführt.
    1. Legen Sie jede Ratte in einen vertikalen Plexiglaszylinder (Höhe: 100 cm; Durchmesser: 40 cm) mit 80 cm Wasser bei 25 ° C für 15 min für Gewöhnung.
    2. Die Ratte herausnehmen und in einem beheizten Gehäuse (32 ° C) 15 Minuten trocknen lassen.
    3. Bringe die Ratte in ihren (ursprünglichen) Käfig zurück.
    4. Wiederholungsschritt 8.4.1 24 Stunden später, diesmal für die Untersuchung, für 5 min.
    5. Videotape den 5-minütigen Test und berechnen die Gesamtdauer der Unbeweglichkeit während dieses Zeitraums.

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Ergebnisse

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Histologische Befunde (Tabelle 1) ergaben im Vergleich zu Tieren der Schamkontrollgruppe ein statistisch signifikantes Infarktvolumen als Prozentsatz des gesamten Gehirns (p < 0.0001) nach-MCAO. Auch wurde ein statistisch signifikantes Hirnödem berichtet, als die Auswertung aus der Versuchsgruppe (p < 0.0003) mit der der Schamkontrollgruppe nebeneinander gestellt wurde.

Die in Tab...

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Diskussion

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Eine der Möglichkeiten, wie die hier präsentierte MCAO-Technik als sicherer angesehen werden könnte als das ursprüngliche MCAO-Modell, zeigt sich daran, dass die ECA und ihre Zweige, einschließlich der Okzidentarterie, der Terminallinguale und der Kiefernarterie, nicht beeinträchtigt werden. Beim Verschluss des MCA über die ICA. Der Ausgesatz des ECA (und seiner Zweige) durch den ursprünglichen MCAO-Modell, durch die distale Trennung und Gerinnung von46, verursacht eine beeinträchtigte Mastifizier...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir danken Professor Olena Severynovska vom Institut für Physiologie der Fakultät für Biologie, Ökologie und Medizin der Oles Honchar Dnipro Universität, Dnipro, Ukraine für ihre Unterstützung und hilfreiche Beiträge zu unseren Diskussionen. Die gewonnenen Daten sind Teil der Doktorarbeit von R.K.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Saugfähiges Pad---
Schwarz glanzlose Plexiglasbox--(120 cm & mal 60 cm - mal 60 cm), unterteilt in eine 25% zentrale Zone und die umgebende Grenzzone
FlaschenTechniplastACBT0262SU150 mL Flaschen gefüllt mit 100 mL Wasser und 100 mL 1% (w/v) Saccharoselösung
Elektroschock-HeizsystemUltasonic Inc.--
Horizon-XLMennen Medical Ltd
Imaging SystemKodak-FürBildgebung und Quantifizierung
Monofilament--
-PapierhandtücherApotheke-TrockeneHandtücher, die verwendet werden, um Ratten nach dem Eintauchen in Wasser trocken zu halten
Pexiglass Zylinder--ein 100 cm hoher Zylinder mit einem Durchmesser von 40 cm, der für die Durchführung des erzwungenen Schwimmtests verwendet wird
Purina ChowPurina5001Nagetier-Laborfutter, das Ratten, Mäusen und Hamstern verabreicht wird, ist eine Lebenszyklusnahrung, die seit über 5 Jahrzehnten in der biomedizinischen Forschung verwendet wird. Ratten ad libitum in diesem Experiment zur Verfügung gestellt
RattenkäfigeTechniplast2000PKonventionelles Gehäuse für Nagetiere. Wurde während des gesamten Experiments für die Unterbringung von Ratten verwendet
Scanner Canon CanoScan4200F-Videokamera
ETHO-VISION (Noldus)-Digitale Videokamera zur hochauflösenden Aufzeichnung des Verhaltens von Ratten im Freilandtest

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Miniño, A. M., Murphy, S. L., Xu, J., Kochanek, K. D. Deaths: final data for 2008. National Vital Statistics Reports. 59 (10), 1-126 (2011).
  2. Roger, V. L., et al. Executive summary: Heart disease and stroke statistics-2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 125 (1), 188-197 (2012).
  3. Towfighi, A., Saver, J. L. Stroke declines from third to fourth leading cause of death in the United States: Historical perspective and challenges ahead. Stroke. 42 (8), 2351-2355 (2011).
  4. Guo, J. M., Liu, A. J., Su, D. F. Genetics of stroke. Acta Pharmacologica Sinica. 31 (9), 1055-1064 (2010).
  5. Lloyd-Jones, D., et al. Heart disease and stroke statistics - 2010 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 121 (7), e46-e215 (2010).
  6. Warlow, C. P. Epidemiology of stroke. Lancet. 352 (Suppl 3), SIII1-SIII4 (1998).
  7. Demaerschalk, B. M., Hwang, H. M., Leung, G. US cost burden of ischemic stroke: A systematic literature review. The American Journal of Managed Care. 16 (7), 525-533 (2010).
  8. Heidenreich, P. A., et al. Forecasting the future of cardiovascular disease in the United States: A policy statement from the American Heart Association. Circulation. 123 (8), 933-944 (2011).
  9. de Groot, M. H., Phillips, S. J., Eskes, G. A. Fatigue associated with stroke and other neurologic conditions: Implications for stroke rehabilitation. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 84 (11), 1714-1720 (2003).
  10. Kim, J., Choi, S., Kwon, S. U., Seo, Y. S. Inability to control anger or aggression after stroke. Neurology. 58 (7), 1106-1108 (2002).
  11. Leys, D., Hénon, H., Mackowiak-Cordollani, M. S., Pasquier, F. Poststroke dementia. Lancet Neurology. 4 (11), 752-759 (2005).
  12. McManus, J., Pathansali, R., Stewart, R., Macdonald, A., Jackson, S. Delirium post-stroke. Age and Ageing. 36 (6), 613-618 (2007).
  13. Robinson, R. G. Poststroke depression: Prevalence, diagnosis, treatment, and disease progression. Biological Psychiatry. 54 (3), 376-387 (2003).
  14. Tang, W., et al. Emotional incontinence and executive function in ischemic stroke: A case-controlled study. Journal of the International Neuropsychological Society. 15 (1), 62-68 (2010).
  15. Astrom, M., Adolfsson, R., Asplund, K. Major depression in stroke patients: A 3-year longitudinal study. Stroke. 24 (7), 976-982 (1993).
  16. Eastwood, M. R., Rifat, S. L., Nobbs, H., Ruderman, J. Mood disorder following cerebrovascular accident. The British Journal of Psychiatry. 154, 195-200 (1989).
  17. Robinson, R. G., Bolduc, P. L., Price, T. R. Two-year longitudinal study of poststroke mood disorders: Diagnosis and outcome at one and two years. Stroke. 18 (5), 837-843 (1987).
  18. Kauhanen, M., et al. Poststroke depression correlates with cognitive impairment and neurological deficits. Stroke. 30 (9), 1875-1880 (1999).
  19. Morris, P. L., Robinson, R. G., Andrzejewski, P., Samuels, J., Price, T. R. Association of depression with 10-year poststroke mortality. The American Journal of Psychiatry. 150 (1), 124-129 (1993).
  20. Paolucci, S., et al. Post-stroke depression, antidepressant treatment and rehabilitation results. A case-control study. Cerebrovascular Diseases. 12 (3), 264-271 (2001).
  21. Schwartz, J. A., et al. Depression in stroke rehabilitation. Biological Psychiatry. 33 (10), 694-699 (1993).
  22. Williams, L. S., Ghose, S. S., Swindle, R. W. Depression and other mental health diagnoses increase mortality risk after ischemic stroke. The American Journal of Psychiatry. 161 (6), 1090-1095 (2004).
  23. Whyte, E., Mulsant, B. Post-stroke depression: Epidemiology, pathophysiology, and biological treatment. Biological Psychiatry. 52, 253-264 (2002).
  24. Belayev, L., Alonso, O. F., Busto, R., Zhao, W., Ginsberg, M. D. Middle cerebral artery occlusion in the rat by intraluminal suture. Neurological and pathological evaluation of an improved model. Stroke. 27 (9), 1616-1623 (1996).
  25. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  26. Spratt, N. J., et al. Modification of the method of thread manufacture improves stroke induction rate and reduces mortality after thread-occlusion of the middle cerebral artery in young or aged rats. Journal of Neuroscience Methods. 155 (2), 285-290 (2006).
  27. Yu, F., Sugawara, T., Chan, P. H. Treatment with dihydroethidium reduces infarct size after transient focal cerebral ischemia in mice. Brain Research. 978 (1-2), 223-227 (2003).
  28. Boyko, M., et al. An experimental model of focal ischemia using an internal carotid artery approach. Journal of Neuroscience Methods. 193 (2), 246-253 (2010).
  29. McGarry, B. L., Jokivarsi, K. T., Knight, M. J., Grohn, O. H. J., Kauppinen, R. A. A Magnetic Resonance Imaging Protocol for Stroke Onset Time Estimation in Permanent Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (127), e55277(2017).
  30. Uluç, K., Miranpuri, A., Kujoth, G. C., Aktüre, E., Başkaya, M. K. Focal Cerebral Ischemia Model by Endovascular Suture Occlusion of the Middle Cerebral Artery in the Rat. Journal of Visualized Experiments. (48), e1978(2011).
  31. Boyko, M., et al. Morphological and neurobehavioral parallels in the rat model of stroke. Behavioural Brain Research. 223 (1), 17-23 (2011).
  32. Menzies, S. A., Hoff, J. T., Betz, A. L. Middle cerebral artery occlusion in rats: a neurological and pathological evaluation of a reproducible model. Neurosurgery. 31 (1), 100-107 (1992).
  33. Boyko, M., et al. Cell-free DNA - A marker to predict ischemic brain damage in a rat stroke experimental model. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 23 (2), 222-228 (2011).
  34. Zheng, Y., et al. Experimental Models to Study the Neuroprotection of Acidic Postconditioning Against Cerebral Ischemia. Journal of Visualized Experiments. 125 (125), e55931(2017).
  35. Poinsatte, K., et al. Quantification of neurovascular protection following repetitive hypoxic preconditioning and transient middle cerebral artery occlusion in mice. Journal of Visualized Experiments. (99), e52675(2015).
  36. ImageJ. , Available from: https://imagej.nih.gov/ij/ (2018).
  37. Liu, S., Zhen, G., Meloni, B. P., Campbell, K., Winn, H. R. Rodent stroke model guidelines for preclinical stroke trials. Journal of Experimental Stroke & Translational Medicine. 2 (2), 227(2009).
  38. Boyko, M., et al. Pyruvate's blood glutamate scavenging activity contributes to the spectrum of its neuroprotective mechanisms in a rat model of stroke. European Journal of Neuroscience. 34 (9), 1432-1441 (2011).
  39. Kaplan, B., et al. Temporal thresholds for neocortical infarction in rats subjected to reversible focal cerebral ischemia. Stroke. 22 (8), 1032-1039 (1991).
  40. Zeldetz, V., et al. A New Method for Inducing a Depression-Like Behavior in Rats. Journal of Visualized Experiments. (132), e57137(2018).
  41. American Psychiatric Association. Diagnostic and Statistical Manual of Mental Disorders, Fourth Edition. , American Psychiatric Association. Washington, DC. (2000).
  42. Boyko, M., et al. Establishment of an animal model of depression contagion. Behavioural Brain Research. 281, 358-363 (2015).
  43. Porsolt, R. D., Anton, G., Blavet, N., Jalfre, M. Behavioral despair in rats: a new model sensitive to antidepressant treatments. European Journal of Pharmacology. 47 (4), 379-391 (1978).
  44. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  45. Ifergane, G., et al. Biological and Behavioral Patterns of Post-Stroke Depression in Rats. Canadian Journal of Neurological Sciences. 45 (4), 451-461 (2018).
  46. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  47. Dittmar, M., Spruss, T., Schuierer, G., Horn, M. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2003).
  48. Ryan, C. L., et al. An improved post-operative care protocol allows detection of long-term functional deficits following MCAo surgery in rats. Journal of Neuroscience Methods. 154 (1-2), 30-37 (2006).
  49. Aspey, B. S., Cohen, S., Patel, Y., Terruli, M., Harrison, M. J. Middle cerebral artery occlusion in the rat: consistent protocol for a model of stroke. Neuropathology and Applied Neurobiology. 24 (6), 487-497 (1998).
  50. Spratt, N. J., et al. Modification of the method of thread manufacture improves stroke induction rate and reduces mortality after thread-occlusion of the middle cerebral artery in young or aged rats. Journal of Neuroscience Methods. 155 (2), 285-290 (2006).
  51. Cryan, J. F., Markou, A., Lucki, I. Assessing antidepressant activity in rodents: recent developments and future needs. Trends in Pharmacological Sciences. 23 (5), 238-245 (2002).
  52. Nestler, E. J., et al. Preclinical models: status of basic research in depression. Biological Psychiatry. 52 (6), 503-528 (2002).

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Formal Correction: Erratum: A Middle Cerebral Artery Occlusion Technique for Inducing Post-stroke Depression in Rats
Posted by JoVE Editors on 2/07/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Middle Cerebral Artery Occlusion Technique for Inducing Post-stroke Depression in Rats. The Authors section was updated.

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Dmitri Frank

to

Dmitry Frank

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RattenmodellPorsolt Forced Swim TestSaccharose Pr ferenztestMessung des InfarktvolumensNeurological Severity ScoreAnalyse des Hirn demshistologische AnalyseArteria carotis interna

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