Methodenartikel

Chronische Implantation des gesamten kortikalen Electrocorticographic Arrays in der Weißbüschelaffe

DOI:

10.3791/58980

⸱

1. Februar 2019

 ,  ,  , 
1Laboratory for Molecular Analysis of Higher Brain Function, RIKEN Center for Brain Science, 2Laboratory for Marmoset Neural Architecture, RIKEN Center for Brain Science, 3Department of Physiology, Keio University School of Medicine, 4Department of Ultrastructural Research, National Center of Neurology and Psychiatry

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Wir haben eine ganze kortikale Electrocorticographic-Array für die Weißbüschelaffe entwickelt, die kontinuierlich fast die gesamte Mantelfläche des Kortex, aus dem okzipitalen Pol an die zeitlichen und frontal Pole abdeckt. Dieses Protokoll beschreibt eine chronische Implantationsverfahren des Arrays in den Epiduralraum des Gehirns Marmoset.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Electrocorticography (ECoG) ermöglicht die Überwachung des elektrischen Feldes Potentiale aus der Großhirnrinde mit hoher räumlich-zeitliche Auflösung. Jüngste Entwicklung von dünnen und flexiblen ECoG-Elektroden hat Wärmeleitung stabile Aufnahmen von großen kortikale Aktivität ermöglicht. Wir haben eine ganze kortikalen ECoG-Array für die Weißbüschelaffe entwickelt. Das Array kontinuierlich deckt fast die gesamte Mantelfläche der kortikalen Hemisphäre aus dem okzipitalen Pol an die zeitlichen und frontal Pole, und es fängt ganz kortikale neuronale Aktivität auf einen Schlag. Dieses Protokoll beschreibt eine chronische Implantationsverfahren des Arrays in den Epiduralraum des Gehirns Marmoset. Krallenaffen haben zwei Vorteile bezüglich ECoG Aufnahmen, wobei die homologen Organisation der anatomischen Strukturen im Menschen und Makaken, einschließlich zeitliche frontalen und parietalen komplexe. Ein weiterer Vorteil ist, dass die Marmoset Gehirn Lissencephalic und enthält eine große Anzahl von komplexen, die sind schwieriger zu Makaken mit ECoG, zugreifen, die das Gehirn Oberfläche ausgesetzt sind. Diese Features ermöglichen direkten Zugang zu den meisten kortikalen Gebieten unter der Oberfläche des Gehirns. Dieses System bietet die Möglichkeit, globale kortikale Informationsverarbeitung mit hohen Auflösungen zu einem Sub Millisekunde Bestellung rechtzeitig und Millimeter-Auftrag im Raum zu untersuchen.

Einleitung

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Kognition erfordert die Koordination der neuronalen Ensembles in weit verbreiteten Gehirnnetzwerke, besonders der Großhirnrinde, die ist gut ausgebaut, beim Menschen und glaubten an höheren kognitiven Verhaltensweisen zu beteiligen. Wie der Neocortex dieses kognitive Verhalten erreicht, ist jedoch ein ungelöstes Problem im Bereich Neurowissenschaften. Jüngste Entwicklung von dünnen, flexiblen Electrocorticographic (ECoG) Elektroden ermöglicht Wärmeleitung stabile Aufnahmen von großen kortikale Aktivität1. Fujii und Kollegen entwickelten eine ganze kortikalen ECoG-Array für Makaken-Affen-2,-3. Das Array kontinuierlich deckt fast die gesamte seitliche Kortex, vom okzipitalen Pol um die zeitliche und frontal Pole, und fängt ganz kortikale neuronale Aktivität auf einen Schlag. Wir haben dieses System zur Anwendung in der gemeinsamen Marmoset4,5, eine kleine, neue Welt Affe mit genetischen Manipulierbarkeit6,7weiterentwickelt. Dieses Tier hat mehrere Vorteile im Vergleich zu anderen Arten. Die visuelle, auditive, somatosensorische, motor, und frontalen kortikalen Bereiche dieser Art wurden bisher zugeordnet und berichtet, dass homologe Grundorganisation in Menschen und Makaken8,9, die gleichen Gebiete 10 , 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16. ihre Gehirne sind glatt, und die meisten seitlichen kortikalen Bereiche an der Oberfläche der Hirnrinde, die schwieriger ist, Zugang mit ECoG in Makaken ausgesetzt sind. Die Marmoset eignet basierend auf diese Funktionen, sich für Electrocorticographic Studien. Darüber hinaus Krallenaffen soziale Verhaltensweisen und dienen als Modell für menschliche Sozialverhalten17Kandidaten vorgeschlagen wurden.

Dieses Protokoll beschreibt eine epidurale Implantationsverfahren ECoG-Arrays auf die gesamten Mantelfläche des Kortex in ein Weißbüschelaffe. Es bietet die Möglichkeit, großflächige kortikale Aktivität für kortikale Neurowissenschaften Primaten, einschließlich der sensorischen, motorischen, überwachen höheren kognitiven und sozialen Bereiche.

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Protokoll

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Dieses Protokoll wurde auf 6 gemeinsame Krallenaffen durchgeführt (4 Rüden, 2 Hündinnen; Körpergewicht = 320-470 g; Alter = 14-53 Monate). Alle Verfahren wurden entsprechend den Empfehlungen der nationalen Institute der Gesundheit Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren durchgeführt. Das Protokoll wurde von RIKEN Ethikkommission (Nr. genehmigt. H28-2-221(3)). Alle chirurgischen Eingriffe unter Narkose durchgeführt wurden, und wurden alle Anstrengungen unternommen, die Anzahl der Versuchstiere sowie ihre Beschwerden zu minimieren.

1. Vorbereitung

  1. Erhalten Sie ein Bild strukturelle Magnetresonanztomographie (MRI) von jedem einzelnen Gehirn. Hiermit werden Elektrodenpositionen durch Registrierung mit einem Marmoset Gehirn Atlas und Computertomographie (CT) zu identifizieren.
  2. Vorbereitung des ECoG-Arrays: bereiten Sie eine maßgeschneiderte Multichannel-ECoG-Array (Abbildung 1A). Ein 96ch ECoG Array besteht aus zwei Blättern mit 32 und 64 Elektroden. Um individuelle Unterschiede in der Größe des Gehirns gerecht zu werden, hat das ECoG-Array einen flexiblen Arm. Der Arm kann die zeitliche Pole, abhängig von individuellen Gehirnform abdecken. Platzieren Sie die Referenzelektroden im Gegensatz zu den ECoG-Elektroden und die gleiche Fahrtrichtung Masseelektroden konfrontiert.
    1. Montieren Sie das ECoG-Array mit einem Connector-Fall (Abbildung 1 b) und versiegeln Sie Lücken des Steckers (Abbildung 1) mit Acryl-Klebstoff, um den Zustrom von Flüssigkeit während der Operation zu verhindern. Das Array mit Ethylen Oxid-Gas zu sterilisieren.
  3. Bereiten Sie und sterilisieren Sie der Instrumente.
    Hinweis: Alle verwendeten Instrumente sind in der Tabelle der Materialienaufgeführt.

2. Implantation von ECoG-Array

Hinweis: Einnahme von Nahrung und Flüssigkeit größer als 4 h vor der Operation zurückziehen. Führen Sie alle OP-Schritte mit aseptischen mit sterilen Handschuhen und Instrumente.

  1. Pre-Implantationen
    1. Induzieren Sie Anästhesie in die Marmoset durch intramuskuläre (i.m.) Injektion von Ketamin (15 mg/kg) 5 min nach der Injektion i.m. Atropin (0,08 mg/kg).
    2. Zu betäuben und Pflege Anästhesie mit Isofluran (ca. 1-3 % verdünnt mit einer Mischung aus Sauerstoff/Lachgas) abhängig von den physiologischen Zustand des Tieres, die kontinuierlich überwacht werden. Stellen Sie sicher, dass die Herzfrequenz 130-180 BPM und Monitor Körpertemperatur und Sauerstoffsättigung des arteriellen Blutes (SpO2) kontinuierlich, Zustand des Tieres zu beurteilen ist.
    3. Rasieren Sie oben auf den Kopf des Tieres mit Klipper und ein Haarentferner. Voll spülen Haarentfernung Creme von der Haut mit nassen Gaze, oder es werden Hautschäden verursachen.
    4. Ein Antibiotikum verabreichen (Cefovecin; 16 mg/kg s.c.), Antihypertensiva (Furosemid; 2,0 mg/kg i.m.) und K1 (Carbazochrome Natrium Sulfonate Hydrat; 0,2 mg/kg i.m.).
    5. Legen Sie das Tier auf einem stereotaktischen Rahmen. Gelten Sie zu diesem Zeitpunkt 2 % Lidocain Gelee für die Ohr-Bars und ophthalmologische Salbe für die Augen, Trockenheit und postoperative Schmerzen zu verhindern.
    6. Desinfizieren Sie den OP-Bereich mit Jod-Lösung und mit sterilen Tüchern abgedeckt. Der Ort der Hautinzision 2 % Lidocain Gelee zuweisen.
  2. Verfahren der Implantation
    1. Ca. 4 cm über der Mittellinie der Kopfhaut mit einem Skalpell Haut einzuschneiden. Lösen Sie den zeitlichen Muskel vom Schädel mit einer Kürette, bis alle OP-Bereich ausgesetzt ist. Reinigen, Gewebe auf der Oberfläche der Schädel und die Blutung komplett mit Druck Blutstillung und Knochen Wachs, wenn nötig. Wickeln Sie den Rand der Haut und Muskeln mit angefeuchteten Gaze. Halten Sie die Gaze befeuchtet während der Operation.
    2. Setzen Sie den vorderen Rand des Arrays auf die Kante der vorderen Stange. Markieren Sie einen geplante Bereich für die Kraniotomie, Schlitze und Löcher auf den Schädel mit einem sterilen Stift. Die Kraniotomie Lage hängt die Gestaltung des Arrays (Abbildung 2).
    3. Bohren Sie die Kraniotomie entlang Mark 1, wie in Abbildung 2dargestellt. Während des Bohrens des Knochens, bläst Luft an der Spitze weiterhin eine klare Sicht für den Operateur. Weiter, schneiden Sie den Knochen rundum Mark 2, wie das Stück Knochen noch Dura in der Mitte angebracht wird. Heben Sie das Stück sanft von einer Kante und der Dura mit einem Spachtel abziehen. Dieser Prozess muss langsam und vorsichtig durchgeführt werden, oder es wird die Dura leicht reißen.
      1. Entfernen Sie die Knochen-Tipps aus dem Knochen und wickeln Sie das Stück mit angefeuchteten Gaze, wie dieses Stück nach Implantation des Arrays zurückgegeben werden.
    4. Führen Sie Kraniotomie 3 und 4, wie in Abbildung 2dargestellt. Diese ermöglichen das Einfügen der Elektroden in den orbitofrontalen und okzipitalen Bereichen, beziehungsweise.
    5. Bohren Sie Schlitze auf Mark 5, wie in Abbildung 2dargestellt. Diese Schlitze ermöglichen die Untersuchung des Arrays um sicherzustellen, dass es richtig eingelegt ist.
    6. Die Dura werden jetzt ausgesetzt werden. Waschen Sie den Bereich mit Kochsalzlösung und die Blutung mit Druck Blutstillung und einem Gelatine-Schwamm, wenn nötig. Der Rand des offenen Kraniotomie müssen mit einer Kürette oder Knochen Rongeur gereinigt werden.
    7. Machen Sie die Schlitze (6 in Abbildung 2gekennzeichnet) in denen die Referenzelektroden platziert werden. Platzieren Sie die Referenzelektroden in den Epiduralraum bei Contra-Lateral sensomotorischen und okzipitalen Bereich. Die Position sollte experimentelle Bedürfnissen bestimmt werden.
    8. Bohrer Schraubenlöcher an vier Punkten um jeden Stamm des Steckers mit einer 1,0 mm Schraube (Kreuze in Abbildung 2). Zur Vermeidung von Schäden an der Dura Angelegenheit Einfügen einer Spachtel unter dem Schädel. Diese Löcher sollten gegen den Schädel orthogonal sein. Anschließend installieren Sie PEEK Schrauben (1,4 x 2,5 mm) als Anker, den Anschluss an den Schädel zu beheben.
    9. Legen Sie das ECoG-Array in den Epiduralraum. Verwendung Flathead Zange um das Array zu halten.
      Hinweis: Das Array sollte ohne Bücken eingefügt werden. Wenn das Array gebogen ist, erstellen Sie einen angemessenen Raum durch Einfügen einer Spachtel zwischen dem Schädel und Dura. Wenn die Biegung durch die relativ geringe Größe des Gehirns verursacht wird, schneiden Sie einige der Elektroden.
    10. Befestigen Sie die Referenz und Boden Elektroden mit einer zahnärztlichen Acryl. Die kraniale Oberfläche Referenzelektroden in den Epiduralraum und Masseelektroden aufsetzen. Beide Kontakte sollte den Schädel zeigen.
    11. Legen Sie die Knochen Stück zurück und befestigen Sie die Connector und Leiter Post an den Schädel mit dental Acryl auf die Schrauben.
    12. Naht der Haut mit 6-0 Nylon an der Stirn und der hintere Kopf, und die Haut an den Seiten des Steckers mit Haut Verschlüsse befestigen.
  3. Nach der Implantation Verfahren
    1. Entfernen Sie das Tier aus dem stereotaktischen Rahmen. Stellen Sie sicher, dass das Tier warm und mit Sauerstoff während der folgenden Schritte gehalten wird.
    2. Unmittelbar nach der Operation Spritzen Sie das Tier mit Meloxicam (0,3 mg/kg i.m.), postoperative Schmerzen zu verringern. Verwalten eine entzündungshemmende Kortikosteroide (Dexamethason; 2,0 mg/kg i.m.) und subkutanen Infusion (gesäugt Ringer Lösung; 5,0 mL), einschließlich Famotidine (0,5 mg/kg) als ein Gastroprotectant.
      Hinweis: Eine gleichzeitige Verwendung von NSAR mit Steroiden hat ein Potential für Magen-Darm-Nebenwirkungen.
    3. Nachdem das Tier erholt hat (Bestätigung von Herzfrequenz und SpO2), Überwachung der Vitalfunktionen zu entfernen und das Tier in der Intensivstation für 2-3 Tage zu übertragen.

3. postoperative Behandlung

Hinweis: Es dauert in der Regel 5 Tage für die Tiere von der Operation erholen.

  1. Zur Vermeidung von Gehirn Schwellung verwalten Sie entzündungshemmende Kortikosteroide Dexamethason (2,0 mg/kg) zweimal täglich am ersten Tag nach der Operation. Dann reduzieren Sie die Dosis auf 1,5 mg/kg zweimal täglich auf den zweiten und dritten Tagen und 1 mg/kg zweimal täglich am vierten Tag.
  2. Schmerzlinderung (Meloxicam, 0,1 mg/kg Oral, einmal täglich) und ein K1 verwalten (Carbazochrome Natrium Sulfonat Hydrat, 0,2 mg/kg i.m., zweimal am Tag) für 5 Tage nach der Operation.
    Hinweis: In unserem Fall wurde von 1-2 Tagen nach der Operation einige Krallenaffen (3 von 6), weniger aktiv und erbrach. Dies kann durch erhöhten intrakranialen Druck durch ein Blutgerinnsel entstanden sind. Wenn Krallenaffen diese Symptome vorgestellt, wir den Kopf wieder geöffnet und entfernt das Gerinnsel unter Vollnarkose (Alfaxalone). Gäbe es keine Biegung des ECoG Arrays während der Implantation, war das Blutgerinnsel wahrscheinlich in dem Raum zwischen Arrays und wo die Knochen Stück zurückgegeben wurde. In diesem Fall kann das Blutgerinnsel entfernt indem du Kochsalzlösung in den Raum mit einem Katheter gespült werden. Dieses Vorgehen führt in der Regel zur Erholung in das Tier.
  3. Identifikation der Elektrode Standorte
    1. Führen Sie ca. 1 Woche nach der Operation eine Computertomographie (CT) Untersuchung des Computers von den Kopf des Tieres.
      Hinweis: Dies ist eine gute Gelegenheit zu prüfen, ob Signale richtig aufgezeichnet werden können. Öffnen Sie das Gehäuse des Steckers und entfernen Sie Blutgerinnsel zu, wenn sie vorhanden sind.
    2. Richten Sie T2-gewichteten MRT zur stereotaktischen Koordinaten mit AFNI Software18 (https://afni.nimh.nih.gov) (Abbildung 3A aus). Richten Sie das CT-Bild auf T2-gewichteten anatomischen Magnetresonanz-Bilder mit AFNI (Abb. 3 b). Registrieren Sie AFNI und Ameisen19einen Marmoset Gehirn Atlas zur MRT (Abbildung 3).

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Ergebnisse

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Das gesamte kortikalen ECoG-Array kann neuronalen Aktivität aus der Gesamtheit einer Halbkugel gleichzeitig erfassen. Abbildung 4 zeigt Beispiele von akustisch evozierten Potentialen (AEPs) aus mehreren auditiven Bereichen in einem wach Marmoset. ECoG-Aufnahmen wurden in passive Hörbedingungen durchgeführt. Jede Marmoset wurde auf auditive Reize, die bestand aus randomisierten Sinustönen mit 20 Arten von Frequenz ausgesetzt. Dann berechnet wir AEPs anhand der...

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Diskussion

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Für eine erfolgreiche Implantation sollte Tiere mit adäquater Ernährung vor und nach der Operation erfolgen. Kurzer Betriebszeit ist auch wichtig, das Tier Erholung zu optimieren. Die Vorbereitungen sollten mindestens einen Tag vor der Operation beendet werden. Um die Betriebszeit zu verringern, empfiehlt Kraniotomie Vorbildung mit Elektrode Array einfügen bei gekündigten Tieren für andere experimentelle Zwecke. Tabelle 1 zeigt ein Beispiel für den zeitlichen Verlauf für dieses Protokoll.

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Offenlegungen

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MK ist die Anwendung für ein Patent auf ganze kortikalen ECoG-Array haben sie in diesem Protokoll (Nr. 2018-210975) verwendet.

Danksagungen

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Wir danken für die Bereitstellung, Tierpflege, Training und wach-Aufnahmen Yuri Shinomoto. Das ECoG-Arrays wurden von Cir-Tech (www.cir-tech.co.jp) hergestellt. Darüber hinaus möchten wir Editage (www.editage.jp) für die englische Sprache Bearbeitung zu danken. Diese Arbeit wurde von der Brain Mapping durch integrierte Neurotechnologien für Krankheit Studien (Gehirn/Geist), der Japan-Agentur für medizinische Forschung und Entwicklung (AMED) (JP18dm0207001), Gehirn-Science-Projekt des Zentrums für Roman Science Initiativen (unterstützt. CNSI), National Institute of Natural Sciences (NINS) (BS291004, m.k.) und von der Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) KAKENHI (JP17H06034, m.k.).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Becher (100 cc)Outocrave
WattebauschOutocrave
AbsorptionsdreieckeFine Science Tools Inc.18105-03Outocrave
Wattestäbchen mit feiner SpitzeClean Cross Co., Ltd.HUBY340 BB-013Outocrave
GazeOutocrave
HandtuchzangeOutocrave
SkalpellgriffOutocrave
NadelhalterOutocrave
Iris SchereOutocrave
Micro-Moskito PinzetteOutocrave
Adson, 1x2 ZähneOutocrave
KnochenküretteOutocrave
Micro SpaturaFine Science Tools Inc.10091-12Outocrave
Nadelhalter, 12,5 cm, gebogene, glatte BackenWorld Precision Instruments14132Outocrave
Gefäßdilatator, 12 cm, 0,1 mm SpitzeFine Science Tools Inc.18131-12Outocrave
Gefäßdilatator, 12 cm, 0,2 mm SpitzeFine Science Tools Inc.18132-12Outocrave
Rongeur mit feiner SpitzeFine Science Tools Inc.16221-14Outocrave
Manipurator eines stereotaktischen RahmensGassterilisationsschlüssel
für den ManipuratorGassterilisation
Handgefertigte Vorrichtung für den AnschlussGassterilisation
Silikonbecher für ZahnacrilGassterilisation
Silikonbecher hlderGas Sterilisation
PinselGassterilisation
BleistiftGassterilisation
Mikroschraube, 1,4 mm x 2,0 mmNippon Chemical Screw Co., Ltd.PEEK/MPH-M1.4-L2Gassterilisation
Schraubendreher für die MikroschraubeGassterilisation
Mikromotor-Handstück eines BohrersGassterilisation
Edelstahlfräser, 1,4 mmGassterilisation
Edelstahlfräser, 1,0 mmGassterilisation
Bohrer, 1,2 mmGassterilisation
Gummi-LuftgebläseGas-Sterilisation

Referenzen

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