Methodenartikel

Hochempfindliche Messung der Glomerularpermeabilität bei Mäusen mit Fluorescein-Isothiocyanat-Polysukrose 70

DOI:

10.3791/59064

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9. August 2019

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1Department of Nephrology, Medical Faculty, Heinrich-Heine-University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier stellen wir ein Protokoll zur Prüfung der glomerulären Permeabilität bei Mäusen mit einem hochempfindlichen, nicht radioaktiven Tracer vor. Diese Methode ermöglicht repetitive Urinanalysen mit kleinen Urinvolumina.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Verlust von Albumin im Urin (Albuminurie) sagt kardiovaskuläres Ergebnis voraus. Unter physiologischen Bedingungen werden kleine Mengen von Albumin durch den Glomerulus gefiltert und im Röhrensystem bis zum Erreichen der Absorptionsgrenze resorbiert. Frühe Zunahmen der pathologischen Albuminfiltration können daher durch die Analyse von Albuminurie übersehen werden. Daher erscheint die Verwendung von Tracern zur Prüfung der glomerulären Permselektivität vorteilhaft. Fluoreszierend markierte Tracer fluorescein isothiocyanat (FITC)-Polysucrose (d.h. FITC-Ficoll) kann verwendet werden, um die glomeruläre Permselektivität zu untersuchen. FITC-Polysucrose-Moleküle werden durch den Glomerulus frei gefiltert, aber nicht im Röhrensystem resorbiert. Bei Mäusen und Ratten wurde FITC-Polysucrose in Modellen der glomerulären Permeabilität mit technisch komplexen Verfahren (d. h. radioaktive Messungen, Hochleistungsflüssigkeitschromatographie [HPLC], Gelfiltration) untersucht. Wir haben ein AUF FITC-Polysucrose Tracer basierendes Protokoll modifiziert und erleichtert, um frühe und geringfügige Erhöhungen der glomerulären Permeabilität zu FITC-Polysukrose 70 (Größe von Albumin) bei Mäusen zu testen. Diese Methode ermöglicht repetitive Urinanalysen mit kleinen Urinvolumina (5 l). Dieses Protokoll enthält Informationen darüber, wie der Tracer FITC-Polysukrose 70 intravenös aufgetragen und Urin über einen einfachen Harnkatheter gesammelt wird. Urin wird über einen Fluoreszenzplattenleser analysiert und zu einem Urinkonzentrationsmarker (Kreatinin) normalisiert, wodurch technisch komplexe Verfahren vermieden werden.

Einleitung

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Funktionelle oder strukturelle Defekte innerhalb der glomerulären Filtrationsbarriere erhöhen die glomeruläre Durchlässigkeit gegenüber Albumin, was zur Detektion von Albumin im Urin (Albuminurie) führt. Albuminuria sagt kardiovaskuläres Ergebnis voraus und ist ein wichtiger Marker für glomeruläre Verletzungen1. Selbst niedrige Niveaus von Albuminurie, die im normalen Bereich liegen, sind mit einem erhöhten kardiovaskulären Risikoverbunden 1.

Unter physiologischen Bedingungen wird Albumin durch den Glomerulus gefiltert und fast vollständig im Röhrensystem2,3resorbiert. Bei Mäusen wird der Nachweis von Albumin im Urin in der Regel durch einen Albumin-Enzym-linked Immunosorbent Assay (ELISA) aus 24 h Urinsammlung durchgeführt. Wenn Urin aus einer 24 h Urinsammlung oder Spot-Urin verwendet wird, können kleine Unterschiede in den Albumin-Konzentrationen aufgrund von Assay-Empfindlichkeitsproblemen übersehen werden. Die meisten Forscher verwenden daher Tiermodelle, in denen Albuminurie durch robuste Nierenverletzungen durch Toxine, Medikamente und Nierenoperationen induziert wird.

Daher ist die Suche nach einer sensiblen Methode zur Erkennung kleiner und vorübergehender Veränderungen der glomerulären Permeabilität für das Feld sehr wichtig. Rippe et al. haben ein Rattenmodell zur Prüfung der glomerulären Permeabilität vorgelegt, indem sie einen fluoreszierend beschrifteten Tracer, nämlich FITC-Polysukrose 70 (d.h. FITC-Ficoll 70), in der Größe von Albumin4auftragen. Die Tracer-Anwendung ermöglicht die Prüfung von kurzfristigen Veränderungen der glomerulären Permeabilität (innerhalb von Minuten) und ist sehr empfindlich4. Zwei Studien haben die Tracer-Methode bei Mäusen5,6verwendet. Trotz ihrer Vorteile hat diese Methode leider Nachteile: Sie ist technisch sehr komplex, radioaktiv und invasiv. Eine weitere Analyse des Urins erfolgt nur durch Gelfiltration oder Größenausschluss HPLC5,6.

In diesem Beitrag stellen wir eine alternative, empfindliche, nicht radiozentrische und schnelle Methode zur Messung der glomerulären Permeabilität bei Mäusen mit fluoreszierend beschriftetem FITC-Polysukrose 70 vor. Durch die Einführung eines transurethralen Katheters ist die Urinsammlung weniger invasiv als Blasenpunktion, Urethrotomie und suprapubische Katheteranwendung und ermöglicht eine Urinsammlung mindestens alle 30 min. Die Urinanalyse wird aus kleinen Mengen (5 fluoreszierenden Plattenleser. Tracer-Konzentrationen im Urin werden mit einem enzymatischen Kreatinin-Assay zu Kreatininkonzentrationen im Urin normalisiert.

Daher bietet diese neuartige Methode ein empfindliches Werkzeug, um frühe glomeruläre Verletzungen mit erhöhter glomerulärer Permeabilität zu untersuchen.

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Protokoll

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Die Untersuchungen wurden gemäß den Richtlinien des Leitfadens für die Pflege und Verwendung von Labortieren (US National Institutes of Health Publication No. 85-23, revidiert 1996) durchgeführt. Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den einschlägigen institutionellen Zulassungen durchgeführt (Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz [LANUV] Referenznummer 84-02.04.2012.A397).

1. Vorbereitung von Instrumenten, Lösungen und Ausrüstung

  1. FitC-Polysucrose 70 mit 0,9% sterilem Natriumchlorid (NaCl) auf eine Endkonzentration von 10 mg/ml (d. h. 100 mg in 10 ml NaCl) rekonstituieren.
  2. Dialyse FITC-Polysucrose 70 Lösung zur Entfernung freier FITC-Moleküle über Nacht bei 4 °C (Molekulargewichtsabschaltung [MWCO] bei 10.000). Verwenden Sie 1 L 0,9% sterile NaCl pro 10 ml FITC-Polysukrose 70 unter ständigem Rühren. Vor Licht schützen. Aliquot die dialysierte FITC-Polysukrose 70 und lagern Sie sie bei -20 °C.
  3. Für die FITC-Polysukrose 70 bolus, fügen Sie 4 l von 10 mg/ml FITC-Polysukrose 70 Lösung zu 996 l von 0,9% NaCl (die Endkonzentration von FITC-Polysukrose 70: 40 g/ml).
  4. Für die Ausgleichsinfusionslösung 20 l einer 10 mg/ml FITC-Polysukrose-70-Lösung auf 9,98 ml von 0,9 % sterilem NaCl hinzufügen, was zu einer Endkonzentration von 20 g/ml führt.
  5. Für die experimentelle Lösung Medikamente oder Substanzen in die Infusionslösung geben (z.B. für Angiotensin II [Ang II] [100 ng/kg/min] für eine 25 g Maus, fügen Sie 3 l Ang II einer 1 mM Lösung hinzu).
  6. Für die Operation bereiten Sie einen Rasierer, zwei chirurgische Klemmen, eine chirurgische Schere, zwei Pinzette, zwei feine Pinzette, eine feine Schere und Tupfer. Bereiten Sie zwei 10 cm Seidenfäden (4-0 bis 6-0) für Ligationsverfahren vor.
  7. Für die Platzierung eines zentralen Venenkatheters eine 10 ml Spritze mit einer 21 G Nadel vorbereiten. Legen Sie die Nadelspitze in einen 30 cm langen Katheter (mit einem Innendurchmesser [ID] von 0,58 mm). Schließen Sie den 0,58 mm Katheter an einen 10 cm Katheter (mit einer ID von 0,28 mm) an. Schneiden Sie die Spitze des kleineren Katheter schräg, um eine scharfe Spitze zu schaffen, die in die juguläre Vene eingeführt wird.
  8. Bereiten Sie die Anästhesie (d. h. intraperitoneale Anästhesie Ketamin, 100 mg/kg Körpergewicht, und Xylazin, 5 mg/kg Körpergewicht).
  9. Bereiten Sie einen 22 G Angiokatheter vor, indem Sie die Nadel entsorgen und den Katheter 1 cm von der Spitze aus markieren. Heizen Sie das Heizkissen auf 37 °C vor.
  10. Bereiten Sie ein Blutdruckmessgerät vor und wechseln Sie bei Bedarf die Blutdruckmessmembran.

2. Vorbereitungsphase

  1. Harnkatheter
    HINWEIS: Abschnitt 2.1 folgt dem Protokoll, wie es von Reis et al.7beschrieben wird. Abbildung 1 und Ergänzende Abbildung 1 zeigen die Platzierung eines Harnkatheters bei weiblichen Mäusen.
    1. Anästhesisieren Sie die Maus mit Ketamin/Xylazin (siehe Schritt 1.8). Verwenden Sie den Zehen-Pinch-Test, um die richtige Anästhesie zu bestätigen. Um die Anästhesie aufrechtzuerhalten, wiederholen Sie die Anästhesie (z.B. mit der halben Dosierung) nach 60 min. Eine richtige Anästhesie wird bestätigt, wenn der Zehenkneifentest nicht zu einem Reflexentzug führt.
      HINWEIS: Weibliche FVB-Mäuse werden in diesem Protokoll verwendet.
    2. Positionieren Sie die Maus in dorsaler Rekumbency auf einem 37 °C Heizkissen. Ziehen Sie den Unterbauch fest und finden Sie das Urethralostium (z.B. unter dem Mikroskop).
    3. Verwenden Sie den Kunststoffteil des Katheters eines 22 G Angiokatheters und schmieren Sie ihn mit Xylocain-Gel. Führen Sie es vorsichtig 3 mm in das Urethralostium ein, während Parallele zur distalen Harnröhrenachse (Abbildung1A).
    4. Drehen Sie die Spitze des Angiokatheters um 180°, indem Sie die Spitze innerhalb des Harnröhrenostiums halten und die Achse der Harnröhre beibehalten (Abbildung 1B).
    5. Führen Sie den Katheter 7 mm weiter in die Maus ein, so dass er in die Blase gelegt wird (Abbildung 1C). Zwingen Sie den Katheter nicht über den Widerstand hinaus. Korrigieren Sie die Position des Katheters von Anfang an, wenn Widerstand empfunden wird. Beachten Sie, dass, wenn die Position des Harnkatheters korrekt ist, Urin bereits innerhalb des Katheters erscheinen könnte.
    6. Legen Sie eine 1,5 ml braune Röhre über die Oberseite des Angiokatheters, um den Urin zu sammeln. Tragen Sie 1 ml 0,9% NaCl subkutan auf, um die Urinproduktion zu verbessern.
  2. Zentraler Venenkatheter
    1. Rasieren Sie den Hals der Maus und legen Sie es in Recumbency mit dem Kopf in Richtung des Chirurgen. Hyperextend den Kopf der Maus mit einem Band.
    2. Desinfizieren Sie den Hals mit 70% Isopropanol. Machen Sie einen kleinen Hautschnitt (5 mm) unterhalb der Kieferlinie, mit einer Pinzette und einer Schere. Schneiden Sie die Haut ca. 1 cm in Richtung des Brustbeins, bis die Mitte des Brustbeins erreicht ist.
    3. Sezieren Sie vorsichtig die Haut auf der rechten Seite des Halses, mit einer Schere. Machen Sie einen rechteckigen Schnitt der Haut auf der rechten Seite der Maus, um das Weichgewebe des Halses zu belichten. Verwenden Sie eine Schere und eine Pinzette. Fixieren Sie die Hautklappen mit zwei Klemmen.
      HINWEIS: Die Jugularvene verläuft entlang der linken Seite der Schilddrüse oder ist leicht vom rechten Lappen der Schilddrüse bedeckt. Verwenden Sie nach diesem Schritt ein Mikroskop für die Chirurgie.
    4. Die Jugularvene vorsichtig durch stumpfe Zubereitung aussetzen, mit der Spitze der feinen Pinzette. Vermeiden Sie Verletzungen an Venenzweigen.
      HINWEIS: Es kann notwendig sein, Gewebe mit einer feinen Schere zu entfernen. Seien Sie vorsichtig, wenn Sie eine Schere verwenden, um Gewebe zu entfernen, da es das Risiko von Blutungen erhöht.
    5. Legen und schließen Sie eine Ligatur mit einem Seidenfaden (4-0 bis 6-0) am distalen Teil der sichtbaren Jugularvene (in Richtung des Kopfes der Maus). Setzen Sie Die Ligatur an, indem Sie den Seidenfaden mit einem Klebeband fixieren, um eine leichte Spannung an der Jugularvene zu gewährleisten. Bereiten Sie eine Ligatur um den proximalen Teil der Jugularvene vor.
    6. Füllen Sie den Katheter mit der Gleichgewichtsinfusionslösung (siehe Schritt 1.4) und fixieren Sie den Katheter mit einem Klebeband, so dass der Katheter die Jugularvene ausrichtet. Kontrolle für Blasen, um Luftembolie zu vermeiden.
    7. Heben Sie die Jugularvene mit feiner Pinzette an der Einsteckstelle an (die Einfügestelle ist 1–2 mm proximal der Ligatur). Richten Sie die Schläuche parallel zur Jugularvene aus. Punktieren Sie die juguläre Vene, zielen auf das Lumen, und setzen Sie für etwa 2–4 mm, parallel zur Achse der Jugularvene. Vermeiden Sie lebhafte Bewegungen.
    8. Schließen Sie die Ligatur, um den Katheter zu fixieren. Kontrolle für dichige Ligatur durch sorgfältiges Betrachten durch das Mikroskop. Legen Sie einen feuchten Tupfer über den Ort der Operation.
  3. Blutdruckmessung
    1. Legen Sie die Schwanzmanschette an der Unterseite des Mausschwanzes, während die Maus in dorsaler Restauneubekeit liegt. Starten Sie die Messungen und wiederholen Sie sie 10x pro Zeitpunkt. Erstellen Sie aus den Messungen einen Mittelwert.
    2. Passen Sie die Position der Schwanzmanschette an, wenn Blutdruckmessungen nicht korrekt erscheinen und falsche Daten erstellt werden.

3. Ausgleichsphase

  1. Ändern Sie das Harnsammelrohr, bevor die Gleichgewichtsphase beginnt, und legen Sie es auf Eis.
  2. Führen Sie eine 10 ml Spritze, gefüllt mit FITC-Gleichgewichtsphasenlösung (siehe Schritt 1.4), mit einer 21 G Nadel und dem größeren Katheter (mit einem ID-Id von 0,58 mm) ein und legen Sie sie in die Spritzenpumpe.
  3. Falten Sie einen Tupfer und legen Sie ihn um den Kleinen-Gefäß-Katheter (mit einer ID von 0,28 mm), der in die Jugularvene eingeführt wird. Legen Sie den Katheter in den Tupfer. Legen Sie eine Klemme über den Tupfer, um retrograde Durchblutung oder Luftembolie abzuschaffen. Schließen Sie eine 27 G Nadel mit einer 1 ml Spritze, die mit dem FITC Bolus gefüllt ist, an das Ende des Kleingefäßkatheters an.
  4. Öffnen Sie die Klemme und tragen Sie den FITC-Bolus (100 l) auf. Schließen Sie die Klemme erneut und verbinden Sie den größeren Katheter mit dem kleineren Katheter. Starten Sie die Spritzenpumpe mit 0,008 ml/min (0,480 mL/h). Setzen Sie die Infusion für 60 min fort.

4. Versuchsphase

HINWEIS: In dieser Phase kann die Wirkung von Medikamenten auf die glomeruläre Permselektivität untersucht werden.

  1. Ändern Sie das Harnrohr (Zeitpunkt 0 min) in ein weiteres 1,5 ml braunes Rohr. Legen Sie einen Tupfer um den Kleingefäßkatheter und schließen Sie eine Klemme, wie in Schritt 3.3 angegeben.
  2. Trennen Sie den großen Katheter vom Kleingefäßkatheter. Ändern Sie die Spritzen in die experimentellen Phasenlösungen (siehe Schritt 1.5). Lassen Sie die Infusionspumpe laufen, so dass der große Katheter mit der Gleichgewichtslösung gefüllt wird.
  3. Schließen Sie die Katheter wieder an, während Sie Luftembolie vermeiden und die Klemme wieder öffnen. Starten Sie die Spritzenpumpe mit 0,008 ml/min.
  4. Fahren Sie die Spritzenpumpe 60 min weiter und sammeln Sie danach den Urin im Harnröhrchen (Urin 60 min). Legen Sie den Urinschlauch auf Eis.
  5. Opfern Sie die Maus durch Zervixverrenz während der Anästhesie. Vor der Entsorgung wird die Maus 5 Minuten lang beobachtet, um sicherzustellen, dass sie tot ist.

5. Urinanalyse

  1. Fluoreszenzmessung
    1. Den Harnpool auftauen und 1:10 mit phosphatgepufferter Saline (PBS) verdünnen.
      HINWEIS: Der Harnpool ist ein Urinpool, der von gesunden Mäusen in einer 12-24 h Urinsammlung in einem Stoffwechselkäfig gesammelt wurde.
    2. Vorbereiten von Standards für die Fluoreszenzmessung. Nehmen Sie 10 braune 1,5 ml-Röhrchen und beschriften Sie sie für roh (1:10 verdünnter Urinpool) und die folgenden FITC-Polysucrose-70-Konzentrationen (0,625, 1,25, 2,5, 5, 10, 20, 40, 80 und 160 g/ml).
    3. Pipetten Sie 246 l verdünnten Urinbecken in ein 1,5 ml braunes Rohr und fügen Sie 4 l der FITC-Polysukrose 70-Lagerkonzentration (siehe Schritt 1.1) hinzu, um eine Endkonzentration von 160 g/ml FITC-Polysukrose 70 zu erhalten. Pipetten Sie 100 l des verdünnten Urinpools in alle anderen Röhren.
    4. 1:2 verdünnen, indem 100 l des 160-g/ml-FITC-Polysukrose-70-Rohrs in das 80-g/ml-Rohr einfließen und mit den anderen Konzentrationen fortfahren. Gewährleisten Sie eine richtige Mischung der verdünnten Konzentrationen (z. B. durch Wirbeln des Rohres, bevor Sie fortfahren).
    5. Verdünnen Sie die Urinproben der Maus (0 min, 60 min) 1:10 mit verdünntem Harnbecken.
    6. Pipette 5 l jeder Standard-FITC-Polysukrose-70-Konzentration und der Maus-Urinproben als Triplicate in einer schwarzen 384-Well-Platte. Zentrifugieren Sie die Platte bei 1.000 x g für 15 s, um Blasen zu vermeiden.
    7. Analysieren Sie die 384-Well-Platte in einem Plattenleser. Führen Sie die Anregung bei 496 nm durch und messen Sie die Fluoreszenz bei 525 nm.
  2. Kreatinin-Messung
    1. Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers. Bereiten Sie kurz die Kreatinin-Standards vor, indem Sie 10 l der 100 mM-Standardlösung für Kreatinin mit 990 l Kreatinin-Assay-Puffer verdünnen, um eine Standardlösung von 1 mM vorzubereiten.
    2. Fügen Sie 0, 2, 4, 6, 8 und 10 l der 1 mM Kreatinin-Standardlösung in eine 96-Well-Platte ein, um 0, 2, 4, 6, 8 bzw. 10 nmol/well-Standards zu erzeugen. Fügen Sie jedem Brunnen einen Kreatinin-Assay-Puffer hinzu, um das Volumen auf 50 l zu erhöhen.
    3. Bereiten Sie die Reaktionsmischungen vor, indem Sie 42–44 L Kreatinin-Assay-Puffer, 2 l Kreatinase, 2 l Kreatininase, 2 l Kreatinin-Enzym-Mix und 2 l Kreatinin-Sonde hinzufügen. Für den Rohling verwenden Sie 44 l Kreatinin-Assay-Puffer, 2 l Kreatinase, 2 l Kreatinin-Enzym-Mix und 1–2 l Kreatinin-Sonde.
    4. Fügen Sie jedem Brunnen in der 96-Well-Platte 50 l des entsprechenden Reaktionsmixes hinzu und inkubieren Sie ihn 60 min auf einem horizontalen Shaker bei 37 °C. Schützen Sie die Platte während der Inkubation vor Licht. Messen Sie die Absorption bei 570 nm auf einem Plattenleser.
    5. Berechnen Sie die Kreatininkonzentrationen, indem Sie den Leerwert von allen Messwerten subtrahieren. Das Ergebnis ist die Einheit Nanomole/Mikroliter. Multiplizieren Sie die Konzentration von Kreatinin mit dem Molekulargewicht von Kreatinin (113,12 ng/nmol), um die Einheit Nanogramm/Mikroliter zu erhalten.

6. Datenanalyse

  1. Berechnen Sie die FITC-Polysukrose 70 Urinkonzentration aus der Standardkurve.
  2. Verweisen Sie auf die FITC-Polysukrose-70-Urinkonzentrationen auf Kreatininkonzentrationen in der repräsentativen Urinprobe.
  3. Verweisen Sie die Urin 60 min Proben auf Urin 0 min Proben von Kontrollen und behandelten Mäusen.

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Ergebnisse

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Wie in Abbildung 2dargestellt, ist die Methode zur Prüfung der glomerulären Permeabilität bei Mäusen in drei Phasen aufgebaut. Die erste Phase wird als Vorbereitungsphase bezeichnet, in der ein Harnkatheter und ein zentraler Venenkatheter platziert werden. Die zweite Phase wird als Ausgleichsphase bezeichnet, beginnend mit einer intravenösen Bolusinjektion von FITC-Polysukrose 70 und gefolgt von der kontinuierlichen Infusion von FITC-Polysukrose 70 für 60 min...

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Diskussion

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Die vorgestellte Methode ermöglicht es dem Prüfer, die glomeruläre Permeabilität bei Mäusen auf sehr empfindliche Weise mit einem Tracer zu testen. Mit dieser Methode kann eine kurzfristige Erhöhung der glomerulären Permeabilität mit nur geringen Mengen Urin diagnostiziert werden. Die wichtigsten Schritte für die erfolgreiche Beherrschung dieser Technik sind 1) die Entwicklung manueller Expertise in der Mauschirurgie, insbesondere in der Kanulation einer zentralen Vene, 2) Platzierung des Harnkatheters ohne Beeinträchtig...

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren danken Christina Schwandt, Blanka Duvnjak und Nicola Kuhr für ihre außergewöhnliche technische Unterstützung und Dr. Dennis Sohn für seine Hilfe beim Fluoreszenzscan. Diese Forschung wurde durch ein Stipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) SFB 612 TP B18 an L.C.R. und L.S. unterstützt. Der Geldgeber hatte keine Rolle bei der Erstellung, Datenerhebung und -analyse, der Entscheidung zur Veröffentlichung oder der Vorbereitung des Manuskripts.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Motic SMZ168 BLMoticSMZ168BLMikroskop für die Mauschirurgie
KL1500LCDPulch- und Lorenzmikroskopie150500Licht für die Mauschirurgie
MicrofederschereBraun, AesculapFD100RFeinschere
Durotip Feine ScherenBraun, AesculapBC210Rfür Halsschnitt
Anatomische PinzetteBraun, AesculapBD215Rfür die Chirurgie 
Prä parierklemmeAesculapBJ008Rfür die Chirurgie 
SeraflexSerag WiessnerIC108000Seidenfaden
Ketamin 10%MedistarAnästhesie
Rompun (Xylazin) 2%BayerAnästhesie
Feinbore Polyethylen Schlauch ID 0,28 mm OD 0,61 mmPortex800/100/100Katheter
Feine Bore Polyethylen Schlauch ID 0,58 mm OD 0,96 mmPortex800/100/200Katheter
Harvard Apparat 11 PlusHarvard Apparatus70-2209Spritzenpumpe
BD Insyte AutoguardBD381823  Harnkatheter
Multimode-Detektor DTX 880Beckman CoulterPlattenleser
384 Well MikrotiterplatteNunc262260384 Well Platte
Kreatinin Assay KitSigma-AldrichMAK080zur Messung der Kreatininkonzentration
96 Well PlatteNunc260836für Kreatinin-Assay 
FITC-markierte Polysuccrose 70TBDConsultancy FP70FITC-Ficoll
Angiotensin IISigma-AldrichA9525zur Prüfung der glomerulären Permeabilität
BP-98ASoftronzur Blutdruckmessung
OTS 40.3040Medite01-4005-00Heizplatte für die Mauschirurgie
Instillagel 6mLFarco-Pharma GmbHfür Harnkatheter
ExactaAesculapGT415Rasierer

Referenzen

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