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Methodenartikel

Intramucosal Impfung des Plattenepithelkarzinom Zellen in Mäusen für Tumor immun Profilierung und Behandlung Antwort Bewertung

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DOI:

10.3791/59195

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22. April 2019

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1Department of Radiation Oncology, University of Colorado Denver - Anschutz Medical Campus, 2Department of Anesthesiology, University of Colorado Denver - Anschutz Medical Campus, 3Division of Radiology, University of Colorado Denver - Anschutz Medical Campus

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir eine reproduzierbare Methode für die Entwicklung einer orthotopen Mausmodell von Kopf und Hals Squamous Zelle Krebsgeschwür. Tumoren zeigen klinisch relevante histopathologischen Merkmale der Krankheit, einschließlich der Nekrose, schlechte Differenzierung und Knotenpunkte Metastasen immun Infiltration. Tumor-tragenden Mäusen Symptome klinisch relevante wie Dysphagie, Kiefer Verschiebung und Gewichtsverlust.

Zusammenfassung

Kopf und Hals Squamous Zelle Krebsgeschwür (lokal) ist eine schwächende und tödliche Krankheit mit einer hohen Prävalenz von Wiederholung und Therapieversagen. Um bessere therapeutische Strategien zu entwickeln, Verständnis Tumor microenvironmental Faktoren, die die Therapieresistenz ist wichtig. Ein wesentliches Hindernis für das Verständnis der Krankheitsmechanismen und Verbesserung der Therapie wurde ein Mangel an murine Zell-Linien, die die aggressive und metastasierten Natur des menschlichen HNSCCs ähneln. Darüber hinaus ein Großteil der murinen Modellen beschäftigen subkutane Implantationen von Tumoren, die wichtige physiologische Funktionen der Kopf-Hals Region, einschließlich hohe Gefäßdicke, umfangreiche lymphatischen Gefäßsystem und resident Schleimhaut Flora fehlen. Der Zweck dieser Studie ist, zu entwickeln und eine Orthotopic Modell der lokal zu charakterisieren. Wir beschäftigen zwei genetisch unterschiedliche murinen Zelllinien und etablierten Tumoren in der bukkale Schleimhaut von Mäusen. Wir optimieren Kollagenase-basierte Tumor-Verdauung-Methoden für die optimale Verwertung von Einzelzellen aus etablierten Tumoren. Die hier vorgestellten Daten zeigen, dass Mäuse stark vaskularisierte Tumoren entwickeln, die in regionalen Lymphknoten metastasieren. Einzellige multiparametric Masse Zytometrie Analyse zeigt die Anwesenheit von verschiedenen immun Bevölkerungsgruppen mit myeloische Zellen repräsentieren den Großteil aller Immunzellen. Das Modell in dieser Studie vorgeschlagen hat Anwendungen in der Krebsbiologie, Tumorimmunologie und präklinischen Entwicklung neuer Therapeutika. Die Ähnlichkeit des orthotopen Modells zur klinischen Merkmale menschlicher Erkrankungen bieten eine Tool für verbesserte Übersetzung und verbesserte Behandlungsergebnisse.

Einleitung

LOKAL ist die fünft häufigste Malignom weltweit, mit über 600.000 Patienten diagnostiziert jährlich1. Trotz der aggressiven Behandlung mit Chemotherapie und Strahlentherapie (RT) bleibt die allgemeine Überlebensrate (OS) für lokal Patienten ohne human Papilloma Virus (HPV) Infektion unter 50 % nach 5 Jahren2. Dies ist weitgehend auf eine hochkomplexe Tumor Mikroumgebung zurückzuführen, wie Tumoren ihren in mehreren unterschiedlichen anatomischen Standorten innerhalb der Kopf-Hals-Region Ursprung können, einschließlich bukkale Schleimhaut, Zunge, Boden des Mundes, Nasenhöhle, Mundhöhle, Rachen, Oropharynx und Hypopharynx. Darüber hinaus die Kopf-Hals-Bereich ist stark durchblutet und enthält fast die Hälfte aller Lymphknoten im Körper3. Ein Großteil der Studien zur Untersuchung von Kopf und Hals Tumorbiologie setzen auf Tumormodellen im Großraum Flanke. Solche Modelle bieten Einblick in Tumor-inneren Mechanismen, aber der Mangel an einheimischen Kopf- und Halskrebs Mikroumgebung kann die translationale Potenzial solcher Befunde erheblich beeinträchtigen. Eine Methode, die verwendet wurde, um orale Tumoren induzieren ist durch den Kontakt mit dem Karzinogen 9,10-Dimethyl-1,2-Benzanthracene (DMBA)4. Jedoch diese Methode zugeordnet ist ein langwieriger Prozess, induziert Tumoren bei Ratten und Hamster, aber nicht bei Mäusen, und die daraus resultierenden Tumoren besitzen nicht viele der histologischen Merkmale von differenzierten SCCs5,6. Die Einführung der carcinogen4-Nitroquinoline 1-oxid (4-Blessings), ein wasserlösliches Chinolon-Derivat, Maus orale Tumoren bei mündlich ergab aber auch litt lange Belichtungszeiten (16 Wochen) und eine begrenzte nehmen Rate innerhalb und zwischen den einzelnen Chargen von Mäusen7,8,9. Mehrere Gruppen genutzt um klinisch relevante Modelle zu entwickeln, gentechnisch hergestellten Modelle mit der Manipulation der Fahrer Onkogene oder Tumor-Suppressor-Gene, darunter TP53, TGFB, KRAS, HRAS und SMAD410. Diese Modelle bieten Einblick in Tumoren mit bekannten Fahrer Gene aber nicht rekapitulieren die komplexen Heterogenität des menschlichen HNSCCs.

In dieser Arbeit zeigen wir Ihnen die Möglichkeit der Durchführung einer intramucosal Impfung Plattenepithelkarzinom Zellen in Mäusen. Beimpfte Zellen entwickeln sich zu aggressive Tumoren innerhalb 1 Woche nach der Injektion. Ähnlich wie bei menschlichen HNSCCs, die Tumoren metastasieren in die regionalen Lymphknoten. Wir charakterisieren histologischen und klinischen Merkmale der Krankheit und geben Einblick in den Tumor immun Mikroumgebung. Wir schlagen vor, dass dieses orthotopen Modell der lokal Anwendungen in der Krebsbiologie, Tumorimmunologie und präklinischen Studien hat. Mechanismen des Immunsystems ausweichen, Tumorprogression, Therapieresistenz und Metastasen repräsentieren Bereiche von klinischer Bedeutung, der über das vorgeschlagene Modell angesprochen werden können.

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Protokoll

Alle tierische Verfahren wurden nach einem genehmigten institutionelle Tier Pflege und Verwendung Ausschuss (IACUC) Protokoll von der University of Colorado Denver (Protokoll Nr. 00250) durchgeführt.

1. Tumor Zellkultur

Hinweis: B4B8 und LY2 Zelllinien wurden zur orthotopen lokal Tumoren zu generieren: B4B8 Tumorzellen stammen aus Karzinogen-transformierten Schleimhaut Keratinozyten (von BALB/C Mäuse)11. LY2 Tumorzellen stammen aus Lymphknoten-Metastasen von einem spontan transformierte BALB/C Keratinozyten Linie (Pam 212)12,13. Beide Zelllinien wurden freundlicherweise zur Verfügung gestellt von Dr. Nadarajah Vigneswaran (UTHealth, Houston, TX, USA).

  1. Verwendung Dulbecco geändert Adlers mittlere (DMEM) F/12 mit 10 % fetalen bovine Serum (FBS) und 1 % antimikrobielle Reagenz für die Zelle Linie Wartung ergänzt. Diese Zell-Linien in einem sterilen Inkubator bei 37 ° C und 5 % CO2zu erhalten. Zellen sollten für die Impfung vor mehr als 15 Passagen verwendet werden.
  2. Platte 2 x 106 bis 4 x 106 Zellen in 175 cm2 Zellkulturflaschen.
    Hinweis: Sicherzustellen, dass die Zellen weniger als 90 % Zusammenfluss, induzieren eine Stress-Reaktion zu vermeiden.
  3. Wenn die Zellen sind 70 % Zusammenfluss (~ 48 h), den Kolben aus dem Inkubator zu entfernen und waschen Sie die Zellen 3 X mit kalten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS).
  4. Lösen Sie die Zellen aus der Flasche mit 0,25 % Trypsin, genug um die Oberfläche der Platte zu decken.
    1. Dazu 4 mL Trypsin in einem 175 cm2 Kolben mit 70 % konfluierende Zellen zu verzichten. Inkubation der Zellen mit Trypsin für 3 – 4 min. in die Zelle Kultur Inkubator bei 37 ° C und 5 % CO2.
    2. Visualisieren Sie die Zellen unter dem Mikroskop zu Zelle Loslösung zu gewährleisten.
    3. Fügen Sie 12 mL DMEM F/12 Medien mit FBS Trypsin Aktivität zu neutralisieren.
  5. Aspirieren Sie die Zellsuspension und legen Sie es in ein 50 mL konische Röhrchen.
  6. Schütteln Sie das Röhrchen mit der Zellen durch invertieren sie 3 x-4 X.
  7. Optional mischen Sie eine aliquote 10 µL Zellsuspension mit 10 µL Trypan blau in einem Microcentrifuge Schlauch und zählen Sie die Zellen mit einem Hemocytometer. Bestimmen Sie Zellviabilität durch Subtraktion der Zahl der Trypan-blau-positiven Zellen von der Gesamtzahl der Zellen zu und teilen Sie durch die Gesamtzahl der Zellen.
  8. Zentrifugieren der Zellsuspension bei 300 X g für 5 min bei 4 ° C.
  9. Aufschwemmen der Zellen in serumfreien und antibiotikafreien DMEM bei einem entsprechenden Volumen, so dass 1 x 106 Zellen in 50 µL Medien vorhanden sind.
    Hinweis: Basierend auf der in-vivo Zelle Zeile Aggressivität (empirisch ermittelt), 1 x 106 Zellen pro Injektionsstelle per Mausklick war angemessen für B4B8 und LY2 Zellen.
  10. Legen Sie das Fläschchen mit der Zellsuspension auf Eis.
  11. Legen Sie die vorher aufgetaut Basalmembran Matrix auf Eis.
    Hinweis: Die Basalmembran Matrix wurde bei 4 ° c über Nacht aufgetaut.

(2) Zelle Injektion in Mäuse

  1. Bereiten Sie eine 1:1 Mischung von Zellen: Keller Membran Matrix (50 µL).
  2. Zuerst die Zellen hinzufügen; dann allmählich pipette die Basalmembran-Matrix. Einführung von Luftblasen zu vermeiden. Stellen Sie sicher, dass die Mischung sofort vor den tierischen Injektion erfolgt. Hinzufügen von Zellen zu Basalmembran Matrix für einen längeren Zeitraum hinweg kann in Zelle der Matrix-Mischung, die die Mischung gründlich schütteln erschwert sich einleben führen. Dadurch wird eine erhebliche Variabilität in Größe des Tumors zwischen Mäusen.
  3. Mischen Sie vorsichtig. Stellen Sie sicher, dass alle Schritte mit Matrix auf Eis durchgeführt werden. Basalmembran Matrix wird bei Raumtemperatur polymerisieren.
  4. Inokulation Spritzen vorbereiten.
  5. 0,5 mL Insulinspritzen (23 G) mit 100 µL der Zelle/Keller-Membran-Matrix-Lösung zu laden.
  6. Halten Sie die Spritzen auf Eis, Basalmembran Matrix Polymerisation zu vermeiden.
  7. Mäuse zu betäuben, indem man sie in eine Kammer mit Isofluran und Sauerstoff (2,5 %).
  8. Sicherstellen Sie, dass die Mäuse tief betäubt sind, vor der Durchführung der Injektion (dadurch ein Ausbleiben einer Reaktion auf eine Zehe Prise).
  9. Stechen Sie die Nadel in der rechten oder linken bukkal Region. Dies erfolgt durch den verfügbaren Freiraum auf beiden Seiten des Mundes.
  10. Stellen Sie sicher, dass die Maus Zunge nicht im Weg ist.
    Hinweis: Es ist leicht auf die Zunge, stecken die Zunge Tumoren führt. Wenn nötig, verschieben Sie die Zunge auf die gegenüberliegende Seite.
  11. Halten Sie die Spritze parallel zu der bukkalen Bereich während innerhalb der Mundhöhle.
  12. Wenn Sie bereit sind, zu injizieren, ziehen Sie die Spritze zurück und legen Sie die Spritze langsam in einem Winkel von 10°.
  13. Injizieren von 100 µL der Zelle/Keller Membran Matrix Suspension über einen Zeitraum von 5 s.
  14. Halten Sie die Spritze für weitere 5 s, um das gesamte Material zu gewährleisten wird injiziert.
    Hinweis: Injizieren Sie eine Mischung aus serumfreie Medien und Matrix für Kontrolle Nontumor-tragenden Mäusen (wie oben beschrieben) ohne die Tumorzellen.
  15. Die Spritze vorsichtig zurückziehen.
  16. Das oben beschriebene Verfahren mit den übrigen Mäusen weiter.
  17. Für 1 Woche bis Tumoren beginnen zu grob erscheinen lassen (50-200 mm3 für B4B8 und LY2 Zellen).

3. Überwachung der Maus

  1. Führen Sie die erste Messung mit Bremssättel auf 1 Woche nach der Injektion Tumor Zelle. Um das Tumorvolumen mit externen Bremssättel zu berechnen, bestimmen Sie die größte längs-Durchmesser (Länge) und dem größten Querdurchmesser (Breite) und verwenden Sie die modifizierte Ellipsoid Formel14,15.
    figure-protocol-1
  2. Weiterhin regelmäßige Bremssattel Messungen für Tumorvolumen (1 x-2 x pro Woche in regelmäßigen Abständen) ausführen.
  3. Messen Sie Tier Gewicht über die Auswirkungen des Tumorwachstums zu füttern.

4. Ernte Tumoren

  1. Wenn der experimentellen Endpunkt erreicht ist, einschläfern Sie die Tiere durch geeignete Maßnahmen (z. B. CO2 Erstickung, Enthauptung oder zervikale Dislokation).
    Hinweis: In dieser Studie wurde der Endpunkt erreicht, wenn die Mäuse moribund wurden (mit einem Gewichtsverlust von > 15 % ihres ursprünglichen Gewichts, ein Mangel an Pflege, Kachexie) und/oder wenn die Größe des Tumors 1.000 mm3erreicht.
  2. Zerlegen das Tier durch die Schaffung eines langen Schnitt durch die Mittellinie in der Hals-Region zu beginnen.
    1. Verwenden Sie stumpfe Pinzette zu greifen die Haut und einer scharfen Schere zum Schneiden der Haut.
  3. Legen Sie die Schere vorsichtig unter die Haut über dem Tumor und schaffen Sie Lufteinschlüsse zu, indem man die Schere über und in die Haut.
  4. Sobald die Haut ausreichend abgetrennt aus dem Tumor ist, identifizieren Sie die drainierenden Lymphknoten (DLNs) und Verbrauchsteuern Sie, um zu vermeiden, dass das Tumorgewebe durch die Anwesenheit von Lymphknoten verwechselt.
    Hinweis: Große Tumoren können zu erreichen und/oder decken die DLN. Je nach Art des Tests, die durchgeführt wird unbedingt die Isolierung intakt Lymphknoten Auslaufen von Immunzellen in den Tumor zu vermeiden, die Schiefstellung der Untersuchungsergebnisse zur Folge.
  5. Die Grenzen des Tumors durchtrennt, bis das gesamte Volumen gelöst ist.

(5) Tumor Verarbeitung für Downstream-Anwendungen

  1. Legen Sie für die nachgeschalteten histologische Prüfung Tumoren in 10 % Formalin bei Raumtemperatur. Um Overfixation zu vermeiden, ersetzen Sie die Formalin mit 70 % Ethanol. Verarbeiten Sie für Flow-Zytometrie-Analyse die Tumoren wie unten beschrieben.
    Hinweis: Das Gewebe kann in Formalin für 72 h gehalten werden, bevor Overfixation für bestimmte Arten der Färbung problematisch werden kann.
  2. Den Tumor in 1 – 2 mm geschnitten-große Stücke mit einem sterilen Rasierklinge oder einem scharfen Schere.
  3. Legen Sie die Stücke geschnittenen Tumor in einem 50 mL konische Röhrchen mit Kollagenase III (4.250 Einheiten pro Probe), DNase I (0,1 mg pro Probe) und Trypsin-Inhibitor (1 mg pro Probe).
  4. Inkubation bei 37 ° C für 30 min mit schütteln alle 10 Minuten.
    Hinweis: Die Proben können in einem wiederverschließbaren Beutel mit 90 % Ethanol sterilisiert und in eine Zelle Kultur Inkubator platziert werden.
  5. Fügen Sie nach 30 min 20 mL Hank Salzlösung (HBSS) und Spin bei 300 X g für 5 min ausgeglichen.
    Hinweis: HBSS besteht aus Kaliumchlorid, Natriumchlorid, Natrium Bicarbonat, Diabas-Natriumphosphat, Natriumphosphat monobasic und Glukose.
  6. Den Überstand verwerfen und das Pellet in 2 – 3 mL Erythrozyten (RBC) Lysis Puffer Aufschwemmen. Pipette rigoros.
    Hinweis: RBC Lyse Puffer besteht aus Ammoniumchlorid, Natriumbicarbonat und Binatrium.
  7. 2 min bei Raumtemperatur inkubieren.
    Hinweis: Längere Inkubationszeit kann giftig für andere Zell-Populationen.
  8. Fügen Sie 20 mL HBSS, die Wirkung der Lyse Puffer zu neutralisieren.
  9. 300 X g für 5 min Zentrifugieren und den Überstand verwerfen.
  10. Das Pellet in 10 mL HBSS aufzuwirbeln.
  11. Übergeben Sie die Lösung durch einen 70 µm Nylon einschränkende und Zentrifuge bei 300 X g für 5 min. Überstands verwerfen.
  12. Wiederholen Sie die Schritte 5,8 – 5.10 und übergeben Sie die Zellsuspension durch eine 40 µm Nylon Restrainer um sicherzustellen, dass jegliche zusätzliche Ablagerungen aus der Suspension entfernt wird.

6. Zelle Färbung und Datenerfassung

  1. Die Zelle Pellet in 1 mL HBSS aufzuwirbeln.
  2. Zählen der Zellen unter Verwendung einer Hemocytometer oder einem automatisierten Zelle Zähler, wie unter Schritt 1,7
  3. Bestimmen Sie die gesamte Zellzahl und geeignete Konzentration zum Beizen.
    Hinweis:     die ideale Zellkonzentration für Flow Cytometry Färbung ist 1 Million Zellen. Zum Beispiel wenn Färbung in einer 96-Well-Platte erfolgt, und es 10 Millionen Zellen gibt, Aufschwemmen der Probenmaterials in 1 mL und Platte 100 µL für 1 Million Zellen pro Bohrloch.
  4. Fügen Sie Fc Block (CD16/CD32) in einer Konzentration von 1: 100, um Nonantigen-spezifische Bindung von Immunglobulinen, die FcγIII und FcγII-Rezeptoren zu verhindern. 5 min bei Raumtemperatur inkubieren.
    1. Zentrifugieren und Aufschwemmen der Zelle Pellet in 100 µL Flow Cytometry Zelle Färbung Puffer (bestehend aus Kochsalzlösung mit 5 % FBS, 2 % EDTA und 1 % HEPES).
  5. Durchführen Sie Zelloberfläche Färbung nach Lieferanten bereitgestellten Anweisungen (Hinzufügen von jeder Antikörper bei der entsprechenden Verdünnung). 60 min bei Raumtemperatur inkubieren.
    1. Zentrifugieren und die Zelle Pellet in 100 µL HBSS Aufschwemmen. Wiederholen Sie 2 X get rid of überschüssige Antikörper.
  6. Laufen Sie auf eine entsprechende Durchflusszytometer Proben.
    1. Wenn intrazelluläre Marker (z. B. foxp3) zu analysieren, führen Sie Zelle Permeabilisierung und Färbung gemäß den Anweisungen des Lieferanten.

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Ergebnisse

Die in-vitro-Beurteilung der Zellproliferation LY2 und B4B8 haben gezeigt, dass beide Zelllinien ähnliche Verdoppelung Zeiten (21 h und 23 h, beziehungsweise). In-vivo, beide Zelllinien gebildet eine einzelne, sichtbare und fühlbar Masse innerhalb 1 Woche nach der Impfung (Abbildung 1A). Bei Mäusen mit LY2 Tumoren wurde der Kiefer von 3 Wochen wegen Tumorlast (Abbildung 1A) abgelöst. Kontroll-Mäusen, die keine Tumorzellen erhielt...

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Diskussion

Genaue Analyse und Charakterisierung von Tumor Mikroumgebung repräsentieren eine wichtige Strategie für Verständnis Mechanismen der Tumorentstehung, Progression und Metastasen und für die Entwicklung von wirksamen Therapien. Kopf-Hals-Tumoren ist eine komplexe Erkrankung, die aus mehreren anatomischen Standorten innerhalb der Kopf-Hals-Region stammen kann. Ein wesentliches Hindernis für das Verständnis der Krankheitsmechanismen und Verbesserung der Therapie wurde ein Mangel an murine Maus-Zell-Linien, die die aggressive ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Kollagenase IIIWorthington Biochemical Corp.
DNase IWorthington Biochemical Corp.
Fc Block (CD16/32)BD Biosciences553141  Klon 2.4G2 
Färbepuffer für die DurchflusszytometrieeBioscience00-4222-26
HBSSThermoFisher Scientific14175079kein Kalzium, kein Magnesium, kein Phänorot
Helois-MassenzytometerFluidigmNA
Matrigel MembranmatrixCorning CB-40234B
MRT-ScannerBrukerNA7,4 Tesla
Erythrozyten-LysepufferBioLegend420301 Trypsin-Inhibitor
Worthington Biochemical Corp.
LS004183LS006328LS002830

Referenzen

  1. Chaturvedi, A. K., et al. Worldwide trends in incidence rates for oral cavity and oropharyngeal cancers. Journal of Clinical Oncology. 31 (36), 4550-4559 (2013).
  2. Ang, K. K., Sturgis, E. M. Human papillomavirus as a marker of the natural history and response to therapy of head and neck squamous cell carcinoma. Seminars in Radiation Oncology. 22 (2), 128-142 (2012).
  3. Amin, M. B., et al. The Eighth Edition AJCC Cancer Staging Manual: Continuing to build a bridge from a population-based to a more "personalized" approach to cancer staging. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 67 (2), 93-99 (2017).
  4. Salley, J. J. Experimental carcinogenesis in the cheek pouch of the Syrian hamster. Journal of Dental Research. 33 (2), 253-262 (1954).
  5. Morris, A. L. Factors influencing experimental carcinogensis in the hamster cheek pouch. Journal of Dental Research. 40, 3-15 (1961).
  6. MacDonald, D. G. Comparison of epithelial dysplasia in hamster cheek pouch carcinogenesis and human oral mucosa. Journal of Oral Pathology & Medicine. 10 (3), 186-191 (1981).
  7. Hawkins, B. L., et al. 4NQO carcinogenesis: a mouse model of oral cavity squamous cell carcinoma. Head & Neck. 16 (5), 424-432 (1994).
  8. Tang, X. H., Knudsen, B., Bemis, D., Tickoo, S., Gudas, L. J. Oral cavity and esophageal carcinogenesis modeled in carcinogen-treated mice. Clinical Cancer Research. 10 (1 Pt 1), 301-313 (2004).
  9. Vered, M., Yarom, N., Dayan, D. 4NQO oral carcinogenesis: animal models, molecular markers and future expectations. Oral Oncology. 41 (4), 337-339 (2005).
  10. Bornstein, S., et al. Smad4 loss in mice causes spontaneous head and neck cancer with increased genomic instability and inflammation. Journal of Clinical Investigation. 119 (11), 3408-3419 (2009).
  11. Thomas, G. R., Chen, Z., Oechsli, M. N., Hendler, F. J., Van Waes, C. Decreased expression of CD80 is a marker for increased tumorigenicity in a new murine model of oral squamous-cell carcinoma. International Journal of Cancer. 82 (3), 377-384 (1999).
  12. Yuspa, S. H., Hawley-Nelson, P., Koehler, B., Stanley, J. R. A survey of transformation markers in differentiating epidermal cell lines in culture. Cancer Research. 40 (12), 4694-4703 (1980).
  13. Chen, Z., Smith, C. W., Kiel, D., Van Waes, C. Metastatic variants derived following in vivo tumor progression of an in vitro transformed squamous cell carcinoma line acquire a differential growth advantage requiring tumor-host interaction. Clinical & Experimental Metastasis. 15 (5), 527-537 (1997).
  14. Euhus, D. M., Hudd, C., LaRegina, M. C., Johnson, F. E. Tumor measurement in the nude mouse. Journal of Surgical Oncology. 31 (4), 229-234 (1986).
  15. Tomayko, M. M., Reynolds, C. P. Determination of subcutaneous tumor size in athymic (nude) mice. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 24 (3), 148-154 (1989).
  16. Yushkevich, P. A., et al. User-guided 3D active contour segmentation of anatomical structures: significantly improved efficiency and reliability. NeuroImage. 31 (3), 1116-1128 (2006).
  17. Dutta, S., et al. The relationship between tumour necrosis, tumour proliferation, local and systemic inflammation, microvessel density and survival in patients undergoing potentially curative resection of oesophageal adenocarcinoma. Britisch Journal of Cancer. 106 (4), 702-710 (2012).
  18. Li, H., et al. Genomic analysis of head and neck squamous cell carcinoma cell lines and human tumors: a rational approach to preclinical model selection. Molecular Cancer Research. 12 (4), 571-582 (2014).
  19. Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual Review of Pathology. 12, 187-215 (2017).
  20. Oweida, A., et al. Ionizing radiation sensitizes tumors to PD-L1 immune checkpoint blockade in orthotopic murine head and neck squamous cell carcinoma. OncoImmunology. 6 (10), e1356153(2017).
  21. Ferris, R., et al. Further evaluations of nivolumab (nivo) versus investigator’s choice (IC) chemotherapy for recurrent or metastatic (R/M) squamous cell carcinoma of the head and neck (SCCHN): CheckMate 141. Journal of Clinical Oncology. 34, (2016).
  22. Ferris, R. L., et al. Nivolumab for Recurrent Squamous-Cell Carcinoma of the Head and Neck. The New England Journal of Medicine. 375 (19), 1856-1867 (2016).
  23. Harrington, K. J., et al. Nivolumab versus standard, single-agent therapy of investigator's choice in recurrent or metastatic squamous cell carcinoma of the head and neck (CheckMate 141): health-related quality-of-life results from a randomised, phase 3 trial. The Lancet Oncology. 18 (8), 1104-1115 (2017).
  24. Kiyota, N., et al. A randomized, open-label, Phase III clinical trial of nivolumab vs. therapy of investigator's choice in recurrent squamous cell carcinoma of the head and neck: A subanalysis of Asian patients versus the global population in checkmate 141. Oral Oncology. 73, 138-146 (2017).
  25. Ling, D. C., Bakkenist, C. J., Ferris, R. L., Clump, D. A. Role of Immunotherapy in Head and Neck Cancer. Seminars in Radiation Oncology. 28 (1), 12-16 (2018).
  26. Perri, F., et al. Radioresistance in head and neck squamous cell carcinoma: Biological bases and therapeutic implications. Head & Neck. 37 (5), 763-770 (2015).
  27. Yamamoto, V. N., Thylur, D. S., Bauschard, M., Schmale, I., Sinha, U. K. Overcoming radioresistance in head and neck squamous cell carcinoma. Oral Oncology. 63, 44-51 (2016).
  28. Bonner, J. A., et al. Radiotherapy plus cetuximab for locoregionally advanced head and neck cancer: 5-year survival data from a phase 3 randomised trial, and relation between cetuximab-induced rash and survival. The Lancet Oncology. 11 (1), 21-28 (2010).
  29. Bhatia, S., et al. Inhibition of EphB4-Ephrin-B2 Signaling Enhances Response to Cetuximab-Radiation Therapy in Head and Neck Cancers. Clinical Cancer Research. 24 (18), 4539-4550 (2018).
  30. Bhatia, S., et al. Enhancing radiosensitization in EphB4 receptor-expressing Head and Neck Squamous Cell Carcinomas. Scientific Reports. 6, 38792(2016).
  31. Tang, C., et al. Combining radiation and immunotherapy: a new systemic therapy for solid tumors? Cancer Immunology Research. 2 (9), 831-838 (2014).
  32. Oweida, A., et al. Resistance to radiotherapy and PD-L1 blockade is mediated by TIM-3 upregulation and regulatory T-cell infiltration. Clinical Cancer Research. , (2018).

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