Methodenartikel

Induzierbaren, Zelle Typ-spezifischen Ausdruck in Arabidopsis Thaliana durch LhGR-vermittelten Trans-Aktivierung

DOI:

10.3791/59394

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19. April 2019

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1Department of Developmental Physiology, Centre for Organismal Studies (COS) Heidelberg, 2Department of Cell Biology, Centre for Organismal Studies (COS) Heidelberg, 3Department of Stem Cell Biology, Centre for Organismal Studies (COS) Heidelberg

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier beschreiben wir die Erzeugung und Anwendung einer Reihe von transgenen Arabidopsis Thaliana Linien förderliches induzierbaren, gewebespezifische Ausdruck in den drei wichtigsten Meristeme, schießen Sprossapikalmeristem Meristem, die Wurzel Sprossapikalmeristem Meristem und das Kambium.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Induzierbaren, gewebespezifische Ausdruck ist ein wichtiges und mächtiges Werkzeug, die räumlich-zeitliche Dynamik der genetischen Störung zu studieren. Kombinieren die flexible und effiziente GreenGate System mit dem bewährten und Benchmarking LhGR System (hier als GR-LhG4) für den induzierbaren Ausdruck Klonen, haben wir eine Reihe von transgenen Arabidopsis Linien erzeugt, die die Expression von einem Effektor fahren können Kassette in einer Reihe von spezifischen Zelltypen in drei Stammwerk Meristeme. Zu diesem Zweck wählten wir das zuvor entwickelte GR-LhG4 System basierend auf eine Chimäre Transkriptionsfaktor und cognate pOp Art Förderer gewährleistet strenge Kontrolle über eine Vielzahl von Ausdruck Niveaus. Darüber hinaus wird die Ausdruck Domäne visualisieren denen synthetische Transkriptionsfaktors tätig ist, ein ER lokalisiert mTurquoise2 fluoreszierenden Reporter unter Kontrolle des Veranstalters pOp4 oder pOp6 Fahrer Linien kodiert. Hier beschreiben wir die erforderlichen Schritte zum Erzeugen einer Treiber oder Effektor Linie und zeigen, wie Zelle Art Konkretisierung kann induziert und schießen Sprossapikalmeristem Meristem, die Wurzel Sprossapikalmeristem Meristem und das Kambium von Arabidopsisfolgten. Mithilfe mehrerer oder aller Fahrer Linien, die Kontext spezifische Wirkung des Ausdrückens einer oder mehrere Faktoren (Effektoren) unter Kontrolle des synthetischen pOp Promotors beurteilt werden können schnell, zum Beispiel in F1 Pflanzen eine Kreuzung zwischen einem Effektor und multiple Fahrer-Linien. Dieser Ansatz ist durch die ektopische Expression von VND7, eine NAC Transkriptionsfaktor, der in der Lage, induzieren ektopische sekundäre Zelle Wand Ablagerung Zelle autonom veranschaulicht.

Einleitung

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Eine große Einschränkung in der Biologie in die genomische Zeitalter ist, die spezifische Rolle der Kontext eines bestimmten Faktor oder genetische Störung zu entschlüsseln. Konstitutive genetische Störungen wie z. B. Verlust der Funktion und Gain-of-Function Ansätze erlauben oft nur Endpunktanalyse der lebenslangen Anpassungsprozesse, die Unterscheidung zwischen primären und sekundären Effekten zu verschleiern. Darüber hinaus können Kontext spezifische Funktionen maskiert oder verdünnt durch groß angelegte Effekte in entfernte Gewebe oder in anderen Phasen der Entwicklung. Darüber hinaus kann im Extremfall Letalität mechanistische Einsicht entgegen. Ideal, um diese Probleme zu umgehen, könnte man die Wirkung von akuten genetische Störung in einem bestimmten Kontext wie z. B. einem bestimmten Zelltyp in gewissem Sinne zeitaufgelösten analysieren. Um dies zu erreichen, sind genetische Werkzeuge für induzierbaren, Zelle Typ-spezifischen Ausdruck erforderlich1. Um eine Ressource für die schnelle Bewertung der räumlich-zeitliche Dynamik einer Reaktion auf einen bestimmten Effektor zu bieten, haben wir kombiniert die Leichtigkeit des Klonens zur Verfügung gestellt von GreenGate System2 mit nachgewiesener Wirksamkeit der GR-LhG4 System3, 4,5,6. Wir haben eine Reihe von Zeilen, die mit dem Ausdruck der Chimären Transkriptionsfaktor, die LhG4 an den Liganden-bindende Domäne der Ratte Kortikoid-Rezeptor (GR)7 unter der Kontrolle der gut-gekennzeichneten Zelle Typ spezifischen Promotoren8fusioniert erzeugt. Im ruhenden Bedingungen, bleibt der Transkriptionsfaktor außerhalb der Kern der cytosolischen HSP90 die GR-Domäne gebunden ist. Mit dem Zusatz von synthetischen Liganden Dexamethason (Dex) nukleare Translokation wird induziert und LhG4 vermitteln Transkription Expressionskassetten unter Kontrolle eines Promotors cognate synthetische pOp-Typ , z. B. ein mTurquoise2-reporter enthalten in den Treiber-Linien, die Ausdruck-Domäne nach Induktion zu visualisieren.  Die Treiber-Zeilen enthalten somit technisch auch eine Effektor-Kassette. Die Kreuzung aus einer Reihe von Treiber-Linien mit einer Linie, die somit eine Effektor-Kassette mit, beispielsweise ein Gen des Interesses unter Kontrolle des gleichen pOp-Art -Promotors tragen ermöglicht die schnelle Beurteilung der die akuten oder langfristige Folgen der Effektor Ausdruck in einer Vielzahl von Zelltypen.

Hier bieten wir ein Protokoll beschreibt die Verfahren notwendig, um die Treiber und Effektor Linien zu erzeugen und zeigen, wie Zelle Art Konkretisierung kann induziert und folgte im schießen Sprossapikalmeristem Meristem, die Wurzel Sprossapikalmeristem Meristem und das Kambium der Arabidopsis. Um die Fähigkeiten und die Spezifität dieses Ansatzes zu veranschaulichen, nutzen wir die bekannten Transkriptionsfaktor VND7 die Xylem-wie sekundäre Zelle Wand Verdickungen ectopically fahren kann9. Behandlung von F1 aus einer Kreuzung zwischen der pSCR10,11 -Treiber und die pOp6:VND7 Effektor Linie führt zur Bildung von ektopische Xylem-wie Zellen in der Stärke-Hülle, die Stammzellen von Arabidopsis .

Um die Generation der großen DNA-Baugruppen erforderlich für den Bau von Fahrer und Effektor Ausdruck Plasmide zu erleichtern, haben wir die schnelle und effiziente GreenGate Klonen Methode2verwendet. GreenGate Klonen ist basierend auf Typ II S Restriktionsenzyme Eco31I oder seine Isoschizomer BsaI2. Diese Enzyme schneiden ihre asymmetrischen Anerkennung Aufstellungsorte produzieren Überhänge mit unterschiedlicher Basenzusammensetzung nachgeschaltet. Durch den Einbau von Eco31I /Bsaich Beschränkung in Oligonukleotide und Zuteilung von bestimmten Überhang Sequenzen auf DNA-Elemente, modulare Klonen erzielt wird, erleichtert die Erzeugung großer Baugruppen. Im Rahmen GreenGate fallen DNA-Module in Kategorien A-F basiert auf Überhang-Sequenz, die als Adapter dienen und sind in dieser Reihenfolge montiert. Die Primer konzipiert, um Ihr gewünschtes Produkt verstärken sollte daher gemäß dem gewählten Modul2 (Abbildung 1A). Wenn es eine interne Eco31I gibt /BsaI Seite und die Reihenfolge ist nicht kompatibel mit den GreenGate-Eintrag und Ziel-Modulen, können Sie fortfahren, ohne mutagenizing, aber mit geringerer Effizienz. Alternativ können Sie Site-verwiesene Mutagenese Eco31I entfernen /Bsaich Restriktionsschnittstellen kümmert sich nicht um Aminosäuren in Genprodukte zu ändern.

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Protokoll

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Vektoren und Module erhalten Sie aus dem Non-Profit-Repository, Addgene (https://www.addgene.org).

1. Klonen mit GreenGate

  1. Design-Primer mit den in Tabelle 1aufgeführten Überhängen, unten aufgeführten Modul typenspezifische Adapter Sequenzen "NNNN" ersetzen: nach vorne: 5´AACA GGTCTC A NNNN (n) CA* + bestimmten Reihenfolge 3´, rückgängig zu machen: 5´AACA GGTCTC A NNNN (n) mit RFS Ergänzung des spezifischen Sequenz 3´. Fügen Sie die unterstrichenen Basen, um das Leseraster zu gewährleisten.
    Modul-Überhänge:
    Hinweis: im Rahmen Standard-GreenGate sechs Module A-F, sind mit einem Werk Transformation Vektor Backbone in einem Ausdruck Plasmid (Abbildung 1) montiert. In der Regel Hafen A Modul Promotorsequenzen, B-Modul eine N-terminale Tag oder "dummy" Sequenz6, ein C-Modul eine CDS ein D-Modul eine C-terminale Tag oder Dummy, ein E-Modul einen Terminator und ein F-Modul eine Widerstand-Kassette für die Auswahl der transgenen Pflanzen. Adapter für die Kopplung mit anderen vormontierten Einheiten stehen statt der F-Modul2zur Verfügung.
  2. PCR-Amplifikation
    1. Verstärken Sie die Reihenfolge des Interesses mit der gestalteten Primer durch Polymerase-Kettenreaktion (PCR) nach standard-Protokolle.
    2. Trennen Sie das PCR-Produkt auf einem Agarosegel. Verbrauchsteuern und Spalte reinigen das richtige Fragment mit einem kommerziellen kit (siehe Tabelle der Materialien), gemäß den Anweisungen des Herstellers.
  3. Eintrag Modul erstellen
    1. Separat zu verdauen, der Modul-Vektor und der PCR-Fragment (Schritt 1.2.) (Abbildung 1 A, B) mit Eco31I/Bsaich mit 100-500 ng DNA (Vektor oder Fragment), 3 µL 10 x Verdauung Puffer und 5 – 10 U Eco31I in einem Rohr und bringen das Volumen 30 µL mit DdH2O.
    2. Mix vorsichtig von oben und unten pipettieren und Spin-down kurz bei 1.000 X g. Inkubation bei 37 ° C auf einem Heizblock für 15 min (oder im Anschluss an die Empfehlung des gekauften Restriktionsenzym).
    3. Nach der Verdauung, Spalte reinigen jede Probe mit ein kommerziellen kit (siehe Tabelle der Materialien) und quantifizieren die erhaltenen DNA durch die Bestimmung der optischen Dichte bei 260 nm (OD260) mit einem Spektralphotometer.
    4. Mix der 30 – 100 ng einfügen und der 10 – 50 ng verdaut Vektor von oben und unten mehrmals Pipettieren verdaut und inkubieren mit 1 µL T4-Ligase (5 U/µL und 3 µL 10 x T4 Ligatur Puffer in einem Gesamtvolumen von 30 µL bei Raumtemperatur für 1 h (nach der Empfehlung die T4-Ligase-Lieferanten) (siehe Tabelle der Materialien).
      Hinweis: Berechnen des gewünschten Molverhältnis Eintrag Modul: Reiseziel Vektors (z. B. 3:1) für die Ligatur je nach Konzentration und Länge der Eintrag Modul Einsätze.
    5. Um die Effizienz der Umwandlung Wärme inaktivieren die T4-Ligase durch die Reaktion bei 65 ° C für 20 min Inkubation.
    6. Verwendung der Ligatur Produkt, kompetente E. Coli zu verwandeln Zellen entsprechend der standard-Lab-Protokolle und die Ausbreitung der Bakterien auf Agarplatten mit Ampicillin (100 µg/mL) ergänzt
    7. Über Nacht wird inkubieren Sie die Platte mit Bakterien bei 37 ° C.
    8. Bildschirm für die Kolonien mit dem gewünschten Eintrag-Modul von Colony PCR unter Verwendung der Primer 86A1 (5′-GTTGTGTGGAATTGTGAGC-3 ') und 86A2 (5′-GTTTTCCCAGTCACGACG-3 ') und standard-PCR-Zustände.
      Hinweis: Diese Grundierung-Kombination ist gültig für alle Eingabe-Module wie die Primer an den Eintrag Vektor Rückgrat binden.
    9. Wählen Sie einzelne Kolonien für die Plasmid-Isolierung. Verwenden Sie 2 mL LB Flüssigkultur ergänzt mit Ampicillin (100 µg/mL) und Übernachtung im Shaker 37 ° C inkubieren.
    10. Isolieren Plasmide aus der Nacht Flüssigkultur mit einer Mini-Prep Kit oder die gewünschte Extraktion Protokoll (siehe Tabelle der Materialien).
    11. Um Plasmide mit dem richtigen Einsatz zu identifizieren, führen Sie Restriktionsenzym Analyse, z. B. durch die Auswahl zwei Enzyme, die schneiden einzigartig in Ihrem Einsatz durch Mischen von 200 ng von Plasmid, 2 µL 10 x Verdauung Puffer, 5-10 U der ausgewählten Restriktionsenzyme und DdH2 O, 20 µL.
    12. Reihenfolge der ausgewählten Plasmide unter Verwendung der Primer 86A1 und 86A2 (siehe Schritt 1.3.9.).
  4. Ziel-Modul-Erstellung:
    Hinweis: Verwenden Sie für das Ziel-Plasmid die gewünschte Ziel-Modul pGGZ001, pGGZ002 oder pGGZ0032 (Abbildung 1).
    1. In einem Rohr hinzufügen und Mischen von 50 – 150 ng leer Ziel Vektor (z. B. "pGGZ003"), 50-300 ng der einzelnen gefüllt Eintrag Modul, 2 µL 10 x Verdauung Puffer Puffer, 1,5 µL 10 mM ATP, 1 µL T4-Ligase (30 U/µL), 5-10 U µL Eco31I und dH2O auf ein Gesamtvolumen von 20 µl.
      Hinweis: Berechnen des gewünschten Molverhältnis Eintrag Modul: Ziel Vektors (z.B. 3:1) für die Ligatur je nach Konzentration und Länge der Eintrag Modul Einsätze.
    2. Mischen Sie und führen Sie die GreenGate Reaktion2 mit einer PCR-Thermocycler abwechselnd 30 mal 37 ° C für 5 min und 16 ° C für 2 min, gefolgt von einzelnen Schritten von 5 min bei 50 ° C und 5 min bei 80 ° C.
    3. Um die Effizienz zu erhöhen, fügen Sie 1 µL T4-Ligase (30 U/µL) und 1,5 µL 10 mM ATP, die Reaktion und 1 h bei Raumtemperatur, gefolgt von Hitzeinaktivierung der T4 DNA-Ligase bei 65 ° C für 20 min inkubieren.
    4. Verwenden Sie die Ligatur Reaktion zu transformieren kompetente E. Coli und verbreiten die Bakterien auf Agarplatten ergänzt mit der entsprechenden selektierenden Agens Spectinomycin (50 µg/mL).
    5. Übernachtung inkubieren Sie der transformierten E. Coli auf dem Teller bei 37 ° C.
    6. Um Transformation zu bestätigen, neu Streifen Sie jeweils ausgewählte einzelnen Kolonien auf Spectinomycin (50 µg/mL) und Ampicillin (100 µg/mL) mit Platten, beziehungsweise. Verwenden Sie nur Kolonien, die wachsen auf Spectinomycin aber nicht auf Ampicillin Platten.
    7. Inkubieren Sie die E. Coli Kolonien über Nacht bei 37 ° c
    8. Wählen Sie einzelne Kolonien für Plasmid-Isolierung. Verwenden Sie 2 mL LB Flüssigkultur ergänzt mit Spectinomycin (50 µg/mL) und über Nacht in einen Shaker 37 ° C inkubieren.
    9. Isolieren Sie die entsprechenden Plasmiden mit einem Mini-Prep Kit (siehe Tabelle der Materialien).
    10. Überprüfen, indem Sie Restriktionsenzym Analyse (siehe 1.3.12.) und Sequenz ausgewählt positive Konstrukte, die Verwendung von Primern 88 3 (5′-ACCTCTCGGGCTTCTGG-3 '), 88-4 (5′-CCTTTTTACGGTTCCTG-3 '). Wenn die Einlage voll mit diesen Primern sequenziert werden kann nicht, entwerfen Sie interne Primer zur Sequenzierung.
      Hinweis: Zu identifizieren-Klone mit der richtigen Anzahl von pOp wiederholte Sequenzen (siehe Diskussion), der Primer pOp6 (pOp6_F, 5′-TGCATATGTCGAGCTCAAGAA-3 '; und pOp6_R, 5′-CTTATATAGAGGAAGGGTCTT-3 '), die in binden die Kurz gesagt flankierenden Sequenzen für PCR-Amplifikation und anschließende Gelelektrophorese lässt sich durch die Größe unterscheiden.
  5. Fortgeschrittene Supermodule Schöpfung
    1. Zwei unabhängige Sätze von Eintrag Module je nach Bedarf für die Generierung der GR-LhG4 Treiber Linien mit integrierten Reporter-Effektor-Kassette, erste Build zwei fortgeschrittene Plasmide, genannt Supermodules2, vor der Montage des letzten Ausdrucks kombinieren Plasmid in pGGZ001 oder pGGZ003.
    2. Achten Sie darauf, F-H-Adapter am Ende des ersten Supermodule und H-A-Adapter zu Beginn der zweiten Supermodule (dienen als Verbindung zwischen beiden Konstrukte) wie beschrieben2hinzufügen.
      Hinweis: Nur die pGGN000 intermediate Modul trägt die Widerstand-Kassette. Um das Expressionsplasmid zu erzeugen, führen Sie die GreenGate-Reaktion mit der Ziel-Vektor und die pGGN000 und pGGM000 zwischen-Supermodules. Alternativ mischen Sie Ziel Vektor, pGGN000 zwischen Supermodule und der übrigen Einzelmodule GreenGate Reaktion2durchführen. Die letztere Methode kann ist weniger effizient als die ehemalige jedoch schneller.
    3. Erstellen Sie eine pGGM000/pGGN000 Supermodule, mix 1,5 µL (100-300 ng/µL) der einzelnen Eintrag Module mit 1 µL (30 ng/µL) leere fortgeschrittene Vektor (pGGM000 oder pGGN000), 2 µL 10 X Verdauung Puffer, 1,5 µL 10 mM ATP, 1 µL T4-Ligase (30 U/µL) , und 5-10 U Eco31I in einem Gesamtvolumen von 20 µL.
      Hinweis: Berechnen des gewünschten Molverhältnis Eintrag Modul: Reiseziel Vektors (z. B. 3:1) für die Ligatur je nach Konzentration und Länge der Eintrag Modul Einsätze
    4. Mischen Sie und führen Sie die GreenGate-Reaktion wie in Schritt 1.4.2
    5. Zur Steigerung der Effizienz, hinzufügen 1 µL T4-Ligase und 1,5 µL ATP (10 mM) und 1 h bei Raumtemperatur, gefolgt von Hitzeinaktivierung bei 65 ° C für 20 min inkubieren.
    6. Verwenden Sie 10 µL der Ligatur Reaktion, um kompetente E. Coli und Streifen auf Tellern mit Kanamycin (50 µg/mL) zu verwandeln.
    7. Führen Sie über Nacht Inkubation des transformierten E. Coli auf dem Teller bei 37 ° C.
    8. Neu Streifen Sie jeweils ausgewählte einzelne Kolonien auf Kanamycin (50 µg/mL) und Ampicillin (100 µg/mL) Platten, beziehungsweise.
    9. Führen Sie über Nacht Inkubation der E. Coli Kolonien auf der Platte bei 37 ° C.
    10. Wählen Sie einzelne Kolonien, die wachsen nur auf Kanamycin aber nicht auf Ampicillin für Plasmid-Isolierung. Verwenden Sie 2 mL LB Flüssigkultur ergänzt mit Kanamycin (50 µg/mL) und Übernachtung im Shaker 37 ° C inkubieren.
    11. Isolieren der entsprechenden Plasmide mit einer Mini-Prep kit (siehe Tabelle der Materialien).
    12. Überprüfen Sie die Plasmiden durch Restriktionsenzym Analyse (siehe 1.3.12.) und bestätigen Sie durch Sequenzierung mit Primer 87E2 (5´-AGGCATCAAACTAAGCAGAAG-3´) und 87E3 (5´-CGTTTCCCGTTGAATATGGC-3´) an den pGGM000/pGGN000-Backbone glühen. Wenn die Einlage voll mit diesen Primern sequenziert werden kann nicht, entwerfen Sie interne Primer zur Sequenzierung.
      Hinweis: Wenn Klonen in der pGGM000 oder pGGN000 Vektoren nicht erfolgreich ist, ist eine mögliche Lösung zu verdauen, pGGM000 oder pGGN000 mit Eco31I, laufen auf einem Gel und reinigen vom Gel pGGM000 oder pGGN000 Rückgrat (ca. 2000 bp) Fragment ohne die CcdB Kassette (ca. 1400 bp). Dann gehen Sie normalerweise mit der Ligatur-Reaktion.
  6. Verwandeln Sie eine A. Tumefaciens pSOUP+ Belastung (z. B. ASE), wie der pSa-Ursprung der Replikation (Ori A. Tum.) in die Ziel-Vektoren erfordern das Vorhandensein der Helfer Plasmid pSOUP12. Streifen Sie Bakterien auf LB-Platten mit Chloramphenicol (34 µg/mL), Kanamycin (50 µg/mL), Spectinomycin (50 µg/mL) und Tetracyclin (12,5 µg/mL). Zwei bis drei Tage inkubieren Sie die transformierten A. Tumefaciens auf dem Teller in einem Inkubator 28 ° C.

2. Generation Arabidopsis transgener Pflanzen

  1. Umwandlung von Arabidopsis Thaliana.
    Hinweis: Transformieren Sie A. Thaliana Pflanzen nach Zhang Et Al., 2006-13.
  2. Auswahl der transgenen Linien.
    1. Um der transformierten Pflanzen auszuwählen, verwenden Sie das Auswahl-Schema verwendet bei GABI-Kat14 für die Resistenz gegen Silbersulfadiazin15.
    2. Um stabile Linien mit einem möglichst einheitlichen Integration Event auszuwählen, wählen Sie diejenigen in Generation T2, die das Verhältnis 3:1 Segregation in den Widerstand Marker zeigen. Propagieren Sie diese Zeilen zu T3-Generation zu und wählen Sie die Pflanzen homozygot für das Resistenzgen. Alternativ führen Sie eine Southern Blot Analyse oder ein standard quantitative Echtzeit-PCR (SA-qPCR)16 einzelne einfügen Zeilen auswählen.

(3) Induktion von Trans-Aktivierung in Arabidopsis Fahrer Linien

  1. wurzel
    1. Reporter-Ausdruck in A. Thaliana Fahrer Linien erzeugt durch die Schritte 1 und 2, Samen zu sterilisieren, wie unten beschrieben testen.
      1. Hinzufügen von 0,5-1,0 mL 70 % Ethanol + 0,01 % nichtionische Waschmittel, ca. 100 Samen (20 mg) in einer 1,5 ml Reaktionsgefäß und invertieren die Röhre ein paar Mal. Spin-down bei 1000 X g für 15 s und Aufziehen der Überstand.
      2. Hinzufügen von 0,5-1,0 mL absolutes Ethanol. Invertieren des Schlauchs mehrmals, spin-down für 1.000 X g für 15 s und der Überstand verwerfen.
      3. Hinzufügen von 0,5-1,0 mL der absoluten Ethanol und invertieren die Rohr-t ein paar Mal, dann spin-down bei 1.000 X g für 15 s und entsorgen der Überstand.
      4. Lassen Sie Samen im Inneren der Haube trocknen. Fahren Sie mit Schritt 3.1.1.6, wenn Samen in Tuben geschichtet werden sollen.
      5. Hinzufügen von 0,5-1,0 mL sterilem Wasser und invertieren die Röhre ein paar Mal. Spin-down bei 1.000 X g für 15 s und entsorgen der Überstand.
      6. Hinzufügen von 0,5-1,0 mL sterilem Wasser und invertieren der Röhre mehrere Male. Spin-down bei 1.000 X g für 15 s und entsorgen der Überstand.
      7. Hinzufügen von 0,5-1,0 mL sterilem Wasser.
    2. Bereiten Sie Hälfte Stärke Murashige und Skoog mittlere, pH 5.8 zu und 0,9 % Pflanze Agar und 1 % Saccharose. Nach dem Autoklavieren hinzufügen Dexamethason (Dex) aufgelöst in DMSO, um eine Endkonzentration von 10-30 µM, Induktionsplatten und eine gleiche Menge von DMSO, Steuerplatten, beziehungsweise.
    3. Samen für die Wurzel Bildgebung auf Platten und Schichten sie für 48 Stunden in Dunkelheit und Kälte (4 ° C).
    4. Legen Sie Platten senkrecht in eine Pflanze Inkubator (langen Tag (16/8 h), 22 ° C, Luftfeuchtigkeit, 65 %) und fünf Tage lang zu wachsen.
    5. Fünf Tage nach der Keimung (dag), Bild die Sämlinge mit konfokale Laser-scanning-Mikroskopie.
  2. Stamm
    1. Sterilisieren Sie Samen, wie in 2.1.1 beschrieben. und Samen auf ½ MS, 0,9 % Pflanze Agar und 1 % Saccharose-Platten. Schichten Sie für 48 h in Dunkelheit und Kälte (4 ° C).
    2. Übertragen Sie sechs bis sieben Tage nach der Keimung, die Sämlinge zu Boden, jede Pflanze in einen einzigen Topf (langen Tag (16/8 h), 22 ° C, Luftfeuchtigkeit, 65 %).
    3. Trans-Aktivierung im Stängel zu induzieren, durch Bewässerung mit Dex oder mock-Lösung oder durch Eintauchen der Pflanzen in Dex oder Pseudo-Lösungen bzw..
    4. Verwenden Sie für die Bewässerung, eine 25 µM Dex Lösungin Wasser zubereitet aus einem Bestand von 25 mM, die Dex im Äthanol aufgelöst. Wasser alle 2-3 Tage bis zum gewünschten Zeitpunkt der Induktion.
    5. Zum Dippen, bereiten Sie einen 1 L Becher, 750 mL Wasser bzw. 0,02 % Silwet L-77 mit 25 µM Dex oder äquivalente Menge DMSO für die Dex und mock Behandlung enthält. Tauchen Sie Einzelpflanzen für 30 s in der Induktion oder in der Pseudo-Lösung. Wiederholen Sie alle 2-3 Tage bis zum gewünschten Zeitpunkt der Bildgebung.
      Hinweis: Nach dem Eintauchen, sollten die Pflanzen bei hoher Luftfeuchtigkeit eine Stunde lang beibehalten werden.
  3. Shoot Sprossapikalmeristem Meristem (SAM)
    1. Sterilisieren Sie Samen, wie in 2.1.1 beschrieben. Platten mit ½ MS, 0,9 % Pflanze Agar und 1 % Saccharose Medium vorzubereiten und Samen auf Platten gelegt. Speichern Sie die Platten für zwei Tage in Dunkelheit und Kälte für Schichtung.
    2. Setzen Sie Platten in einer vertikalen Position in einem Inkubator Pflanze. Übertragen Sie sechs bis sieben Tage nach der Keimung, die Sämlinge auf den Boden, jede Pflanze in einen einzigen Topf (langen Tag (16/8 h), 22 ° C, Luftfeuchtigkeit, 65 %).
    3. Wenn der Stamm ist ca. 1 cm lang (25-30 dag), sprühen Sie den Blütenstand SAM mit 10-50 µM Dex in H20 eine Gesichtsmaske tragen. Induzieren Sie für Induktion und Bildgebung in einem späteren Stadium der Entwicklung SAMs längere Stiele oder Seitensprosse.
      Bemerkung: SAMs kann auch durch Paintbrushing die Dex-Lösung zur Vermeidung von Sprühtröpfchen induziert. Verwenden Sie eine Maske, wenn Dex durch Sprühen aufgebracht wird.
    4. 24-48 h nach Induktion, sezieren die SAMW und fahren Sie mit Bildgebung (siehe 4.3).
      Hinweis: Nur un-induzierte Pflanzen für die Vermehrung dienten zur Senkung der Wahrscheinlichkeit von Gen-silencing. Pflanzen in T2/T3 wurden für die Bildgebung verwendet.

4. Darstellung der Reporter Ausdruck in Arabidopsis Fahrer Linien.

  1. wurzel
    1. Sämlinge von Platte auf 10 µg/mL Propidium Jodid (PI) Lösung übertragen und Counter für 5 min zu beflecken.
    2. Legen Sie die Wurzeln in ein Mikroskop Kammer imaging (1-Well-Zellkultur-Kammer auf Deckglas II, siehe Tabelle of Materials) und Bild mit einem konfokalen Laser-scanning-Mikroskop mit einem 63 x Wasser eintauchen Ziel (siehe Tabelle der Materialien).
    3. Um PI Fluoreszenz sichtbar zu machen, verwenden Sie eine Erregung Wellenlänge 488 nm und sammeln Emission zwischen 590 und 660 nm. Für mTurquoise2 Fluoreszenz verwenden 458 nm Anregung und Emission zwischen 460 und 615 nm zu sammeln.
  2. Stamm
    1. Führen Sie horizontale Hand geschnitten Abschnitte der Pflanzenstängel mit einer Rasierklinge, besteuert eine Segment von ca. 3 cm. Fix den Stiel mit dem Finger auf der gegenüberliegenden Seite des gewünschten Abschnitts zu schneiden. Führen Sie nacheinander mehrere feine Einschnitte, aber beachten Sie, dass nur Abschnitte aus einer ähnlichen Position im Stamm verglichen werden soll.
    2. Tauchen Sie nach jedem Schnitt die Rasierklinge in einer Petrischale mit Leitungswasser und sammeln Sie die Stamm-Sektionen zu. Färben Sie Abschnitte an dieser Stelle oder montieren Sie direkt auf Objektträger.
    3. Vorbereitung der Färbung, eine 1 mL 250 µg/mL PI-Lösung von Wasser in eine kleine Petrischale (siehe Tabelle der Materialien). Tauchen Sie in den Abschnitten 5 Minuten und spülen Sie sie in Wasser. Übertragen Sie sie auf Objektträger mit der feinen Pinzette oder einem feinen Pinsel. Achten Sie darauf, die Proben mit dem Deckglas nicht quetschen.
    4. Bild Proben mit einem konfokalen Laser-scanning-Mikroskop mit einer 25 x Tauchen Wasser eintauchen Objektiv (siehe Tabelle der Materialien). Verwendung 561 nm Laserlicht zu begeistern PI Fluoreszenz und sammeln von 570 bis 620 nm. Verwendung 405 nm der mTurquoise2 Fluorophor Effektor kodiert, indem der Fahrer begeistern Linie Konstrukte und sammle Emission von 425 bis 475 nm.
  3. Sprossapikalmeristem Meristem schießen
    1. Schneiden Sie den Stiel 2 cm unterhalb der Spitze schießen mit der Pinzette. Halten Sie den Stiel in der Hand und verwenden Sie feine Pinzette, um die Blütenknospen und große Primordia entfernen. Um jungen Primordia entfernen, beheben Sie die SAM in einer aufrechten Position in eine Petrischale mit 3 % Agarose. Verwenden Sie ein Fernglas und Zange, um jungen Primordia in der Nähe von SAM zu entfernen. Alternativ verwenden Sie eine Injektionskanüle (siehe Tabelle der Materialien), diese Primordia abzuschneiden.
    2. Färben der sezierten SAM in eine 250 µg/mL PI-Lösung für ca. 5-10 min. Perform Färbung entweder direkt durch Pipettieren ein paar Tropfen der Färbelösung auf die vorbereiteten SAM oder die Probe zu einem Schlauch gefüllt mit Färbelösung zu übertragen. Halten Sie die SAM untergetaucht vollständig während der Färbeverfahren.
    3. Legen Sie die gefärbte SAM in eine kleine Petrischale (siehe Tabelle der Materialien) mit 3 % Agarose Medium und SAM mit DdH2O.
    4. Bild seziert SAMs mit einem konfokalen Laser-scanning-Mikroskop mit einer 25 x Tauchen Wasser eintauchen Objektiv ausgestattet (siehe Tabelle der Materialien).
    5. Verwendung 561 nm Laserlicht zu begeistern PI Fluoreszenz und sammeln von 570 bis 620 nm. Verwendung 405 nm begeistern die mTurquoise2 Fluorophor und sammeln Emission von 425 bis 475 nm.
      Notieren Sie Bild Stapel über 50 µm in Z-Richtung mit einer Schrittweite von 0,5 µm.
      Hinweis: SAM Bildgebung erfordert wie hier beschrieben einen aufrechte konfokalen Laser-scanning-Mikroskop und ein Objektiv (hier: ein Wasser eintauchen Objektiv) mit langem Arbeitsabstand.

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Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Generation von Fahrer und Effektor Linien durch Klonen von GreenGate

Die GreenGate Klonen System basiert auf GoldenGate Klonen und Verwendung der Typ IIS Einschränkung Endonuklease Bsaich oder seine Isoschizomer Eco31I. Wie das Enzym produziert Überhänge entfernten vom Standort asymmetrischen Anerkennung der Basenzusammensetzung der Überhänge frei sein können bilden ausgewählt, die die Grundlage die Modularität des Systems. Jeder PCR erzeugte Element, beispie...

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Diskussion

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Hier beschreiben wir die erforderlichen Schritte zum erzeugen und wenden Sie eine vielseitige und umfassende Toolkit für induzierbaren, Zelle Art spezifische Trans-Aktivierung. Kreuzenden Linien tragen Effektor Kassetten unter Kontrolle des pOp- Promotors mit Fahrer Linien erlaubt der falsche Ausdruck-Effekte in der F1-Generation ermöglicht die schnelle Beurteilung der genetischen Störung in einer Vielzahl von Zelltypen zu studieren. Alternativ Effektor-Konstrukte können verwendet werden, um Fahrer Lini...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

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Arbeit in unseren Laboren wird unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) Zuschüsse WO 1660/6-1 (bis S.W) und GR 2104/4-1 (TG) und SFB1101 (zur T.G. und J.U.L) und durch einen Europäischen Forschungsrat Consolidator gewähren (PLANTSTEMS 647148), T.G.  S.W wird durch das Emmy-Noether-Stipendium der DFG durch Grant WO 1660/2 unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AmpicillinCarl Roth GmbH + Co. KGK029.1
ATPSigma-AldrichA9187
ChloramphenicolSigma-AldrichC1919
SäulenaufreinigungQiagenQIAquick PCR Purification Kit (250)
Kulturkammer für die BildgebungSarstedt AG & Co. KG1-Well-Gewebekulturkammer, auf Deckglas II
DexamethasonSigma-AldrichD4903
DMSOFisher Scientific, UKD139-1
Eco31IThermo Fisher ScientificFD0294
Injektionskanüle (0,30 x 12 mm, 30 G x 1/2)Sterican, Braun
KanamycinCarl Roth GmbH + Co. KGT832.2
Leica TCS SP5 CLSM, HCX PL APO Lambda blau 63x Wasserimmersionsobjektiv Leica, Wetzlar, Deutschland
MS mediumDuchefa, Haarlem, NiederlandeM0221.0050
Nikon A1 CLSM, Apo LWD 25x  1.1 NA WasserimmersionsobjektivNikon, Minato, Tokio, Japan
Petrischale 35/10 mmGreiner Bio-One GmbH, Deutschland627102
Petrischale 60/150 mmGreiner Bio-One GmbH, Deutschland628102
Petrischale 120/120/17Greiner Bio-One GmbH, Deutschland688102
PflanzenagarDuchefa, Haarlem, NiederlandeP1001
PlasmidextraktionQiagenQIAprep Spin Miniprep Kit
Propidiumiodid (PI)Sigma-AldrichP4170
RasierklingeClassic, Wilkinson Sword GmbH7005115E
ReaktionsgefäßeSarstedt AG & Co. KG72.690.001
Silwet L-77Kurt Obermeier GmbH & Co. KG, Bad Berleburg, Deutschland
SpectinomycinAppliChem GmbH3834.001
SpektralphotometerThermo Fisher ScientificNanoDrop 2000c
SaccharoseCarl Roth GmbH + Co. KG4621.1
SulfadiazinSigma-AldrichS6387
TetracyclinAppliChem GmbH2228.0025
T4 Ligase 5 U/µ lThermo Fisher ScientificEL0011
T4 Ligase 30 U/µ lThermo Fisher ScientificEL0013

Referenzen

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Induzierbare ExpressionLhGR SystemGreenGate KlonierungKonfokalmikroskopieDexamethason InduktionSprossapikalmeristemWurzelapikalmeristemKambiumanalyse

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