Verwendung von Deuteriumoxid als nicht-invasives, nicht-tödliches Werkzeug zur Beurteilung der Körperzusammensetzung und des Wasserverbrauchs bei Säugetieren

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt die Deuteriumoxid-Verdünnungstechnik bei zwei Säugetieren, einem Insektenfresser und Fleischfresser, um das gesamte Körperwasser, die magere Körpermasse, die Körperfettmasse und den Wasserverbrauch zu bestimmen.

Zusammenfassung

Körperzustands-Scoring-Systeme und Körperzustandsindizes sind gängige Techniken zur Beurteilung des Gesundheitszustands oder der Fitness einer Art. Körperzustands-Scoring-Systeme sind evaluatorabhängig und haben das Potenzial, sehr subjektiv zu sein. Körperzustandsindizes können durch Futtersuche, die Auswirkungen des Körpergewichts sowie statistische und inferentiale Probleme verwirrt werden. Eine Alternative zu Körperzustands-Scoring-Systemen und Körperzustandsindizes ist die Verwendung eines stabilen Isotops wie Deuteriumoxid zur Bestimmung der Körperzusammensetzung. Die Deuteriumoxid-Verdünnungsmethode ist eine wiederholbare, quantitative Technik zur Schätzung der Körperzusammensetzung bei Menschen, Wildtieren und heimischen Arten. Zusätzlich kann die Deuteriumoxidverdünnungstechnik verwendet werden, um den Wasserverbrauch eines einzelnen Tieres zu bestimmen. Hier beschreiben wir die Anpassung der Deuteriumoxid-Verdünnungstechnik zur Beurteilung der Körperzusammensetzung bei großen braunen Fledermäusen (Eptesicus fuscus) und zur Beurteilung des Wasserverbrauchs bei Katzen (Felis catis).

Einleitung

Körperzustands-Scoring-Systeme und Körperzustandsindizes sind gängige Techniken zur Beurteilung des Gesundheitszustands oder der Fitness einer Art^1,2. Viele häusliche und zoologische Arten haben einzigartige Körperzustand Scoring (BCS) Systeme, die verwendet werden, um den Muskel eines Tieres und oberflächliches Fettgewebe³zu bewerten. Die BCS-Bewertung stützt sich jedoch auf den Bewerter, d. h., BCS ist eine objektive oder semiquantitative Messung, wenn sie von einem geschulten Bewerter bewertet wird. Bei Wildtierarten werden Körperzustandsindizes häufig anstelle von BCS verwendet und basieren auf einem Verhältnis von Körpermasse zu Körpergröße oder Körpermasse zu Unterarm². Körperzustand Indizis werden oft durch die Auswirkungen der Nahrungssuche verwirrt und können durch Körpergröße sowie statistische und inferentiale^Probleme4 verwirrt werden.

Eine Alternative zu Körperzustands-Scoring-Systemen und Körperzustandsindizes ist die Verwendung eines stabilen Isotops zur Bestimmung der Körperzusammensetzung. Ein häufig verwendetes stabiles Isotop ist Deuteriumoxid_(D2O), eine nicht-radioaktive Form von Wasser, in dem die Wasserstoffatome Deuteriumisotope sind. Die in dieser Studie beschriebene Deuteriumoxid-Verdünnungsmethode kann eine nicht subjektive, quantitative und wiederholbare Technik sein, die zur Schätzung der Körperzusammensetzung beim Menschen⁵ und einer vielzahl n.^{S. 4,6,7}verwendet wird. Diese Technik kann vorteilhaft für das Studium der Körperzusammensetzung in Wildtieren sein. Zum Beispiel kann es verwendet werden, um Längsänderungen in der Körperzusammensetzung zu bewerten, wie vor und nach einer Management-Aktion. Bei einigen Wildtierarten kann Deuteriumoxid jedoch den tatsächlichen Wassergehalt⁸überschätzen. Daher ist es bei der Anpassung der Technik für eine Art wichtig, die Methode zu validieren, indem die Deuteriumoxid-Methode mit der Schlachtkörperanalyse für nicht gefährdete Arten verglichen wird. Bei bedrohten und gefährdeten Arten sollte eine zerstörungsfreie Methode wie die duale Röntgenabsorptiometrie (DXA) als alternative Vergleichsmethode zur zerstörungsfreien Goldstandardmethode der vollständigen Schlachtkörperanalyse betrachtet werden.

Neben der Körperzusammensetzung kann die_D2O Verdünnungstechnik verwendet werden, um den Wasserverbrauch eines einzelnen Tieres⁹zu bestimmen. Diese einzigartige Anwendung von D₂O kann nicht nur zur Beantwortung von Forschungsfragen verwendet werden, sondern kann auch für die Beurteilung des Wasserverbrauchs einzelner Tiere in großen sozialen Umgebungen nützlich sein.

Hier beschreiben wir die Anpassung der D₂O Verdünnungstechnik zur Beurteilung der Körperzusammensetzung in einem Insektenfresser, großen braunen Fledermäusen (Eptesicus fuscus), und zur Beurteilung des Wasserverbrauchs in einem Fleischfresser, Katzen (Felis catis).

Protokoll

Alle hier beschriebenen Experimente wurden vom University of Missouri Animal Care and Use Committee genehmigt und im Rahmen der Wildlife Scientific Collection permit (Permit #16409 and #17649) des Missouri Department of Conservation (MDC) durchgeführt.

1. Herstellung einer sterilen, isotonischen, gesalzenen_D2O Stofflösung

1. Machen Sie eine 50 ml Lagerlösung von 9,0 g/l gesalzen D₂O.
   1. Wiegen Sie 450 mg pharmazeutische NaCl und übertragen Sie alle NaCl in ein 100 ml sterilisiertes Becherglas. Notieren Sie die genaue Anzahl von NaCl bis 4 Dezimalstellen im Labor-Notebook.
   2. Mit einem sterilen abgestuften Zylinder 50 g von 99,8 % Deuteriumoxid messen und auf das sterile Becherglas übertragen, das den NaCl enthält. Notieren Sie die genaue Menge an Deuteriumoxid auf 4 Dezimalstellen im Labor-Notebook oder Inseton.
   3. Filter 10 ml isosmotische Stärke NaCl (9,0 g/l) durch einen nicht-pyrogenen sterilen Scheibenfilter mit submikronporen (0,2 m).
   4. Befestigen Sie eine 20 G Nadel am nicht-pyrogenen sterilen Scheibenfilter mit submikronporen (0,2 m) mit einem 10 ml Spritzenfass. In das Septum einer 100 ml sterilen leeren Durchstechflasche einlegen.
   5. Befestigen Sie ein Vakuumrohr an einer 22 G Nadel und legen Sie die Nadel in das Septum der 100 ml sterilen leeren Durchstechflasche ein.
   6. 10 ml der Lagerlösung in den Spritzenlauf gießen. Schalten Sie das Vakuum langsam ein, bis die_D2O-Lagerlösung langsam in die sterile Durchstechflasche zu filtern beginnt. Gießen Sie die D₂O-Lagerlösung in den Spritzenlauf, bis alle 50 ml gefiltert sind.
      HINWEIS: Die Stammlösung muss je nach benötigter Dosis möglicherweise verdünnt oder konzentriert werden. Die Dosis von_D2O variiert je nach Art und Empfindlichkeit der Analysemethode. Bei Katzen wurde die Arbeitslösung verwendet, um eine Dosis von 0,7 g/kg_D2O zu verabreichen. Die oben beschriebene Stammlösung minimiert die Menge der NaCl-Lösung, die subkutan für das Tier eingeführt wird, während sie dennoch eine genaue Messung der Dosis ermöglicht. Bei kleinen Säugetieren wie Fledermäusen muss diese Konzentration zu einer funktionierenden Lösung wie 0,1600 g/ml verdünnt werden. Mit dieser Konzentration kann die Dosis von 0,75 g/kg_D2O genau gemessen und in ca. 100 l oder weniger NaCl-Lösung verabreicht werden.

2. Herstellung von steriler, isotonischer, entsalzter_D2O Lagerarbeitslösung für Fledermäuse

1. Wiegen Sie eine 10 ml leere sterile Durchstechflasche und zeichnen Sie das Gewicht auf die nächsten 4 Dezimalstellen auf. Tare-Skala.
2. Verwenden Sie eine 1,0 ml Spritze, um 0,65 ml der_D2O-Lagerlösung auf die geteerte, 10 ml leere sterile Durchstechflasche zu übertragen. Rekordgewicht von D₂O bis 4 Dezimalstellen. Tare-Skala.
3. Berechnen Sie das Volumen von D₂O in der 10 ml leeren Durchstechflasche. Verwenden Sie die folgende Gleichung.
   
   wobei W ein gemessenes Gewicht und D die Dichte von 99,8%_D2O (1,107 g/ml) ist.
4. Verwenden Sie das berechnete Volumen und das bekannte Gewicht der_D2O, um das Volumen der isotonischen Salin zu bestimmen, das erforderlich ist, um eine Arbeitslösung für 0,1600 g/ml herzustellen.
5. In das Septum der 10 ml sterilen Durchstechflasche, der 22 G Nadel (am Vakuumröhrchen befestigt) einlegen. In das Septum der 10 ml sterilen Durchstechflasche, der 20 G Nadel (befestigt an einem 0,22 m Spritzenfilter mit einem 10 ml Spritzenfass).
6. Gießen Sie die berechnete Masse/Volumen isotonischer NaCl in den Spritzenlauf und schalten Sie das Vakuum ein, um einen langsamen Tropf in die sterile 10 ml Durchstechflasche zu ermöglichen.
7. Zeichnen Sie das Gewicht der Durchstechflasche auf und stellen Sie sicher, dass eine Arbeitslösung mit einem Wert von 0,1600 g/mL erstellt wird.

3. Bestimmung der Körperzusammensetzung der großen braunen Fledermäuse (Eptesicus fucsus) mit D₂O

HINWEIS: Die im Protokoll verwendete Lagerlösung Von_D2O beträgt 0,1598 g/ml. Vor der Blutentnahme stellen Sie sicher, dass die Entfernung von bis zu 200 L Blut 10 % des gesamten Blutvolumens der Fledermaus beträgt und innerhalb der vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) festgelegten Richtlinien für die Blutentnahme liegt. Alle Tiere sollten gefastet oder Bauch gestreichelt werden, um einen leeren Magen zu gewährleisten. Eine kürzliche Mahlzeit könnte das Gewicht des Tieres verändern, was zu verwirrten Ergebnissen führt, da Berechnungen zur Bestimmung des Körperfetts auf der Körpermasse des Tieres beruhen.

1. Anästhetisieren Sie eine große braune Fledermaus.
   1. Verwenden Sie 5,0% Isofluran zur Induktion. Halten Sie eine stabile Anästhesieebene mit 0,5% bis 3,0% Isofluran.
   2. Bestimmen Sie die richtige Anästhesietiefe, indem Sie den Pedalentzugsreflex testen (die Zehen der Fledermaus kneifen). Die Fledermaus sollte nicht auf das Gefühl reagieren und die Atemfrequenz sollte langsam und stabil bleiben. Stellen Sie Isofluran nach Bedarf ein, um eine stabile Anästhesieebene aufrechtzuerhalten.
   3. Rekord-Isofluran-Spiegel, Herzfrequenz, Atemfrequenz, und andere Informationen, wie von IACUC gefordert.
2. Wiegen Sie die große braune Fledermaus und notieren Sie das Gewicht auf 4 Dezimalstellen.
3. Das Uropatagium (Schwanzmembran) über der zwischenmenschlichen Vene mit einem Alkohol-Prep-Pad reinigen und trocknen lassen. Tragen Sie eine dünne Schicht Petroleumgelee über die zwischenmenschliche Vene auf.
4. Verwenden Sie eine 29 G Nadel, um den dorsalen Teil der interfemoralen Vene zu durchstechen und 100 l Blut mit Kunststoff-Natriumheparinkapillarröhren zu sammeln. Sorgen Sie für eine ausreichende Vermischung des Vollblutes mit dem Natriumheparin, indem Sie jedes Rohr nach der Entnahme sanft rollen und das Rohr beschriften.
5. Mit einer DXA-Maschine für kleine Säugetiere kalibriert, erhalten sie drei DXA-Scans der Fledermaus¹⁰.
6. Bestimmen Sie die Masse (in g) von_D2O zu injizieren, indem Sie das Fledermausgewicht in kg mit der_D2O-Dosis von 0,75 g/kg multiplizieren. Bestimmen Sie das Volumen der_{berechneten D2}O-Dosis (V), indem Sie das Gewicht der_D2O-Dosis durch die Konzentration der Arbeitslösung dividiert.
   
   
7. Verwenden Sie eine Insulinspritze mit einer 29 G Nadel, die angebracht ist, um das berechnete Volumen von_D2O zu erstellen. Wiegen Sie die_D2O, Insulinspritze und Nadel. Auf 4 Dezimalstellen aufzeichnen.
8. Injizieren Sie die D₂O subkutan über die dorsale Hüftregion der anästhesierten Fledermaus.
9. Lassen Sie Fledermaus von Anästhesie erholen und die Zeit der Injektion aufzeichnen.
10. Unmittelbar nach der Injektion die nun leere Insulinspritze mit der 29 G Nadel abwägen. Zeichnen Sie die Gewichtung auf 4 Dezimalstellen auf.
11. Bestimmen Sie die Dosis von_D2O injiziert, indem Sie das Gewicht der Insulinspritze nach der Injektion von der Vorinjektions-D2 O gefüllten Insulinspritze subtrahieren. Auf 4 Dezimalstellen aufzeichnen.
12. Innerhalb von 30 min nach der Blutentnahme verwenden Sie eine Hämatokritzentrifuge, um jedes Kapillarrohr für 5 min zu spinnen. Wenn die Hämatokritzentrifuge mehrere Geschwindigkeiten zulässt, stellen Sie 10.000 x gein.
13. Verwenden Sie eine scharfe Schere, um das Kunststoffkapillarrohr zwischen Vollblut und Plasma zu schneiden. Verwenden Sie eine 200-L-Pipette, um das Plasma direkt in ein beschriftetes, 500-L-Speicherrohr zu vertreiben.
14. Nach der Ausgleichsperiode, sammeln Sie weitere 100 L Blut aus der zwischenfmoralen Vene.
    HINWEIS: Die Ausgleichsperiode variiert je nach Art und wenn die Fledermäuse in Torpor gehen. Für große braune Fledermäuse, in der Regel 2 h ist ausreichend für die Gleichgewichtszeit.
15. Trennen Sie Plasma in ein zweites markiertes, 500 L Mikrozentrifugen-Schrauben-Oberrohr, indem Sie Schritt 3.13 wiederholen. Proben bei -20 °C oder kälter bis zur Analyse lagern.

4. Fourier-Transform-Infrarot-Spektrophotometrie-Analyse

1. Stellen Sie die Temperatur eines Sandbades auf 60 °C ein, um die Destillation zu erleichtern (die Trennung von Wasser und D₂O von anderen Blutbestandteilen zu ermöglichen).
2. Pipette 50 l jeder Plasmaprobe und Standard auf die Innenseite einer 1,5 ml konischen mikrozentrifugenrohren Kappe. Einschließlich Normen, die bekannte Konzentrationen von_D2O als Qualitätskontrolle enthalten.
   HINWEIS: Idealerweise hat jedes Tier drei Wiederholungen pro Probe und den Durchschnitt der drei gemeldeten Replikationen. Aufgrund des begrenzten Probenvolumens und des Probenvolumens, das für die von den Autoren verwendeten FT-IR-Geräte benötigt wird, wurden keine Wiederholungen für die Fledermausproben durchgeführt. Wenn eine Probe weniger als 50 l Plasma enthält, pipette die Probenmenge auf die konische Mikrozentrifugenrohrkappe und zeichnet das Volumen auf.
3. Halten Sie die Mikrozentrifugenkappe auf den Kopf und schrauben Sie das 1,5 ml konische Mikrozentrifugenrohr auf die Kappe. Legen Sie das umgekehrte (umgedrehte) Rohr mit der Kappe mindestens 12 h (übernachtungsfrei) in Kontakt mit dem Sand in das Sandbad.
4. Nach 12 h die Kappe entfernen und durch eine neue, saubere Kappe ersetzen. Pulsieren Sie das Mikrozentrifugenrohr für 10 s in einer Zentrifuge.
5. Erstellen Sie folgende Normen: 0 ppm (0 mg D₂O in 1 L destilliertem Wasser), 293 ppm (293 mg D₂O in 1 L destilliertem Wasser), 585 ppm (585 mg_D2O in 1 L destilliertes Wasser), 878 ppm (878 mg D₂O in 1 L destilliertem Wasser) und 1170 ppm D₂O (1170 mg_D2O in 1 L destilliertem Wasser).
   HINWEIS: Die oben genannten Werte werden für eine Standardkurve vorgeschlagen. Alternative Werte wie 250 ppm, 500 ppm, 750 ppm usw. können verwendet werden.
6. Installieren Sie eine flüssige Übertragungszelle in das Fourier-transformierte Infrarotspektrophotometrie (FTIR) Spektrometer (Tabelle der Materialien). Füllen Sie die Zelle mit Methanol und verbinden Sie den Injektionsanschluss. Füllen Sie die Zelle langsam mit Hintergrundwasser, während Sie die Methanolspritze vorsichtig entfernen, um das Risiko von Luftblasen zu reduzieren. Schließen Sie Schläuche an den Ausgangsanschluss an, um das Entfernen der Proben nach der Analyse zu ermöglichen.
7. Bereiten Sie die FTIR-Spektrometer-Software (Materialtabelle) für die Analyse von D₂O in Wasser vor. Die Parametereinstellungen für die in diesem Protokoll verwendete Spektrometersoftware sind in Tabelle 1aufgeführt.
8. Sammeln Sie eine Hintergrundprobe mit dem Verdünnungsmittel, 0,22 m-gefiltertem, destilliertem Wasser. Dabei sollte es sich um das gleiche Wasser handelt, das für die Normen verwendet wird.
9. Injizieren Sie 40 l der 0 ppm D₂O und nehmen Sie die Spektren auf. Speichern Sie die Spektren als CSV-Datei (CSV) (Comma separated Values).
10. Setzen Sie die Injektion und Speicherung der Spektren aller Standards fort, um eine Standardkurve zu erstellen.
11. Wiederholen Sie den Hintergrund und die Standardkurve alle 60 bis 90 min.
12. In jizieren Sie 40 l jeder destillierten Probe in die flüssigkeitsgebundene Übertragungszelle und speichern Sie die Spektren.
    HINWEIS: Ändern Sie das Injektionsvolumen der Normen und destillierten Proben basierend auf dem Volumen der flüssigen Übertragungszelle. Verwenden Sie eine flüssigkeitsübertragungszelle mit kleinerem Volumen, wenn das Probenvolumen unter 40 l liegt, oder verdünnen Sie 1:1 mit Hintergrunddestilliertem Wasser.
13. Bestimmen Sie die Konzentration von D₂O jeder Probe aus den FTIR-Spektren mit einem Tabellenkalkulationsprogramm, wie von Jennings et al.¹¹ oder der Spektralsoftware beschrieben. Wenn Replikationen durchgeführt werden, verwenden Sie die durchschnittliche Konzentration, um die Körperzusammensetzung zu berechnen.

5. Berechnung der Körperzusammensetzung

1. Konvertieren Sie die Deuteriumanreicherung (ppm) in Atomprozentkonzentration für jede Probe mit der folgenden Gleichung^12:
   
   wobei x die gemessene Deuteriumanreicherung (ppm) der Probe und 0,0001557 der im Wiener Standard Mean Ocean Water (VSMOW)¹³gemeldete Molanteil des Deuteriums ist.
2. Berechnen Sie das Gesamtkörperwasser für jede Probe mit der folgenden Gleichung^4,12,14:
   )
   wobei E die gemessene Anreicherung ist (Atom%) deuterium in der Probe nach Hintergrundkorrektur, B ist die Injektionsmasse in g, und 0,998 ist die Konzentration der injizierten_D2O.
   HINWEIS: Deuteriumaustausch mit labilem Wasserstoff verursacht eine 2% Überschätzung der gesamten Körperwassermasse. Das gesamte Körperwasser sollte korrigiert werden, indem die Gesamtgewichtschätzung der Körperwassermasse um 2 % des Körpergewichts verringert wird.
3. Schätzen Sie die fettfreie Masse (schlanke Körpermasse und alle anderen nicht-Fett-Komponenten) jeder Fledermaus mit der folgenden Gleichung:
   
   HINWEIS: Verwenden Sie den konventionell akzeptierten Wert von 0,732 für den fraktionierten Feuchtigkeitsgehalt der schlanken Körpermasse für gesunde, euhydrierte, nicht laktierende Fledermäuse. Der fraktionierte Feuchtigkeitsgehalt der fettfreien Masse kann sich in laktierenden großen Brauntönen auf Basis der postpartalen Woche¹⁵ändern. Für andere Arten verwenden Sie die in der Literatur veröffentlichten Werte oder bestimmen Sie den fraktionierten Feuchtigkeitsgehalt der mageren Körpermasse, bevor Sie Berechnungen der schlanken Körpermasse durchführen.
4. Schätzen Sie die Körperfettmasse mit der folgenden Gleichung:
   
5. Konvertieren Sie die Körperfettmasse in g in Prozent Körperfettmasse mit der folgenden Gleichung:
   

6. Bestimmung der Wasserzusammensetzung in einem Fleischfresser (Felis catus, Hauskatze)

1. Bereiten Sie die Lagerlösung wie in Abschnitt 1 beschrieben vor.
2. Wiegen Sie jede Katze auf die nächsten 3 Dezimalstellen und zeichnen Sie das Gewicht auf. Berechnen Sie die Dosis für jede Katze wie in Schritt 3.6 beschrieben mit einer_D2O-Dosis von 0,70 g/kg.
3. Bereiten Sie jede Dosis wie in den Schritten 3.7-3.8 beschrieben vor. mit einer 3 ml oder 5 ml Spritze mit einer 22 G Nadel anstelle einer Insulinspritze.
4. Sammeln Sie 500 l Vollblut und verabreichen Sie anschließend subkutan die 0,7 g/kg_D2O. Zentrifuge Vollblut bei 2.000 x g für 15 min und speichern Sie Plasma in 1,5 ml Mikrozentrifuge Schraube Top-Röhren bei -20°C bis zur Analyse.
5. Sammeln Sie 500 l Vollblut 4 h nach der Injektion. Zentrifugieren Sie Vollblut bei 2.000 x g für 15 min und lagern Sie Plasma in 1,5 ml Mikrozentrifugen-Schraub-Top-Röhren bei -20 °C bis zur Analyse.
6. Sammeln Sie 14 Tage nach der Injektion 500 L Vollblut. Zentrifugieren Sie Vollblut bei 2.000 x g für 15 min und lagern Sie Plasma in 1,5 ml Mikrozentrifugen-Schraub-Top-Röhren bei -20 °C bis zur Analyse.
   HINWEIS: Die Anzahl der Tage zwischen der Blutentnahme kann auf den experimentellen Bedürfnissen und der Zeit nach der Injektion basieren, in der D₂O über den Hintergrundniveaus nachgewiesen werden kann. Vierzehn Tage war die Länge der diätetischen Behandlungsblöcke von Hooper et al.⁹.
7. Führen Sie die FT-IR-Analyse gemäß Abschnitt 4 durch und berechnen Sie die Körperzusammensetzung gemäß Abschnitt 5 dieses Protokolls.
8. Berechnen Sie den Wasserverbrauch in ml/Tag anhand der folgenden Gleichungen:
   
   
   
   wobei TBW Gesamtkörperwasser ist, sind die Anfangswerte D₂O und End_D2O die in ppm in den Proben nach der Injektion_D2O gemessenen Konzentrationen.

Ergebnisse

Die Deuteriumoxid-Verdünnungstechnik kann verwendet werden, um die Körperzusammensetzung einer Vielzahl von Arten zu bewerten. Um die Anpassungsfähigkeit zu demonstrieren, berichten wir über den ersten Einsatz der Deuteriumoxid-Verdünnungstechnik bei einer nordamerikanischen insektenfressenden Fledermausart, Eptesicus fuscus, der großen braunen Fledermaus für repräsentative Ergebnisse. Ein Timing-Plateau wurde durch die Einnahme von Blutproben vor und nach D₂O abgeschl...

Diskussion

Die Verwendung von Deuteriumoxid zur Bestimmung von TBW wird seit den 1940er^{Jahren 17} verwendet und wird beim Menschen und einer Vielzahl von Haus- und Wildtierarten^4,6,7verwendet. Weitere zerstörungsfreie Techniken wurden entwickelt, darunter bioelektrische Impedanzanalyse (BIA), DXA und quantitative Magnetresonanz (QMR). Jede Methode hat Vor- und Nachteile, die vor der Auswahl einer bestimmten Methode z...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0,2 Mikron pyrogener Scheibenfilter	Argos Technologies	FN32S Nylon	, 30 mm Durchmesser, 0,22 μm, sterile
1,5 mL konische Mikrozentrifugenröhrchen	USA Scientific	1415-9701	1,5 ml selbststehendes Mikrozentrifugenröhrchen, natur mit blauer Kappe
10 mL steriles Glasfläschchen für Injektion	Mountainside Medical Equipment	MS-SEV10	klare, sterile Glasinjektionseinheit
10-ml-Spritze	Becton Dickinson	sterile 10-ml-Spritze einzeln verpackte
100-ml-Durchstechflasche aus sterilem Glas für die Injektion	Mountainside Medical Equipment	AL-SV10020	Injektionseinheit aus klarem, sterilem Glas
20-Gauge-Nadel	Exel	26417	Nadeln subkutanisch 20 g x 1" Kunststoffnabe (gelb) / normale Abschrägung
22-Gauge-Nadel	Exel	26411	Nadeln Injektion 22G x 1" Kunststoff Nabe (schwarz) / normal abgeschrägt
Deuteriumoxid	Sigma-Aldrich	151882-25G	99,9 Atom % D
Isofluoran	Vetone	3060	Fluriso, Isofluran, USP
OMNIC Spectra Software	ThermoFisher Scientific	833-036200	FT-IR Standardsoftware
Vaseline	Vaseline	305212311006	Vaseline, 100% reine Vaseline, originale, hautschützende
Kapillarröhrchen aus Kunststoff	Innovative Med Tech	100050	Natriumheparin-Antikoagulans, 50 μ L Kapazität, 30 mm Länge
Sealed Liquid Spectrophotometer SL-3 FTIR CAF2 Cell	International Crystal Laboratory	0005D-875	0,05 mm Weglänge
Natriumchlorid	EMD Millipore	1.37017	geeignet für biopharmazeutische
Produktion Thermo Electron Nicolet 380 FT-IR Spektrometer	ThermoFisher Scientific	269-169400	Auslaufmodell, neuere Modelle verfügbar