Methodenartikel

Invasive hämodynamische Beurteilung des rechten ventrikulären Systems und Hypoxie-induzierte pulmonale arterielle Hypertonie bei Mäusen

DOI:

10.3791/60090

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24. Oktober 2019

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1Beijing Key Laboratory of Pre-clinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Laboratory Animal Center, Peking University, 3Center of Cardiac Surgery for Adults, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Hier stellen wir ein Protokoll zur Durchführung einer invasiven hämodynamischen Beurteilung der rechten Herzkammer und der Lungenarterie bei Mäusen unter Verwendung eines Ansatzes für eine Operation in der offenen Brust vor.

Zusammenfassung

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Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine chronische und schwere Herz-Lungen-Erkrankung. Mäuse sind ein beliebtes Tiermodell, das verwendet wird, um diese Krankheit zu imitieren. Die Bewertung des rechtsventrikulären Drucks (RVP) und des Lungenarteriendrucks (PAP) bleibt jedoch bei Mäusen technisch anspruchsvoll. RVP und PAP sind aufgrund der anatomischen Unterschiede zwischen dem linken und rechten Herzsystem schwieriger zu messen als linksventrikulärer Druck. In diesem Beitrag beschreiben wir eine stabile hämodynamische Messmethode des rechten Herzens und deren Validierung mit gesunden und PAH-Mäusen. Diese Methode basiert auf einer Operation in der offenen Brust und einer mechanischen Beatmungsunterstützung. Es ist ein kompliziertes Verfahren im Vergleich zu geschlossenen Brust-Verfahren. Während für diese Operation ein gut ausgebildeter Chirurg benötigt wird, besteht der Vorteil dieses Verfahrens darin, dass es sowohl RVP- als auch PAP-Parameter gleichzeitig erzeugen kann, so dass es ein bevorzugtes Verfahren für die Bewertung von PAH-Modellen ist.

Einleitung

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Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine chronische und schwere kardiopulmonale Erkrankung mit Erhöhung des Lungenarteriendrucks (PAP) und des rechtsventrikulären Drucks (RVP), die durch Zellproliferation und Fibrose kleiner Lungenarterien verursacht wird. 1. Lungenarterienkatheter, auch Swan-Ganz Katheter2genannt, werden häufig bei der klinischen Überwachung von RVP und PAP eingesetzt. Darüber hinaus wurde ein drahtloses PAP-Überwachungssystem klinischeingesetzt 3,4,5. Um die Krankheit für die Studie an Mäusen zu imitieren, wird eine hypoxische Umgebung verwendet, um menschliche klinische Manifestationen von PAH6zu simulieren. Bei der Bewertung von PAP bei Tieren sind große Tiere relativ einfach mit Derpulenarterienkathetern zu überwachen, die die gleiche Technik wie bei menschlichen Probanden verwenden, aber Kleintiere wie Ratten und Mäuse sind aufgrund ihrer geringen Körpergröße schwer zu beurteilen. Die hämodynamische Messung des rechten ventrikulären Systems bei Mäusen ist mit einem ultrakleinen 1 Fr Katheter7möglich. Eine Methode zur Messung von RVP und PAP bei Mäusen wurde in der Literatur8,9berichtet, aber die Methode fehlt eine detaillierte Beschreibung. RVP und PAP sind aufgrund der anatomischen Unterschiede zwischen dem linken und rechten Herzsystem schwieriger zu messen als linksventrikulärer Druck.

Um sowohl PAP- als auch RVP-Parameter in der gleichen Maus zu erhalten, beschreiben wir einen operationsbasierten Ansatz für operationenbasierte Messungen des rechten Herzens, seine Validierung mit gesunden und PAH-Mäusen und wie man die Erzeugung künstlicher Daten während der komplizierten offenen Brust vermeidet. chirurgie. Obwohl diese Technik am besten von einem gut ausgebildeten Chirurgen durchgeführt wird, hat sie den Vorteil, PAP und RVP in der gleichen Maus beurteilen zu können.

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Protokoll

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Das Tierprotokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee am Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Science, Peking Union Medical College (NO.0000287) überprüft und genehmigt. Die Versuchstiere wurden nach den Richtlinien des Tierschutzes in China untergebracht und gefüttert.

HINWEIS: Acht- bis 12 Wochen alte männliche C57BL-Mäuse wurden in einer Umgebung mit einem 12 h dunklen / 12 h Lichtzyklus untergebracht. Die PAH-Mäuse wurden 4 Wochen lang unter einer Sauerstoffkonzentration von 10 % untergebracht, die von einer sauerstoffgesteuerten Hypoxiekammer gehalten wurde, um pulmonale Hypertonie zu induzieren, und Kontrollmäuse wurden in Raumluft (21% Sauerstoff) unter identischen Bedingungen untergebracht. RVP- und PAP-Messungen wurden am Ende der 4 Wochen Hypoxie-Herausforderung durchgeführt.

1. Präoperative Zubereitung

  1. Den Druckwandlerkatheter (Größe: 1 Fr) in 0,9% Kochsaline bei Raumtemperatur mindestens 30 min vor dem hämodynamischen Experiment einweichen.
  2. 2,2,2-Tribromoethanol-Lösung mit 0,22 m Filter filtern und im 4-Grad-Kühlschrank lagern.
  3. Bereiten Sie gereinigte Operationswerkzeuge und Zubehör wie Handschuhe für die Operation vor.
  4. Bereiten Sie 10 ml 1,0% Verdauungsenzymlösung für die Katheterreinigung vor.
  5. Schließen Sie den Druckaufnehmerkatheter an ein Druckvolumensystem an.
  6. Kalibrieren Sie den Druckaufnehmer, bevor Sie Druckmessungen für jede Maus erhalten.
    1. Drehen Sie den Kalibrierknopf auf 0 mmHg und 25 mmHg, um ein Verifikationsdrucksignal an die Datenerfassungssoftware zu senden und die Kalibrierungseinstellung in der Software zu konfigurieren.
    2. Drehen Sie den Knopf auf Transducer und stellen Sie den Balance-Regler auf Null Baseline ein.
  7. Richten Sie ein Standard-Stereomikroskop und einen temperaturgeregelten Operationstisch für Kleintiere für die Erhaltung der Körpertemperatur während der Operation ein.
  8. Richten Sie ein Lichtbeleuchtungssystem für die Mikrochirurgie ein, um genügend Licht über den Operationsbereich zu bringen.

2. Open-Chest-Chirurgie und hämodynamische Messung

  1. Anästhesisieren Sie Mäuse mit 250 mg/kg 2,2,2-Tribromoethanol mittels intraperitonealer Injektion( i.p.). Falls erforderlich, wiederholen Sie während des Eingriffs zusätzliche Dosen bei 1/3 bis 1/2 der ursprünglichen Dosis.
  2. Entfernen Sie Brust- und Halsfell mit einem Rasierer und Haarentfernung Lotion (Abbildung 1A, 2A).
  3. Sichern Sie jede Maus in der Supine-Position auf einem temperaturgeregelten Operationstisch für Kleintiere, um die Körpertemperatur (37 °C) während der Operation aufrechtzuerhalten.
  4. Reinigen Sie die chirurgische Stelle mit 70% Ethanal.
  5. Sobald die Anästhesie in Kraft ist, bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesieinduktion mit einer Zehenprise.
  6. Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Nackenhaut (Abbildung 1A).
  7. Sezieren Sie den Skelettmuskel mit gekrümmten Zangen und belichten Sie die Luftröhre (Abbildung 1B, 1C).
  8. Intubation durch den Mund mit einem modifizierten 22 G intravenösen Mantelkatheter durchführen. Bestätigen Sie, dass sich der Schlauch mit Zangen in der Luftröhre befindet (Abbildung 1D).
  9. Schließen Sie die Schläuche an ein kleines Tierbeatmungsgerät an. Berechnen und einstellen Sie die Atmungsrate und das Gezeitenvolumen basierend auf dem Körpergewicht gemäß der Beatmungsanleitung10. Legen Sie z. B. die Atmungsrate auf 133/min und das Gezeitenvolumen auf 180 l für eine 30 g Maus auf der Grundlage der beschriebenen Berechnung fest.
  10. Sichern Sie die Schläuche für die Belüftung mit Klebeband.
  11. Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesieinduktion mit einer Zehenprise.
  12. Machen Sie einen Mittellinienschnitt auf der Brusthaut und sezieren Sie vorsichtig die Brustmuskeln mit einem Kauterienwerkzeug (Abbildung 2B, 2C).
  13. Schneiden Sie das Brustbein mit einer Schere über die Mitte und belichten Sie die Brusthöhle (Abbildung 2D).
  14. Verhindern Sie Blutungen mit dem Kauteriewerkzeug während der Operation in der offenen Brust.
  15. Belichten Sie den rechten Ventrikel mit Retraktoren (Abbildung 2E).
  16. Setzen Sie den kochliniengetränkten Druckwandlerkatheter durch einen kleinen Tunnel, der mit einer 25 G Nadel erstellt wurde, in den rechten Ventrikel ein, um RVP zu messen (Abbildung 2F und Abbildung 3A, 3C).
  17. Halten Sie das Katheterkabel und kreuzen Sie die Lungenklappe koaxial mit der Lungenarterie. Beobachten Sie die Druckwellenform und erhalten Sie ein stabiles PAP-Signal (Abbildung 3B, 3D).
  18. Zeichnen Sie hämodynamische Daten mit dem Datenerfassungssystem und der Software auf.
  19. Nach den letzten Messungen, einschläfern Mäuse human durch i.p. Injektion einer Überschussdosis von 2,2,2-Tribromethanol-Lösung.
  20. Entfernen Sie den Katheter vorsichtig aus dem rechten Herzsystem und legen Sie es in eine 1 ml Spritze mit 1% Verdauungsenzymlösung.
  21. Verwenden Sie destilliertes Wasser, um den Katheter kontinuierlich sorgfältig zu spülen und in der Originalverpackung aufzubewahren.

3. Datenanalyse für Hämodynamik

HINWEIS: Die hämodynamischen Daten wurden mit Hilfe der Analysesoftware11 (Materialtabelle) aufgezeichnet und analysiert.

  1. Wählen Sie für jede Maus mindestens 10 kontinuierliche und stabile Taktzyklen ohne Rauschen aus, um die durchschnittlichen Daten der RVP- oder PAP-Daten für jeden Parameter zu erhalten.
  2. Verwenden Sie Student es t-test, um die normalen Luftkontroll- und Hypoxiegruppen zu vergleichen. HINWEIS: p < 0,05 wurde als statistisch signifikant angesehen. Die Daten werden als mittelwerter SD dargestellt.

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Ergebnisse

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Der Druckwandlerkatheter wurde durch einen um eine 25 G Nadel erweiterten Tunnel in den rechten Ventrikel(Abbildung 3A) eingeführt und eine typische RVP-Wellenform (Abbildung 3C) erhalten. Der Katheter wurde kontinuierlich eingestellt und langsam weiterentwickelt und in der gleichen Achse wie die Lungenarterie beim Durchlaufen der Lungenklappe gehalten (Abbildung 3B). Wenn der Druck...

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Diskussion

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Die Trachealintubation ist der erste wichtige Schritt für Operationen in der offenen Brust. Die klassische Methode der Trachealintubation für Kleintiere, wie Ratten oder Mäuse, beinhaltet die Herstellung eines T-förmigen Schnitts auf der Luftröhre und das direkte Einsetzen von Y-Typ-Trachealschläuchen in die Luftröhre. In der Praxis stellen wir fest, dass diese Methode während der Bedienung nicht einfach ist. Der Y-Typ Trachealschlauch ist zu groß für Kleine Tiere und bildet einen Winkel mit der Luftröhre. Daher ist es s...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

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Diese Forschung wird unterstützt durch das Postgraduate Education and Teaching Reform Project des Peking Union Medical College (10023-2016-002-03), den Fuwai Hospital Youth Fund (2018-F09) und den Director Fund of Beijing Key Laboratory of Pre-Clinical Research and Evaluation für kardiovaskuläre Implantatmaterialien (2018-PT2-ZR05).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2,2,2-TribromethanolSigma-AldrichT48402-5GFür die Anästhesie
Temperaturregler für TierePhysitemp Instruments, Inc.TCAT-2LVZur Temperaturregelung
PräparierzangeFine Science Tools, Inc.11274-20Für die Chirurgie
Gemini Cautery SystemGeminiGEM 5917Für die
Chirurgie Intravenöser Katheter (22G)BD Angiocath381123Für die Intubation
LabChart 7.3ADInstrumentsFür die Datenanalyse
LichtbeleuchtungssystemOlympusFür die
Chirurgie Mikro-Tip KatheterMillar Instruments, Houston, TXSPR-1000Für die Druckmessung
Millar Druck-Volumen-SystemeMillar Instruments, Houston, TXMVPS-300Für die Druckmessung
O2-Controller und HypoxiekammerBiospherixProOx 110Für chronische Hypoxie
PowerLab DatenerfassungssystemADInstrumentsPowerLab 16/30Für die Datenaufzeichnung
SchereFine Science Tools, Inc.14084-08Für die Chirurgie
Beatmungsgerät für KleintiereHarvard ApparatusMini-Vent 845Für die Chirurgie
StereomikroskopOlympusSZ61Für
die Chirurgie Tape3MFür die Chirurgie
Terg-a-zyme-EnzymSigma-AldrichZ273287-1EAFür die Katheterreinigung

Referenzen

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  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130 (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119 (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17 (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377 (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7 (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. , Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299 (6), 2069-2075 (2010).
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  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. , Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. , Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
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