Nanoskopische Bildgebung menschlicher Gewebeabschnitte über physikalische und isotrope Expansion

Zusammenfassung

Nanoskalige Bildgebung klinischer Gewebeproben kann das Verständnis der Krankheitspathogenese verbessern. Expansionspathologie (ExPath) ist eine Version der Erweiterungsmikroskopie (ExM), modifiziert für die Kompatibilität mit Standard-Klinischen Gewebeproben, um die nanoskalige Konfiguration von Biomolekülen mit herkömmlichen Beugungsmikroskopen zu untersuchen.

Zusammenfassung

In der modernen Pathologie spielt die optische Mikroskopie eine wichtige Rolle bei der Krankheitsdiagnose, indem sie mikroskopische Strukturen klinischer Proben aufdeckt. Die grundlegende physikalische Beugungsgrenze verhindert jedoch das Verhören von nanoskaliger Anatomie und subtilen pathologischen Veränderungen bei verwendung herkömmlicher optischer Bildgebungsansätze. Hier beschreiben wir ein einfaches und kostengünstiges Protokoll, die sogenannte Expansionspathologie (ExPath), für die nanoskalige optische Bildgebung gängiger Arten klinischer Primärgewebeproben, einschließlich festgefrorener oder formalinfixierter Paraffingewebe (FFPE) Bereichen. Diese Methode umgeht die optische Beugungsgrenze, indem sie die Gewebeproben chemisch in Gewebe-Hydrogel-Hybride umwandelt und sie in reinem Wasser isisonsisch über mehrere Skalen ausdehnt. Durch die Ausdehnung werden bisher unlösbare Moleküle abgetrennt und können somit mit einem herkömmlichen optischen Mikroskop beobachtet werden.

Einleitung

Die Untersuchung der molekularen Organisation von Geweben in einem dreidimensionalen (3D) Kontext kann ein neues Verständnis der biologischen Funktionen und der Krankheitsentwicklung liefern. Diese nanoskaligen Umgebungen liegen jedoch über den Auflösungsfähigkeiten herkömmlicher Beugungsmikroskope (200 bis 300 nm), wobei der minimale lösbare Abstand, d durch d -/NAdefiniert wird. Hier ist die Wellenlänge des Lichts und NA ist die numerische Blende (NA) des Bildgebungssystems. Kürzlich wurde die direkte Visualisierung fluoreszierend markierter Moleküle durch neu entwickelte hochauflösende Bildgebungstechniken^1,2,3, einschließlich stimulierter Emissionserschöpfung (STED), ermöglicht. photoaktivierte Lokalisationsmikroskopie (PALM), stochastische optische Rekonstruktionsmikroskopie (STORM) und strukturierte Beleuchtungsmikroskopie (SIM). Obwohl diese bildgebenden Verfahren das Verständnis der biologischen Funktion im Nanomaßstab revolutioniert haben, verlassen sie sich in der Praxis oft auf teure und/oder spezialisierte Geräte und Bildverarbeitungsschritte, können eine langsamere Erfassungszeit haben, verglichen mit konventionelle optische Bildgebung erfordern Fluorophore mit spezifischen Eigenschaften (z. B. Fotowechselfähigkeit und/oder hohe Photostabilität). Darüber hinaus bleibt es eine Herausforderung, 3D-Superauflösungs-Bildgebung an Gewebeproben durchzuführen.

Die Erweiterungsmikroskopie (ExM), die erstmals 2015 eingeführt wurde⁴, bietet eine alternative Möglichkeit, nanoskalige Merkmale (<70 nm) zu bildgeben, indem konservierte Proben, die in ein anschwellendes Polyelektrolythydrogel eingebettet sind, physisch erweitert werden. Hier bei einem Polymernetzwerk, das nach der chemischen Verarbeitung isotopisch erweitert werden kann, werden wichtige Biomoleküle und/oder Etiketten vor Ort verankert. Da die physikalische Ausdehnung die effektive Gesamtauflösung erhöht, können Moleküle von Interesse dann mit herkömmlichen Beugungs-begrenzten Bildgebungssystemen gelöst werden. Seit der Veröffentlichung des ursprünglichen Protokolls, bei dem kundenspezifische synthetisierte Fluoreszenzetiketten im Polymernetzwerk⁴verankert wurden, wurden neue Strategien zur direkten Verankerung von Proteinen (Proteinretention ExM oder proExM)^{verwendet 5, 6,7,8,9} und RNA^9,10,11,12 zum Hydrogel, und erhöhen die physikalische Vergrößerung durch iterative Erweiterung¹³ oder Anpassung der Gelchemie^8,14,15.

Hier stellen wir eine angepasste Version von proExM vor, die als Expansionpathologie (ExPath)¹⁶bezeichnet wird und für klinische Pathologieformate optimiert wurde. Das Protokoll wandelt klinische Proben, einschließlich formalinfixierter Paraffin-Embedded (FFPE), Hämatoxylin und Eosin (H&E) gebeizte und frisch gefrorene menschliche Gewebeproben, die auf Glasrutschen montiert sind, in einen mit ExM kompatiblen Zustand um. Proteine werden dann am Hydrogel verankert und die mechanische Homogenisierung durchgeführt (Abbildung 1)¹⁶. Mit einer 4-fachlinearen Ausdehnung der Proben können mehrfarbige Superauflösungsbilder (ca. 70 nm) mit einem herkömmlichen konfokalen Mikroskop mit nur einer Auflösung von 300 nm erhalten und auch mit anderen hochauflösenden Bildgebungstechniken kombiniert werden.

Protokoll

1. Herstellung von Lagerreagenzien und Lösungen

1. Bereiten Sie Gelierlösungskomponenten vor.
   HINWEIS: Lösungskonzentrationen werden in g/mL (w/v Prozent) angegeben.
   1. Herstellung folgender Lagerlösungen: 38% (w/v) Natriumacrylat (SA), 50% (w/v) Acrylamid (AA), 2% (w/v) N,N-Methylenbisacrylamid (Bis) und 29,2% (w/v) Natriumchlorid (NaCl). Lösen Sie die Verbindungen in doppelt entionisiertem Wasser (ddH₂O). Verwenden Sie die Beträge in Tabelle 1 als Referenz; vorbereitete Lösungen können bei Bedarf nach oben oder unten skaliert werden. Um beispielsweise 10 ml einer 38 % (w/v) SA-Lösung herzustellen, fügen Sie 1,9 g SA zu einem abgestuften 10 ml-Zylinder hinzu und fügen ddH₂O zu einem Volumen von 5 ml hinzu.
   2. Bereiten Sie 9,4 ml Monomerlösung mit einer Konzentration von 1,06x vor, wie in Tabelle 1dargestellt.
      HINWEIS: Dies führt zu einer 1x Konzentration nach Zugabe des Initiators, Beschleunigers und Inhibitors. Der Monomerbestand kann bei 4 °C für bis zu 3 Monate oder bei -20 °C für die Langzeitlagerung gelagert werden.
   3. Bereiten Sie die folgenden Stammlösungen separat in ddH₂O vor: 0,5% (w/v) des Inhibitors 4-Hydroxy-2,2,6,6-Tetramethylpiperidin-1-oxyl (4HT), was die Gelatine ungehemmt, um die Diffusion der Gelierlösung in Gewebe zu ermöglichen, 10% (v/v) der Initiator Tetramethylethylendiamin (TEMED), das die radikale Bildung durch Ammoniumpersulfat (APS) und 10% (w/v) APS beschleunigt, das den Gelierprozess initiiert.
      HINWEIS: Lagerlösungen von 4HT und TEMED können in 1 ml Aliquots hergestellt und bei -20 °C für mindestens 6 Monate gelagert werden. APS hat festgestellt, dass Wirksamkeit nach langzeitlagerung verlieren und ist am besten in kleinen Mengen (<0,1 ml) unmittelbar vor dem Gelieren zubereitet.
2. Vorbereitung des Verdauungspuffers (50 mM Tris pH 8,0, 25 mM EDTA, 0,5% [w/v] nichtionisches Tensid, 0,8 M NaCl) durch Kombination von 25 ml von 1 M Tris pH 8 (3,03 g Tris-Basis in 25 ml ddH₂O), 25 ml EDTA (0,5 M pH 8) , 2,25 g nichtionisches Tensid und 23,38 g NaCl. DdH₂O für ein Gesamtvolumen von 500 ml hinzufügen.
   HINWEIS: Die Lösung kann bei Bedarf nach oben oder unten skaliert und bei 4 °C gelagert werden. Proteinase K (ProK) wird unmittelbar vor dem Verdauungsschritt zugegeben.
3. Bereiten Sie 20 mM Natriumcitratlösung vor, indem Sie 2,941 g Natriumcitrat-Tribasisdihydrat mit 500 ml ddH₂O kombinieren und den pH-Wert bei Raumtemperatur (RT) auf 8,0 einstellen. Skalieren Sie das Lagervolumen nach Bedarf.
4. Bereiten Sie eine Stammlösung von 6-((acryloyl)amino)hexanoic säure, succinimidylester (acryloyl-X, SE; AcX), die Verankerungsmasse. AcX in 500 l wasserfreiem Dimethylsulfoxid (DMSO) für eine Endkonzentration von 10 mg/ml auflösen.
   HINWEIS: Die Lösung kann in einer ausgetrockneten Umgebung bei -20 °C in 20 L Aliquots gelagert werden.
5. Wenn Sie keine kommerziell verfügbaren Puffer für die Immunfärbung verwenden, bereiten Sie den Sperrpuffer vor. Verwenden Sie einen Sperrpuffer von 5% (v/v) normales Tierserum und 0,1% (w/v) nichtionisches Tensid in 1x phosphatgepufferter Saline (PBS) und wählen Sie das Serum basierend auf dem Wirtstier der sekundären Antikörper aus. Um beispielsweise 500 ml Sperrpuffer für Antikörper vorzubereiten, die in Ziegen angehoben werden, kombinieren Sie 25 ml Ziegenserum, 0,45 g nichtionisches Tensid und 1x PBS mit einem Volumen von 500 ml.

2. Herstellung archivierter und frisch zubereiteter klinischer Gewebefolien für ExPath

1. Konvertieren Sie das Gewebe in ein ExPath-kompatibles Format. Wählen Sie je nach Herstellung der Probe einen der vier folgenden Schritte (2.1.1-2.1.4): FFPE-Dias, gebeizte FFPE-Dias oder unfixierte oder fixierte gefrorene Gewebeschlitten in optimaler Schnitttemperaturlösung (OCT).
   HINWEIS: Diese basieren auf Standard-Wiederherstellungsschritten für Pathologieproben und sind nicht spezifisch für das ExPath-Protokoll.
   1. KLINISCHE FFPE-Proben
      1. Bereiten Sie 30 ml 95% Ethanol, 70% Ethanol und 50% Ethanol vor. Messen Sie 30 ml Xylol, 100% Ethanol und ddH₂O.
      2. Legen Sie die Folie mit der Probe in einem 50 ml konischen mit Zangen und fügen Sie 15 ml Xylol hinzu. Das Rohr verkapseln und horizontal auf einen Orbital-Shaker bei ca. 60 U/min legen und bei RT für 3 min für jede Lösung inkubieren. Wiederholen Sie dies mit dem restlichen 15 ml Xylol.
      3. Wiederholen Sie Schritt 2.1.1.2 mit 100% Ethanol, 95% Ethanol, 70% Ethanol, 50% Ethanol und ddH₂O anstelle von Xylol.
   2. Befleckte und montierte Permanentschlitten
      1. Legen Sie die Rutsche in eine 100 mm Petrischale und decken Sie sie mit Xylol ab. Entfernen Sie den Coverslip vorsichtig mit einer Rasierklinge. Wenn der Coverslip nicht leicht entfernt werden kann, kehren Sie die Folie zum Xylol zurück, bis sich der Abdeckungsslip löst.
      2. Verfahren unter Verwendung der Schritte für FFPE-Beispiele (Schritte 2.1.1.1-2.1.1.3).
         HINWEIS: Bei H&E-Buntrutschen werden die Flecken während des Expansionsprozesses eliminiert.
   3. Unfixierte gefrorene Gewebegrutschen in OCT-Lösung
      1. Fixieren Sie das Gewebe in Aceton bei -20 °C für 10 min.
      2. Waschen Sie die Proben mit 1x PBS-Lösung 3 mal für jeweils 10 min bei RT.
   4. Zuvor fixierte, gefrorene klinische Geweberutschen
      1. Inkubieren Sie die Dias für 2 min bei RT, um die OCT-Lösung zu schmelzen.
      2. Waschen Sie die Probe mit 1x PBS-Lösung 3 mal für jeweils 5 min bei RT.
2. Führen Sie die Wärmebehandlung für Antigenabruf auf allen Proben nach der Formatkonvertierung durch.
   1. 20 mM Citratlösung (pH 8 bei RT) in einen hitzebeständigen Behälter geben, z. B. ein Gleitfärbeglas.
      HINWEIS: Es sollte genügend Lösung vorhanden sein, um das auf dem Dia montierte Gewebe zu bedecken (50 ml für ein Standard-Gleitfärbeglaschen).
   2. Erhitzen Sie die Citratlösung auf 100 °C in der Mikrowelle und legen Sie den Schlitten in die Lösung. Den Behälter sofort in eine Inkubationskammer geben und 30 min bei 60 °C brüten.
      HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden. Die Dias können in Petrischalen platziert und mit 1x PBS abgedeckt und bei 4 °C gelagert werden.
3. Stain die Probe mit Standard-Immunfluoreszenz (IF)/Immunhistochemie (IHC) Färbung Protokolle.
   HINWEIS: Spezifische Primär- und Sekundärantikörperkonzentrationen und Färbedauern hängen von den vom Hersteller vorgeschlagenen Konzentrationen oder von der Optimierung für das spezifische Experiment ab.
   1. Verwenden Sie einen hydrophoben Stift, um eine Grenze um die Gewebeabschnitte auf dem Dia zu ziehen, um das Volumen der Lösung zu minimieren, die zur Abdeckung des Gewebes erforderlich ist. Legen Sie die Folie in eine Schüssel, die groß genug ist, um die Folie zu passen. Verwenden Sie für ein Standardmäßiges 3-Zoll-Dia eine 100-mm-Petrischale.
      HINWEIS: Der hydrophobe Pen stört weder die Polymerisation der Probe noch den Verdauungsprozess.
   2. Inkubieren Sie das Gewebe mit Sperrpuffer für 1 h bei 37 °C, 2 h bei RT oder 4 °C über Nacht, um die unspezifische Bindung zu reduzieren.
   3. Primäre Antikörper gegen die gewünschte Konzentration in der entsprechenden Menge des vorbereiteten Sperrpuffers (oder eines anderen bevorzugten Färbepuffers) verdünnen. Inkubieren Sie das Gewebe mit der primären Antikörperlösung mindestens 3 h bei RT oder 37 °C oder über Nacht bei 4 °C.
      HINWEIS: Die Proben sollten in einen befeuchteten Behälter (z. B. eine Petrischale mit einem feuchten Tuch) gelegt werden, um das Austrocknen des Gewebes zu verhindern. In der Regel wurden Antikörper je nach Gewebegröße und verwendetem Antikörper auf 1:100 bis 1:500 in 200 bis 500 l Puffer verdünnt.
   4. Waschen Sie das Gewebe mit vorbereiteten Sperrpuffer (oder anderen bevorzugten Waschpuffer) 3 mal für 10 min bei RT.
   5. Sekundärantikörper (und 300 nM 4,6-Diamidino-2-Phenylindole [DAPI] auf Wunsch) in vorbereiteten Sperrpuffer (oder einem anderen bevorzugten Färbepuffer) auf eine Konzentration von ca. 10 g/ml verdünnen. Inkubieren Sie das Gewebe in der sekundären Antikörperlösung mindestens 1 h bei RT oder 37 °C.
      HINWEIS: Das Timing kann abhängig von den verwendeten Antikörpern und der Dicke des Gewebes angepasst werden. Sekundäre Antikörper, die Cyaninfarbstoffe (Cy3, Cy5, Alexa 647) enthalten, sind bei Anwendung der Vorpolymerisation nicht mit dem ExM-Protokoll kompatibel. Empfohlene Farbstoffe sind Alexa 488 (grün), Alexa 546 (orange/rot) und Atto 647N oder CF633 (far-red). DAPI muss nach der Erweiterung erneut angewendet werden, da es während des Erweiterungsprozesses weggewaschen wird.
   6. Waschen Sie das Gewebe mit vorbereiteten Sperrpuffer (oder anderen bevorzugten Waschpuffer) 3 mal für 10 min jeweils bei RT.
      HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden. Die Dias können in Petrischalen platziert und mit 1x PBS abgedeckt und bei 4 °C gelagert werden.
   7. Führen Sie fluoreszierende Bildgebung mit einem herkömmlichen Weitfeldmikroskop, einem konfokalen Mikroskop oder einem anderen Bildgebungssystem Ihrer Wahl durch.
      HINWEIS: Dieser Schritt ist erforderlich, um die biologische Länge anhand des Expansionsfaktors zu bestimmen, indem Bilder vor und nach der Erweiterung verglichen werden. Um die Bildgebung nach der Erweiterung zu erleichtern, sollten leicht identifizierbare Bereiche von Interesse ausgewählt und Bilder mit niedriger und hoher Vergrößerung gesammelt werden.

3. In Situ Polymerisation von Proben

1. Inkubieren Sie die Probe in Verankerungslösung.
   1. Bereiten Sie die Verankerungslösung (in der Regel 250 l ist genug, um den Gewebeabschnitt abzudecken) durch Verdünnen der AcX-Stammlösung in 1x PBS auf eine Konzentration von 0,03 mg/ml für Proben, die mit Nicht-Aldehyd-Fixativen oder 0,1 mg/ml für Proben mit Aldehyd-Fixativen fixiert sind, vor. , die weniger freie Adern zur Verfügung haben, um mit AcX zu reagieren.
   2. Legen Sie das Dia in eine 100 mm Petrischale und pipette die Verankerungslösung über dem Gewebe. Mindestens 3 h bei RT oder über Nacht bei 4 °C inkubieren.
2. Inkubieren Sie die Proben in Gelierlösung.
   1. Bereiten Sie mindestens 100-fach überschüssiges Volumen der Gelierlösung vor. Kombinieren Sie die folgenden 188 l Monomerlösung, 4 l 0,5% 4HT Stammlösung (1:50 Verdünnung, Endkonzentration: 0,01%), 4 l 10% TEMED-Stammlösung (1:50 Verdünnung, Endkonzentration 0,2%) und 4 l 10% APS-Stammlösung (1:50 Verdünnung, Endkonzentration 0,2%).
      HINWEIS: Gelling-Lösung sollte unmittelbar vor der Verwendung gemacht werden. Die Lösung sollte bei 4 °C gehalten werden und die APS-Lösung sollte zuletzt hinzugefügt werden, um eine vorzeitige Gelierung zu verhindern.
   2. Entfernen Sie überschüssige Lösung aus dem Gewebeabschnitt und legen Sie das Dia in eine 100 mm Petrischale. Fügen Sie der Probe eine frische, kalte Gelierlösung hinzu und inkubieren Sie die Mischung auf dem Gewebe 30 min bei 4 °C, um eine Diffusion der Lösung in das Gewebe zu ermöglichen.
3. Konstruieren Sie eine Kammer auf der Rutsche um die Probe(Abbildung 2A), ohne die Gelierlösung zu stören.
   1. Machen Sie Abstandshalter für die Gelierkammer, indem Sie Teile aus Deckglas mit einem Diamantmesser dünn schneiden.
      HINWEIS: Um die Bildgebung nach der Expansion zu erleichtern, sollten die Abstandshalter in der Dicke der Gewebeprobe nahe sein, um die Menge an Leeregel über dem Gewebe zu reduzieren. Die Nummer 1,5 Glas kann für klinische Standardproben verwendet werden (5 x 10 m). Abdeckung Glasstücke können für dickere Proben gestapelt werden.
   2. Sichern Sie die Abstandshalter auf beiden Seiten des Gewebes mit Wassertröpfchen (ca. 10 l).
   3. Legen Sie vorsichtig einen Deckel Glasdeckel über die Rutsche, um sicherzustellen, dass Luftblasen über dem Gewebe zu vermeiden (Abbildung 2B).
4. Inkubieren Sie die Probe bei 37 °C in einer befeuchteten Umgebung (z. B. einer geschlossenen Petrischale mit einem feuchten Tuch) für 2 h.
   HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden. Die Schiebekammer kann bei 4 °C in einer versiegelten Petrischale gelagert werden.

4. ProbeVerdauung

1. Entfernen Sie den Deckel der Gelierkammer, indem Sie eine Rasierklinge sanft unter den Deckelschieben schieben und den Deckelrutsch langsam von der Geloberfläche heben. Schneiden Sie das leere Gel um das Gewebe, um das Volumen zu minimieren. Schneiden Sie das Gel asymmetrisch, um die Ausrichtung des Gels nach der Homogenisierung zu verfolgen, da die Probe transparent wird.
   1. ProK vor Gebrauch im Verdauungspuffer (Endkonzentration 4 U/ml) um 1:200 verdünnen. Bereiten Sie genügend Lösung, um das Gel vollständig zu tauchen; ein einzelner Brunnen einer Vier-Well-Kunststoff-Zellkulturplatte benötigt mindestens 3 ml pro Brunnen.
   2. Inkubieren Sie die Probe in einem geschlossenen Behälter, der den Verdauungspuffer für 3 h bei 60 °C enthält. Wenn sich die Probe während der Verdauung nicht vom Dia löst, verwenden Sie eine Rasierklinge, um die Probe vorsichtig zu entfernen.
      HINWEIS: Die Probe sollte vollständig in einen Verdauungspuffer getaucht werden, um zu verhindern, dass die Probe austrocknet, und in einen überdachten Behälter (kleiner Schiebekasten, Kunststoffbrunnen, Petrischale usw.) gelegt werden, der mit Folie versiegelt werden kann.

5. Probenerweiterung und Bildgebung

1. Verwenden Sie einen weichen Pinsel, um die Probe in 1x PBS in einem Behälter zu übertragen, der mit dem gewünschten Bildgebungssystem kompatibel ist und groß genug ist, um das vollständig erweiterte Gel aufzunehmen. Stellen Sie sicher, dass das Gewebe bei der Bildgebung auf einem invertierten System oder bei Bildgebung auf einem aufrechten System mit der Probenseite nach unten platziert wird, um den Abstand vom Bildgebungsobjektiv zur Probe zu minimieren. Drehen Sie das Gel bei Bedarf mit einem weichen Pinsel um.
   HINWEIS: Die Seitenbeleuchtung einer LED kann verwendet werden, um sie in Flüssigkeit sichtbar zu machen. Eine Standard-6-Well-Platte kann Proben aufnehmen, die einen vordehnbaren Durchmesser von weniger als 0,6 cm haben. Eine Glasboden-Brunnenplatte sollte für die Bildgebung auf einem invertierten System verwendet werden.
2. Waschen Sie die Proben in 1x PBS bei RT für 10 min. Falls gewünscht, färben Sie die Probe erneut mit 300 nM DAPI, während der Verdauungsprozess den DAPI-Fleck wegwärt. Entfernen Sie PBS und Färben Sie mit 300 nM DAPI in 1x PBS für 20 min bei RT verdünnt, gefolgt von einer 10 min Waschen mit 1x PBS bei RT.
   HINWEIS: Die Proben können mit 1x PBS abgedeckt und bei 4 °C gelagert werden, bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren.
3. Um die Proben zu erweitern, ersetzen Sie die PBS und waschen Sie mit einem überschüssigen Volumen von ddH₂O (mindestens 10x das endgültige Gelvolumen) 3 x 5 mal für 10 min pro Jahr, bei RT.
   HINWEIS: Nach dem^3. oder^4. Waschen sollte die Ausdehnung des Exemplars auf Hochebene beginnen. Zur Speicherung, um bakterielles Wachstum zu verhindern, kann das ddH₂O mit 0,002 % bis 0,01 % Natriumazid (NaN₃) ergänzt werden. In diesem Fall wird der endgültige Expansionsfaktor um 10% umgekehrt.
4. Führen Sie Fluoreszenz-Bildgebung mit einem herkömmlichen Weitfeldmikroskop, einem konfokalen Mikroskop oder einem anderen Bildgebungssystem Ihrer Wahl durch.
   HINWEIS: Um das Driften von Gelen zu verhindern, kann überschüssige Flüssigkeit aus dem Brunnen entfernt werden. Gele können auch mit 1,5 bis 2% niedrigschmelzender Agarose immobilisiert werden. Bereiten Sie 1,5 x 2 % (w/v) niedrigschmelzende Agarose in Wasser in einem Behälter vor, der das 2-4-fache des Lösungsvolumens beträgt. Erwärmen Sie die Lösung in einem 40 °C Wasserbad oder in einer Mikrowelle für 10 bis 20 s, um die Lösung zu schmelzen. Pipette die geschmolzene Agarose um die Ränder des Gels. Nachdem Sie die Agarose bei RT oder 4 °C aushärten lassen, wasserin die Probe geben, um Eine Austrocknung zu verhindern.

Ergebnisse

Wenn das Protokoll erfolgreich durchgeführt wurde (Abbildung 1), werden proben nach der mechanischen Homogenisierung als flaches und transparentes Gel angezeigt (Abbildung 3A) und können sich um den Faktor 3 x 4,5x in Wasser ausdehnen (Abbildung 3B), eine effektive Auflösung von 70 nm in Abhängigkeit vom endgültigen Erweiterungsfaktor und dem verwendeten Bildgebungssystem⁵

Diskussion

Hier stellen wir das ExPath-Protokoll¹⁶vor, eine Variante von proExM^5, die auf die häufigsten Arten von klinischen Biopsieproben angewendet werden kann, die in der Pathologie verwendet werden, einschließlich FFPE, H&E-Färbung und frisch gefroreneNproben auf Glasdias. Formatkonvertierung, Antigenabruf und Immunostainierung der Proben folgen häufig verwendeten Protokollen, die nicht exPath spezifisch sind. Im Gegensatz zum ursprünglichen proExM-Protokoll⁹

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
4-Hydroxy-TEMPO (4HT)	Sigma Aldrich	176141	Inhibitor
6-Well-Glasbodenplatte (#1,5 Deckglas)	Cellvis	P06-1.5H-N
Aceton	Fischer Scientifc	A18-500
Acrylamid	Sigma Aldrich	A8887
Acryloyl-X, SE (AcX)	Invitrogen	A20770
Agarose	Fischer Scientifc	BP160-100
Ammoniumpersulfat (APS)	Sigma Aldrich	A3678	Initiatior
Anti-ACTN4 Antikörper hergestellt in Kaninchen	Sigma Aldrich	HPA001873
Anti-Collagen IV Antikörper hergestellt in Maus	Santa Cruz Biotech	sc-59814
Anti-Vimentin Antikörper hergestellt in Huhn	Abcam	ab24525
Aqua Hold II hydrophober Stift	Wissenschaftliches Gerät	980402
Brust Volkskrankheit Tissue Array	Abcam	ab178113
DAPI (1 mg/ml)	Thermo Scientific	62248	Kernfleck
Diamantmesser Nr. 88 CM	Allgemeine Werkzeuge	31116
Ethanol	Pharmco	111000200
Ethylendiamintetraessigsäure Säure (EDTA) 0,5 M	VWR	BDH7830-1
FFPE-Nierenprobe	USBiomax	HuFPT072
Pinzette
Ziege Anti-Hühner-IgY (H+L), stark kreuzadsorbiert CF488A	Biotium	20020
Ziege Anti-Hühner-IgY (H+L), stark kreuzadsorbiert CF633	Biotium	20121
Ziegen-Anti-Kaninchen-IgG (H+L) Hochgradig kreuzadsorbiertes Alexa Fluor 546	Invitrogen	A11010
MAXbind Färbemedium	Aktives Motiv	15253	Kann durch einen nicht-kommerziellen Staning-Puffer der Wahl ersetzt werden.
MAXblock Blocking Medium	Active Motif	15252	Kann durch einen nicht-kommerziellen Blockierpuffer nach Wahl ersetzt werden.
MAXwash Waschmedium	Active Motif	15254	Kann durch einen nicht-kommerziellen Waschpuffer nach Wahl ersetzt werden.
Micro Cover Glas #1 (24 mm x 60 mm)	VWR	48393 106
Micro Cover Glas #1,5 (24 mm x 60 mm)	VWR	48393 251
N,N,N′,N′- Tetramethylethylendiamin (TEMED)	Sigma Aldrich	T9281	Beschleuniger
N,N′-Methylenbisacrylamid	Sigma Aldrich	M7279
Normales Ziegenserum	Jackson Immunoresearch	005-000-121	Zur Herstellung von Blockierungspuffern. Abhängig vom tierischen Wirt von Sekundärantikörpern.
Nunclon 4-Well x 5 mL MultiDish Zellkulturschale	Thermo Fisher	167063	Multi-Well-Kulturschale aus Kunststoff
Nunclon 6-Well-Zellkulturschale	Thermo Fisher	140675
Nunc 15 mL  Konischer	Thermo Fisher 339651
Nunc 50 mL  Konische	Thermo Fisher	339653
Orbital Shaker
Pinsel
pH-Messgerät
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS), 10x Lösung	Fischer Scientifc	BP399-1
Petrischale aus Kunststoff (100 mm)	Fischer Scientifc	FB0875713
Proteinase K (	Scientific	EO0491
Rasierklinge	Fischer Scientifc	12640
Safelock Mikrozentrifugenröhrchen 1,5 mL	Thermo Fisher	3457
Safelock Mikrozentrifugenröhrchen 2,0 mL	Thermo Fisher	3459
Natriumacrylat	Sigma Aldrich	408220
Natriumchlorid	Sigma Aldrich	S6191
Natriumcitrat tribasisches Dihydrat	Sigma Aldrich	C8532-1KG
Tris Base	Fischer Scientifc	BP152-1
Triton X-100	Sigma Aldrich	T8787
Weizenkeimagglutinin markiert mit CF640R	Biotium	29026
Xylolen	Sigma Aldrich	214736