Methodenartikel

Palatable Western-Stil Cafeteria Diät als zuverlässige Methode zur Modellierung Diät-induzierte Adipositas bei Nagetieren

DOI:

10.3791/60262

⸱

1. November 2019

 ,  , 
1Department of Pharmacology, School of Medical Sciences, UNSW Sydney

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer sehr schmackhaften Cafeteria-Diät im westlichen Stil, um Überernährung und Adipositas bei Nagetieren zu modellieren. Hier bieten wir einen detaillierten Überblick über die Lebensmittelauswahl, -zubereitung und -messung und erläutern methodische Faktoren, die zur Erzeugung eines robusten und reproduzierbaren Phänotyps beitragen.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Adipositas nimmt in Industrie- und Entwicklungsländern rapide zu und ist dafür bekannt, viele Krankheiten auszulösen oder zu verschlimmern. Die gesundheitliche Belastung durch Adipositas und ihre komorbiden Bedingungen unterstreichen die Notwendigkeit eines besseren Verständnisses ihrer Pathogenese, doch ethische Zwänge schränken Studien am Menschen ein. Dazu sind äußerlich gültige Modelle von Adipositas bei Labortieren für das Verständnis von Übergewicht und Adipositas unerlässlich. Während viele Arten verwendet wurden, um die Palette der Veränderungen zu modellieren, die Adipositas beim Menschen begleiten, werden Nagetiere am häufigsten verwendet. Unser Labor hat eine Cafeteria-Diät im westlichen Stil entwickelt, die konsequent zu einer erheblichen Gewichtszunahme und Markern von Stoffwechselerkrankungen bei Nagetieren führt. Die Ernährung setzt Nagetiere einer Vielzahl von sehr schmackhaften Lebensmitteln aus, um Hyperphagie zu induzieren und die moderne westliche Lebensmittelumgebung zu modellieren. Diese Diät induziert schnell Gewichtszunahme und Körperfettansammlung bei Ratten, was die Untersuchung der Auswirkungen von Überernährung und Fettleibigkeit ermöglicht. Während die Cafeteria-Diät möglicherweise nicht die gleiche Kontrolle über Makronährstoff- und Mikronährstoffprofil bietet wie gereinigte fettreiche oder fettreiche, zuckerreiche Diäten, induziert die Cafeteria-Diät in der Regel einen schwereren metabolischen Phänotyp als die, die bei gereinigten Und entspricht eher Stoffwechselstörungen, die in der übergewichtigen und fettleibigen Menschlichen Bevölkerung beobachtet werden.

Einleitung

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Adipositas und die damit verbundenen Komorbiditäten leisten einen enormen Beitrag zur globalen Gesundheitsbelastung1 und machen 7 % der Krankheitslast in Australien2aus. Ein führender Risikofaktor für Fettleibigkeit ist der Verzehr von ungesunden Diäten, die reich an gesättigten Fettsäuren und raffinierten Kohlenhydraten sind, und wenig Ballaststoffe und Mikronährstoffe3. Um Ziele für therapeutische Interventionen bei Adipositas zu identifizieren, sind Modelle erforderlich, die die Auswirkungen auf mehrere biochemische und physiologische Systeme systematisch bewerten können. Unser Verständnis der Ätiologie von Adipositas wurde durch die Arbeit mit Nagetiermodellen wesentlich weiterentwickelt, wo Verhaltens-, Stoffwechsel- und molekulare Effekte im Laufe der Zeit unter kontrollierten Bedingungen untersucht werden können, unter denen Umweltfaktoren leicht Manipuliert.

Das Cafeteria-Diätmodell (CAF) der ernährungsbedingten Fettleibigkeit besteht darin, die Standard-Chow-Diät von Nagetieren mit einer Vielzahl von schmackhaften Lebensmitteln zu ergänzen, die entweder in gesättigten Fettsäuren, raffinierten Kohlenhydraten oder beidem enthalten sind. Beispiele für diese Lebensmittel sind Kuchen, süße Kekse und fettreiche herzhafte Snacks (wie verarbeitetes Fleisch, Käse und Chips). Es fördert zuverlässig Hyperphagie und schnelle Gewichtszunahme bei Nagetieren. Die Hauptmerkmale des Modells sind die Bereitstellung einer Vielzahl von sehr schmackhaften Lebensmitteln, die entwickelt wurden, um die moderne Lebensmittelumgebung zu simulieren. Der Zugang zur Sorte erhöht die Nahrungsaufnahme bei Ratten über die kurzfristige4 und beim Menschen5 auch wenn die Lebensmittel für die Schmackhaftigkeit abgestimmt sind und variieren nur in Geschmack und olfaktorische Hinweise4,6. Eine Studie zeigte jedoch, dass die Bereitstellung von energie- und makronährstofftraddierten gereinigten Diäten, die in Geschmack und Textur variierten, keinen Einfluss auf die langfristige Gewichtszunahme des Körpers bei Ratten7hatte, was darauf hindeutet, dass die Nährstoffzusammensetzung und die ausgeprägte postorale Wirkung verschiedene Lebensmittel können auch zu überessen beitragen. Die Exposition gegenüber mehreren Geschmäckern und Texturen überwindet die sensorische Sättigung, die den Rückgang des Wunsches beschreibt, ein kürzlich gegessenes Essen im Vergleich zu einer Alternative zu essen5. In vielen Kohorten in unserem Labor haben wir ebenfalls beobachtet, dass die Verwendung von sehr schmackhaften Lebensmitteln das Überessen weiter verstärkt.

Diese CAF-Diät wird seit über 40 Jahren verwendet, da Sclafani8 berichtete, dass weibliche Ratten einer Auswahl von "Supermarkt-Lebensmitteln" (Marshmallows, Schokolade, Erdnussbutter, Kekse, Salami und Käse darunter) eine beschleunigte Gewichtszunahme ausgesetzt waren. in Bezug auf Steuerelemente. Diese und andere frühe Studien stellten fest, dass CAF-ähnliche Diäten schien Gewichtszunahme effektiver zu beschleunigen als reine fettreiche oder kohlenhydratreiche Diäten 8,9. Die Arbeiten in den 1980er Jahren charakterisierten die Makronährstoffprofile10 und die Essensmuster11 der Ratten, die mit CAF-Diäten gefüttert wurden, und zeigten tiefgreifende Veränderungen der Fettmasse und des Insulinspiegels9,10 und Thermogenese12. Unsere Gruppe verwendet die CAF-Diät, um Adipositas seit über zwei Jahrzehnten13,14 zu modellieren und während dieser Zeit haben wir mehrere Varianten der Ernährung verwendet. Ratten werden mit mindestens zwei süßen und zwei herzhaften Lebensmitteln pro Tag präsentiert, zusätzlich zu regelmäßigen Chow und Wasser. In den letzten Jahren haben wir begonnen, feste CAF-Lebensmittel mit 10% Saccharoselösung zu ergänzen. Die Fähigkeit, die CAF-Diät an verschiedene experimentelle Designs anzupassen, ist eine Stärke des Modells.

CAF-Diäten fördern sofortige Hyperphagie (d.h. innerhalb der ersten 24 h) und stetige Zuwächse an Körpergewicht und Fettmasse. Eine Folge der Sortenmaximierung ist jedoch, dass die Zufuhr von Makronährstoffen und Mikronährstoffen nicht kontrolliert wird, ein Punkt, der als unüberwindlicher Fehler betrachtet wird15. Studien über ernährungsbedingte Fettleibigkeit verwenden häufiger gereinigte fettreiche (HF) oder kombinierte fettreiche, zuckerreiche (HFHS) Diäten, die eine präzise Kontrolle des Nährstoffgehalts bieten und weniger arbeitsintensiv sind als das CAF-Modell, das eine tägliche Überwachung und sorgfältige Planung und Ausführung des Zeitplans. Die translationale Relevanz kommerziell erhältlicher gereinigter HF-Diäten ist ein Thema der laufenden Debatte, da ihr Fettsäureprofil und ihre Anteile an Fett und Saccharose möglicherweise nicht mit der aufnahme durch die menschliche Ernährung übereinstimmen16. Während CAF-Diät bietet nicht das gleiche Maß an Kontrolle über die Nährstoffzusammensetzung wie gereinigte Diäten, es zielt darauf ab, die Schmackhaftigkeit und Vielfalt zu modellieren, die Lebensmitteloptionen in den meisten modernen Gesellschaften charakterisiert.

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Protokoll

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Das hier beschriebene Protokoll wurde für den Einsatz bei Ratten optimiert. Während wir die CAF-Diät erfolgreich bei Mäusen17,18verwendet haben, kann Softfood-Schleifen weitere Fehler zur Reduzierung der Zuverlässigkeit von Nahrungsaufnahmemaßnahmen führen19. Dieses Protokoll wurde von der Animal Care and Ethics Committee an der University of New South Wales genehmigt und entspricht den australischen Richtlinien für die Verwendung und Pflege von Tieren zu wissenschaftlichen Zwecken (8. Ausgabe), die von der Australian National Health und Medical Research Council.

HINWEIS: In unseren Kurzzeitstudien wurden nur sehr wenige Nebenwirkungen beobachtet (d. h. <10 Wochen ad libitum CAF Access); es gibt keine Hinweise auf Veränderungen des allgemeinen Wohlbefindens, Aktivität, Geselligkeit oder Angst-ähnliche Verhalten bei Ratten auf CAF-Diät20. Nach längeren Intervallen (>16 Wochen) wurden bei CAF-gefütterten Ratten sehr gelegentliche kardiovaskuläre Vorfälle beobachtet.

1. Tierakklimatisierung und -unterbringung

  1. Akklimatisieren Sie Ratten für 5-7 Tage nach der Ankunft mit freiem Zugang zur Kontrolle von Ernährung und Wasser. Behandeln Sie Ratten täglich ab 24 h nach der Ankunft; CAF-Diät beinhaltet tägliche Interaktion mit dem Käfig, so dass regelmäßige Handhabung wichtig ist.
  2. Stellen Sie sicher, dass alle Käfige an die Umwelt anreichern. Ein Standardkäfig enthält eine rote Polymethylmethacrylat-Box, Nistmaterial und einen hölzernen Kaustab, was wichtig ist, da die weichen Lebensmittel, die in der CAF-Diät bereitgestellt werden, dazu führen können, dass Ratten Eine Maloklusion entwickeln, ohne Zugang zu härteren Gegenständen zu kauen.
  3. Bevor Sie mit der CAF-Diät beginnen, weisen Sie KÄFIGe CAF- oder Chow-Gruppen zu und stellen Sie sicher, dass diese für das Beginnen des Körpergewichts übereinstimmen, indem Sie den Mittelwert und den Bereich der Körpergewichte zwischen Gruppen vergleichen und bei Bedarf neu zuordnen. Da die Lichtbelichtung zirkadiane Rhythmen, Nahrungsaufnahme und Aktivität beeinflussen kann, stellen Sie sicher, dass CAF- und Chow-Käfige gleichmäßig im Kolonieraum verteilt sind.
    HINWEIS: Nagetiere bilden soziale Hierarchien, wenn sie gruppenuntergebracht sind (vor allem Männer). Die Auswirkungen von sozialem Stress werden teilweise kontrolliert, indem sichergestellt wird, dass Ratten mit anderen mit einem ähnlichen Körpergewicht untergebracht werden (um Mobbing innerhalb eines Käfigs zu reduzieren). Darüber hinaus sollte die Cafeteria-Diät gleichmäßig um den Käfig verteilt werden, damit alle Ratten Zugang zur Ernährung haben.

2. Diätauswahl und Einrichtung

  1. Planung
    1. Stellen Sie sicher, dass regelmäßige schow und Wasser sind immer verfügbar und werden mit einem Minimum von zwei süßen und zwei herzhaften Artikel pro Tag ergänzt (ein Beispiel für einen wöchentlichen Zeitplan ist in Tabelle 1dargestellt ; Lebensmitteloptionen für 3 Tage in Abbildung 1gezeigt ). Optionale Extras sind fettreiche, zuckerreiche Chow- und 10%ige Saccharoselösung.
    2. Wählen Sie Lebensmittel innerhalb jeder Kategorie, die in Makronährstoff-Anteilen ähnlich sind: alle süßen Produkte sind relativ kohlenhydratreicher als Fett und alle herzhaften Produkte sind fettreicher als Kohlenhydrate. Ziel ist es, in jedem täglichen Satz von CAF-Lebensmitteln ähnliche Anteile an Fett, Kohlenhydraten, Zucker und Eiweiß bereitzustellen.
    3. Überwachen Sie den Verbrauch während des gesamten Experiments regelmäßig, damit das Menü bei Bedarf angepasst werden kann, um die Hyperphagie aufrechtzuerhalten. Tabelle 2 enthält Energiedichte und Makronährstoffinformationen für mehrere Lebensmittel und schlägt Startmengen für 200 g männliche Sprague Dawley Ratten vor.
    4. Vermeiden Sie die Fütterung einzelner Lebensmittel an aufeinanderfolgenden Tagen oder zu oft in einer Woche, da dies die Aufnahme dieser Nahrung verringern kann. Wenn dies geschieht, lassen Sie das Essen aus dem Zeitplan für ein paar Tage vor der Wiedereingliederung.
      HINWEIS: Ratten können Neophobie zeigen und die meisten neuen Lebensmittel erfordern wiederholte Expositionen, um festzustellen, ob sie konsumiert werden. Ratten bevorzugen in der Regel keine Lebensmittel, die Hefe (Brote, Pizza, etc.) oder solche mit Zitrus- oder Kaffeearomen enthalten.
  2. Nasse Lebensmittel
    1. Erwägen Sie, Lebensmittel mit höherem Feuchtigkeitsgehalt in einem Behälter wie einer Thunfischdose zu präsentieren, um eine Verschmutzung der Bettwäsche zu vermeiden. Wenn dies geschieht, sollten auch leere Behälter zur Verfügung gestellt werden, um Käfige zu kontrollieren.
  3. Diät-Sourcing
    1. Stellen Sie sicher, dass CAF-Lebensmittel Grundnahrungsmittel sind oder ausreichend für das gesamte Experiment erhalten, damit Lebensmittel konsistent bleiben und nicht ersetzt werden müssen.
  4. Diät-Lagerung
    1. Lebensmittel wie auf der Verpackung oder bei -20 °C aufbewahren und in der Nacht vor gebrauchen auftauen. Trockengut (Kekse) in einem luftdichten Behälter aufbewahren.
  5. Saccharoselösung (optional)
    1. Vorbereiten Sie Saccharoselösung, in der Regel 10% (w/v) in loser Schüttung (2–5 L) und lagern Sie bei 4 °C, wenn sie nicht verwendet wird.
    2. Ersetzen Sie Saccharoseflaschen wöchentlich (mindestens), um bakterielles oder Pilzwachstum zu verhindern. Prüfen Sie täglich Flaschen und ersetzen Sie, wenn Anzeichen von Wachstum beobachtet werden.
      HINWEIS: Saccharose wird zusätzlich zu Wasser zur Verfügung gestellt, das immer zur Verfügung steht.

3. Cafeteria Diät Vorbereitung

  1. abtauen
    1. Nehmen Sie vor der Anwendung angemessene Mengen CAF-Lebensmittel zum Tauen von 24 h heraus. Lebensmittel können mit einer Mikrowelle aufgetaut werden, sollten aber nicht während des Heißens präsentiert werden.
  2. Tägliche Auffüllung der CAF-Diät
    1. Der tägliche Wechsel von CAF-Diätnahrung sorgt dafür, dass die Vielfalt maximiert und die Verschmutzung der Käfige minimiert wird. Da Ratten den größten Teil ihrer täglichen Aufnahme im ersten Teil des dunklen Zyklus essen, planen Sie CAF-Lebensmittelnachschub in der Nähe des Beginns des dunklen Zeitplans, so dass die Nahrung zu diesem Zeitpunkt frisch ist. CAF-Diät an einem Tag auffüllen, an dem die Nahrungsaufnahme nicht gemessen wird.
    2. Füttern Sie die Chow-Gruppen so, dass sichergestellt wird, dass diese Gruppe eine ähnliche tägliche Erfahrung hat, wie folgt.
      1. Drehen Sie die Wasserflaschen um (spuckt nach oben), legen Sie den Käfig auf den Arbeitsbereich und entfernen Sie den Deckel.
      2. Stören Sie die Bettwäsche für ca. 20 s leicht, um den Prozess des Sammelns von Lebensmitteln aus der Bettwäsche von CAF Käfigen zu simulieren.
      3. Legen Sie eine kleine Handvoll Chow-Pellets aus dem Futtertrichter in die Bettwäsche, um die Exposition gegenüber Lebensmitteln auf der Käfigbettwäsche gleichzusetzen.
      4. Geben Sie den Käfigdeckel zurück und kehren Sie in das Rack zurück, wo Sie Wasserflaschen nur ersetzen, wenn der Käfig abgelegt ist, um Verschüttungen zu minimieren.
    3. Fütterung der Cafeteria-Gruppen
      1. Bereiten Sie CAF-Diätelemente in einen beschrifteten Behälter für jeden Käfig vor.
      2. Drehen Sie die Wasserflaschen um (spuckt nach oben), legen Sie den Käfig auf den Arbeitsbereich und entfernen Sie den Deckel.
      3. Entfernen Sie so viel wie möglich von der alten Cafeteria-Diät aus dem Bettzeug.
      4. Frische Cafeteria-Diät in den Käfig geben.
      5. Schließen Sie den Käfig und kehren Sie zum Rack zurück.
      6. Ersetzen Sie die Wasser- und Saccharoseflaschen.
        HINWEIS: Um zu vermeiden, dass Chow-Ratten der CAF-Diät aussetzen, sollten Sie Chow-Käfige vor CAF-Käfigen füttern oder umgekehrt. Handschuhe sollten zwischen ratten aus verschiedenen Diätgruppen gewechselt werden.
  3. Nach Bedarf Kauder-, Wasser- und Saccharoseflaschen aufladen. Dies nach anderen Verfahren zu tun, ist effizienter, da Boxen nach dem Auffüllen von Nahrung und Wasser schwerer sind.
    HINWEIS: CAF-Boxen Boden schneller und müssen häufiger geändert werden, um Stress durch die Exposition gegenüber nassen Einstreu sowie starke Gerüche zu vermeiden. Überprüfen Sie die Bettwäsche täglich und wechseln Sie sie entsprechend.

4. Nahrungsaufnahme über 24 H

HINWEIS: Lebensmittelaufnahmemessungen werden über einen diskreten Zeitraum von 24 h mehrmals pro Woche durchgeführt.

  1. Bei Beginn der CAF-Diät, messen Sie das Körpergewicht und 24 h Nahrungsaufnahme mindestens zweimal pro Woche, um die Wirksamkeit der Ernährung zu überwachen. Beginnen Sie die Messung der Nahrungsaufnahme in der Nähe des Beginns der dunklen Phase. Ziel ist es, die gleiche Reihe von CAF-Lebensmitteln an Dentagen zur Messung der Nahrungsaufnahme zu präsentieren, da die Gleichsetzung von Geschmacks- und Energiedichten eine genaue Überwachung von Veränderungen im Laufe der Zeit ermöglicht.
    HINWEIS: Dies ist möglicherweise nicht möglich für Studien, die >2 Messungen der Nahrungsaufnahme pro Woche erfordern, da übermäßige Expositiongegenübers bei denselben Lebensmitteln Hyperphagie im Laufe der Zeit reduzieren können.
  2. CAF- und Kontrollmaßnahmen zur Diätaufnahme
    1. Bereiten Sie die CAF-Diät vor und legen Sie sie für jeden Käfig in einen beschrifteten Behälter, wiegen und erfassen Sie jede Komponente. Abbildung 1 zeigt einen abgeschlossenen Satz von CAF-Lebensmitteln. Tabelle 3 besteht aus einem Beispiel für die Überwachung der Lebensmittelaufnahme.
    2. Nachfüllen von Wasser-, Saccharose- und Chow-Spiegeln nach Bedarf.
  3. Für Chow (Kontroll-)Käfige
    1. Wasserflaschen umdrehen (aussprudeln), den Käfig auf den Arbeitsplatz legen und den Deckel entfernen.
    2. Wiegen Sie die Ratten und übertragen Sie sie dann in einen Käfig mit frischer Bettwäsche, zusammen mit Umweltanreicherung.
    3. Rekordgewicht von Wasserflaschen und Chow.
    4. Ersetzen Sie den Käfigdeckel, geben Sie den Käfig an den Rack zurück und drehen Sie dann die Wasserflaschen um. Kleine Schilder mit der Aufschrift "FOOD INTAKE" können in den Käfig eingebaut werden, um die Teilnehmer und Forscher davon zu benachrichtigen, Flaschen und Chow nicht zu berühren.
  4. Für die CAF-Käfige:
    1. Führen Sie die gleichen Schritte wie in Schritt 4.3 aus. Streuen Sie zusätzlich den vorgewogenen Behälter mit CAF-Lebensmitteln um den Käfig herum mit frischer Bettwäsche, bevor Ratten übertragen werden.
    2. Lassen Sie Ratten für eine 24-Stunden-Periode mit minimaler Störung. Zeichnen Sie alle unerwarteten Störungen auf (z. B. Ankunft neuer Ratten im Kolonieraum oder Änderungen des Umgebungslärms).
  5. Finish Lebensmittelaufnahme Messung
    1. Rekordgewicht von Wasserflaschen und Chow für die Chow Käfige, sorgfältig die Bettwäsche für Stücke von Chow suchen. Entfernen Sie das "Nahrungsaufnahme"-Zeichen aus den Käfigen, sobald es fertig ist.
    2. Bereiten Sie frische CAF-Diät für CAF-Käfige vor.
    3. Für jeden CAF-Käfig
      1. Rekordgewicht von Wasser, Chow und Saccharose.
      2. Entfernen Sie den Käfigdeckel und die Umweltanreicherung.
      3. Entfernen Sie sorgfältig CAF-Fragmente aus der Bettwäsche und legen Sie sie in separate Behälter. Entfernen Sie zuerst die größten Teile und durchsieben Sie dann systematisch alle Käfigbetten von einem Ende zum anderen mit sanften Kehrbewegungen.
        HINWEIS: Wenden Sie beim Sammeln von Lebensmitteln die gleiche Sorgfalt auf jeden Käfig an. Zeichnen Sie auf, wo ein Käfig besonders chaotisch war – in einigen Fällen mahlen Ratten Kuchen und/oder Kekse zu einem feinen Pulver, das schwer zu sammeln ist. Dadurch können Lebensmittelzufuhrmaßnahmen künstlich aufgeblasen werden.
      4. Verteilen Sie die neue CAF-Diät um den Käfig, geben Sie die Umweltanreicherung zurück, schließen Sie den Käfigdeckel und geben Sie ihn in das Rack zurück, wodurch das "Nahrungsaufnahme"-Zeichen entfernt wird.
      5. Rekordgewicht jedes CAF-Lebensmittels auf 0,1 g. Subtrahieren Sie die verbleibende Nahrung vom ursprünglichen Nahrungsgewicht, um die gesamtpropuschen Nahrung pro Käfig zu erhalten, und dividieren Sie dann durch die Anzahl der Ratten in jeder Schachtel (wobei die gleiche Aufnahme vorausgesetzt wird).
      6. Multiplizieren Sie die verbrauchte Menge (g/Ratte) mit der Energiedichte (kJ/g) jedes vom Hersteller bereitgestellten Lebensmittels.
        HINWEIS: Zur Berechnung der Makronährstoffaufnahme verwenden wir eine Energiedichte von 16,7 kJ/g für Kohlenhydrate und Proteine und 37 kJ/g für Fett.

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Ergebnisse

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Wie in Abbildung 2Adargestellt, führt die CAF-Diätzufuhr zu einer 2,5-fachen Erhöhung der Energieaufnahme im Vergleich zu Chow-Kontrollen, basierend auf Daten von drei Kohorten männlicher Sprague Dawley-Ratten, die über 6 Wochen konsistent sind. Andere Studien haben bestätigt, dass dieses Ausmaß der Hyperphagie über 1021 und 1622 Wochen Experimente aufrechterhalten wird. Die Gewichtskurve (Abbildung 2

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Diskussion

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Durch die Exposition von Ratten gegenüber einer Vielzahl von sehr schmackhaften Lebensmitteln mit hohem Fett- und Zuckergehalt bietet das hier beschriebene CAF-Diätprotokoll ein zuverlässiges und robustes Modell der so genannten "westlichen Ernährung", die von vielen Menschen gegessen wird. Hyperphagie – die als signifikante Erhöhung der Energieaufnahme im Vergleich zu Kontrollen bewertet wird – wird innerhalb der ersten 24 h der Exposition beobachtet, wobei statistisch signifikante Körpergewichtsunterschiede innerhalb v...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen oder Offenlegungen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Arbeiten wurden durch NHMRC-Projektstipendien (#568728, #150262, #1126929) an MJM unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2-5 L PlastikflascheZur Zubereitung von 10%iger Saccharoselösung, falls zutreffend
SchneidebrettKunststoff wird empfohlen
GefrierschrankZur Aufbewahrung von CAF-Lebensmitteln
Gordon's Erhaltungsfutter für NagetiereGordon's Specialty Stockfeeds (Australien)Erhaltungsdiät, die in unserem Labor verwendet wird (14 kJ/g; 65 % Kohlenhydrate, 13 % Fett und 22 % Protein, als Energie)
Große AufbewahrungsboxenAlle oben genannten Gegenstände können für einen einfachen Zugriff in Behältern aufbewahrt
werden Großer LöffelFür die Zubereitung der CAF-Diät
MikrowelleFür das Auftauen der CAF-Diät (bei Bedarf)
Nicht gezacktes MesserFür die Zubereitung der CAF-Diät
PapierhandtuchWichtig für die Reinigung von Arbeitsflächen und des Messers während der CAF-Vorbereitung
KunststoffbehälterDiese dienen zum Wiegen von CAF-Lebensmitteln an Messtagen
KunststofftrichterZur Zubereitung von 10%iger Saccharoselösung, falls zutreffend
Rotes LichtDa die CAF-Diät jeden Tag zu Beginn der Dunkelphase aufgefrischt werden sollte, hilft ein rotes Licht bei der Arbeit im
Dunkeln ThunfischdosenZur Präsentation von "feuchteren" CAF-Lebensmitteln. Behälter aus Kunststoff können ebenfalls geeignet sein
Behälter x 3Zum Wiegen von Ratten, Futter und Flaschen sowie CAF-Lebensmitteln sollten separate Behälter verwendet werden
WaageEmpfindlichkeit bis 0,1 g wird empfohlen
Weißer ZuckerFür 10%ige Saccharoselösung, falls zutreffend
aus Kunststoff wiegen

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Swinburn, B. A., et al. The Global Syndemic of Obesity, Undernutrition, and Climate Change: The Lancet Commission report. Lancet. 393 (10173), 791-846 (2019).
  2. Australian Institute of Health and Welfare. Vol. Cat. no. PHE 215. , AIHW. Canberra. (2017).
  3. GBD Diet Collaborators. Health effects of dietary risks in 195 countries, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. , 30041-30048 (2019).
  4. Treit, D., Spetch, M. L., Deutsch, J. A. Variety in the flavor of food enhances eating in the rat: a controlled demonstration. Physiology & Behavior. 30 (2), 207-211 (1983).
  5. Rolls, B. J. Experimental analyses of the effects of variety in a meal on human feeding. American Journal of Clinical Nutrition. 42, 5 Suppl 932-939 (1985).
  6. Louis-Sylvestre, J., Giachetti, I., Le Magnen, J. Sensory versus dietary factors in cafeteria-induced overweight. Physiology & Behavior. 32 (6), 901-905 (1984).
  7. Naim, M., Brand, J. G., Kare, M. R., Carpenter, R. G. Energy Intake, Weight Gain and Fat Deposition in Rats Fed Flavored, Nutritionally Controlled Diets in a Multichoice ("Cafeteria") Design. The Journal of Nutrition. 115 (11), 1447-1458 (1985).
  8. Sclafani, A., Springer, D. Dietary obesity in adult rats: similarities to hypothalamic and human obesity syndromes. Physiology & Behavior. 17 (3), 461-471 (1976).
  9. Rolls, B. J., Rowe, E. A., Turner, R. C. Persistent obesity in rats following a period of consumption of a mixed, high energy diet. Journal of Physiology. 298, 415-427 (1980).
  10. Prats, E., Monfar, M., Castella, J., Iglesias, R., Alemany, M. Energy intake of rats fed a cafeteria diet. Physiology & Behavior. 45 (2), 263-272 (1989).
  11. Rogers, P. J., Blundell, J. E. Meal patterns and food selection during the development of obesity in rats fed a cafeteria diet. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 8 (4), 441-453 (1984).
  12. Rothwell, N. J., Stock, M. J. Thermogenesis induced by cafeteria feeding in young growing rats. Proceedings of the Nutrition Society. 39 (2), 45(1980).
  13. Hansen, M. J., Ball, M. J., Morris, M. J. Enhanced inhibitory feeding response to alpha-melanocyte stimulating hormone in the diet-induced obese rat. Brain Research. 892 (1), 130-137 (2001).
  14. Hansen, M. J., Schioth, H. B., Morris, M. J. Feeding responses to a melanocortin agonist and antagonist in obesity induced by a palatable high-fat diet. Brain Research. 1039 (1-2), 137-145 (2005).
  15. Moore, B. J. The cafeteria diet--an inappropriate tool for studies of thermogenesis. The Journal of Nutrition. 117 (2), 227-231 (1987).
  16. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (London). , 0363-0367 (2019).
  17. Hansen, M. J., et al. The lung inflammation and skeletal muscle wasting induced by subchronic cigarette smoke exposure are not altered by a high-fat diet in mice. PLoS One. 8 (11), 80471(2013).
  18. Chen, H., Iglesias, M. A., Caruso, V., Morris, M. J. Maternal cigarette smoke exposure contributes to glucose intolerance and decreased brain insulin action in mice offspring independent of maternal diet. PLoS One. 6 (11), 27260(2011).
  19. Cameron, K. M., Speakman, J. R. The extent and function of 'food grinding' in the laboratory mouse (Mus musculus). Laboratory Animals. 44 (4), 298-304 (2010).
  20. Beilharz, J. E., Kaakoush, N. O., Maniam, J., Morris, M. J. Cafeteria diet and probiotic therapy: cross talk among memory, neuroplasticity, serotonin receptors and gut microbiota in the rat. Molecular Psychiatry. 23 (2), 351-361 (2018).
  21. South, T., Holmes, N. M., Martire, S. I., Westbrook, R. F., Morris, M. J. Rats eat a cafeteria-style diet to excess but eat smaller amounts and less frequently when tested with chow. PLoS One. 9 (4), 93506(2014).
  22. Martire, S. I., et al. Extended exposure to a palatable cafeteria diet alters gene expression in brain regions implicated in reward, and withdrawal from this diet alters gene expression in brain regions associated with stress. Behavioral Brain Research. 265, 132-141 (2014).
  23. Grech, A., Rangan, A., Allman-Farinelli, M. Macronutrient Composition of the Australian Population's Diet; Trends from Three National Nutrition Surveys 1983, 1995 and 2012. Nutrients. 10 (8), (2018).
  24. Austin, G. L., Ogden, L. G., Hill, J. O. Trends in carbohydrate, fat, and protein intakes and association with energy intake in normal-weight, overweight, and obese individuals: 1971-2006. American Journal of Clinical Nutrition. 93 (4), 836-843 (2011).
  25. Sclafani, A., Gorman, A. N. Effects of age, sex, and prior body weight on the development of dietary obesity in adult rats. Physiology & Behavior. 18 (6), 1021-1026 (1977).
  26. Sampey, B. P., et al. Cafeteria diet is a robust model of human metabolic syndrome with liver and adipose inflammation: comparison to high-fat diet. Obesity (Silver Spring). 19 (6), 1109-1117 (2011).
  27. Buyukdere, Y., Gulec, A., Akyol, A. Cafeteria diet increased adiposity in comparison to high fat diet in young male rats. PeerJ. 7, 6656(2019).
  28. Oliva, L., et al. In rats fed high-energy diets, taste, rather than fat content, is the key factor increasing food intake: a comparison of a cafeteria and a lipid-supplemented standard diet. PeerJ. 5, 3697(2017).
  29. Higa, T. S., Spinola, A. V., Fonseca-Alaniz, M. H., Evangelista, F. S. Comparison between cafeteria and high-fat diets in the induction of metabolic dysfunction in mice. International Journal of Physiology, Pathophysiololgy and Pharmacology. 6 (1), 47-54 (2014).
  30. Zeeni, N., Dagher-Hamalian, C., Dimassi, H., Faour, W. H. Cafeteria diet-fed mice is a pertinent model of obesity-induced organ damage: a potential role of inflammation. Inflammation Research. 64 (7), 501-512 (2015).
  31. Bortolin, R. C., et al. A new animal diet based on human Western diet is a robust diet-induced obesity model: comparison to high-fat and cafeteria diets in term of metabolic and gut microbiota disruption. International Journal of Obesity (London). 42 (3), 525-534 (2018).
  32. Hansen, M. J., Jovanovska, V., Morris, M. J. Adaptive responses in hypothalamic neuropeptide Y in the face of prolonged high-fat feeding in the rat. Journal of Neurochemistry. 88 (4), 909-916 (2004).
  33. Martire, S. I., Westbrook, R. F., Morris, M. J. Effects of long-term cycling between palatable cafeteria diet and regular chow on intake, eating patterns, and response to saccharin and sucrose. Physiology & Behavior. 139, 80-88 (2015).
  34. Shiraev, T., Chen, H., Morris, M. J. Differential effects of restricted versus unlimited high-fat feeding in rats on fat mass, plasma hormones and brain appetite regulators. Journal of Neuroendocrinology. 21 (7), 602-609 (2009).
  35. Beilharz, J. E., Maniam, J., Morris, M. J. Short exposure to a diet rich in both fat and sugar or sugar alone impairs place, but not object recognition memory in rats. Brain, Behavior and Immunity. 37, 134-141 (2014).
  36. Bhagavata Srinivasan, S. P., Raipuria, M., Bahari, H., Kaakoush, N. O., Morris, M. J. Impacts of Diet and Exercise on Maternal Gut Microbiota Are Transferred to Offspring. Frontiers in Endocrinology. 9, 716-716 (2018).
  37. Kaakoush, N. O., et al. Alternating or continuous exposure to cafeteria diet leads to similar shifts in gut microbiota compared to chow diet. Molelcular Nutrition & Food Research. 61 (1), (2017).
  38. Raipuria, M., Bahari, H., Morris, M. J. Effects of maternal diet and exercise during pregnancy on glucose metabolism in skeletal muscle and fat of weanling rats. PLoS One. 10 (4), 0120980(2015).
  39. Beilharz, J. E., Maniam, J., Morris, M. J. Short-term exposure to a diet high in fat and sugar, or liquid sugar, selectively impairs hippocampal-dependent memory, with differential impacts on inflammation. Behavioral Brain Research. 306, 1-7 (2016).
  40. Darling, J. N., Ross, A. P., Bartness, T. J., Parent, M. B. Predicting the effects of a high-energy diet on fatty liver and hippocampal-dependent memory in male rats. Obesity (Silver Spring). 21 (5), 910-917 (2013).
  41. Gomez-Smith, M., et al. Reduced Cerebrovascular Reactivity and Increased Resting Cerebral Perfusion in Rats Exposed to a Cafeteria Diet. Neuroscience. 371, 166-177 (2018).
  42. Martire, S. I., Holmes, N., Westbrook, R. F., Morris, M. J. Altered feeding patterns in rats exposed to a palatable cafeteria diet: increased snacking and its implications for development of obesity. PLoS One. 8 (4), 60407(2013).
  43. Del Bas, J. M., et al. Alterations in gut microbiota associated with a cafeteria diet and the physiological consequences in the host. International Journal of Obesity (London). 42 (4), 746-754 (2018).
  44. Ferreira, A., Castro, J. P., Andrade, J. P., Dulce Madeira, M., Cardoso, A. Cafeteria-diet effects on cognitive functions, anxiety, fear response and neurogenesis in the juvenile rat. Neurobiology of Learning and Memory. 155, 197-207 (2018).
  45. Ribeiro, A., Batista, T. H., Veronesi, V. B., Giusti-Paiva, A., Vilela, F. C. Cafeteria diet during the gestation period programs developmental and behavioral courses in the offspring. International Journal of Developmental Neuroscience. 68, 45-52 (2018).
  46. Leffa, D. D., et al. Effects of Acerola (Malpighia emarginata DC.) Juice Intake on Brain Energy Metabolism of Mice Fed a Cafeteria Diet. Molecular Neurobiology. 54 (2), 954-963 (2017).
  47. Mn, M., Smvk, P., Battula, K. K., Nv, G., Kalashikam, R. R. Differential response of rat strains to obesogenic diets underlines the importance of genetic makeup of an individual towards obesity. Scientific Reports. 7 (1), 9162(2017).
  48. Schemmel, R., Mickelsen, O., Gill, J. L. Dietary obesity in rats: Body weight and body fat accretion in seven strains of rats. The Journal of Nutrition. 100 (9), 1041-1048 (1970).
  49. Montgomery, M. K., et al. Mouse strain-dependent variation in obesity and glucose homeostasis in response to high-fat feeding. Diabetologia. 56 (5), 1129-1139 (2013).
  50. Krzizek, E. C., et al. Prevalence of Micronutrient Deficiency in Patients with Morbid Obesity Before Bariatric Surgery. Obesity Surgery. 28 (3), 643-648 (2018).

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