Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Quantifizierung von proliferativen und abgestorbenen Zellen in Enteroiden

8.2K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/60501

⸱

31. Januar 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Jiangsu Key Laboratory of Neuropsychiatric Diseases and Cambridge-Suda (CAM-SU) Genomic Resource Center, Medical College of Soochow University, Department of Oncology, The First Affiliated Hospital of Soochow University, 2Department of Pathology, University of Chicago, 3Department of Pathology, Brigham and Women's Hospital–Harvard Medical School

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das vorgestellte Protokoll verwendet Diedurchflusszytometrie, um die Anzahl der sich ausbreitenden und abgestorbenen Zellen in kultivierten Mausenteroiden zu quantifizieren. Diese Methode ist hilfreich, um die Auswirkungen der medikamentösen Behandlung auf die Organoidproliferation und das Überleben zu bewerten.

Zusammenfassung

Das Darmepithel wirkt als Barriere, die verhindert, dass Luminalgehalte wie pathogene Mikrobiota und Toxine in den Rest des Körpers gelangen. Die Epithelbarrierefunktion erfordert die Integrität von Darmepithelzellen. Während die Epithelzellproliferation eine kontinuierliche Schicht von Zellen aufrechterhält, die eine Barriere bildet, führt Epithelschädigung zu Barrierestörungen. Dadurch können luminale Inhalte über einen unbeschränkten Weg über die Darmbarriere hinweg. Dysfunktion der Darmbarriere wurde mit vielen Darmerkrankungen verbunden, wie entzündliche Darmerkrankungen. Isolierte Maus-Darmkrypen können als krypto-villus-ähnliche Strukturen kultiviert und gepflegt werden, die als Darmorganoide oder "Enteroide" bezeichnet werden. Enteroide sind ideal, um die Proliferation und den Zelltod von Darmepithelzellen in vitro zu untersuchen. In diesem Protokoll beschreiben wir eine einfache Methode, um die Anzahl der proliferativen und abgestorbenen Zellen in kultivierten Enteroiden zu quantifizieren. 5-Ethynyl-2'-Deoxyuridin (EdU) und Propidiumiodid werden verwendet, um wulässige und abgestorbene Zellen in Enteroiden zu kennzeichnen, und der Anteil der vermehrenden und abgestorbenen Zellen wird dann durch Durchflusszytometrie analysiert. Dies ist ein nützliches Werkzeug, um die Auswirkungen der medikamentösen Behandlung auf die Proliferation von Darmepithelzellen und das Überleben von Zellen zu testen.

Einleitung

Eine grundlegende Funktion der Darmepithelzellen ist es, den Eintrag von leuchtdichtem Inhalt wie pathogenen Bakterien und Toxinen1,2zu schützen. Um eine solche Funktion auszuführen, vermehren sich Darmstammzellen kontinuierlich und differenzieren sich in eine Vielzahl von Epithelzellen, einschließlich Enterozyten und Sekretoretenzellen, die eine Barriere bilden, indem sie enge Verbindungen bilden3. Die schnelle Erneuerung der Darmepithelzellen erfordert eine strikte Koordination der Zellproliferation, Zelldifferenzierung und zelltodigeZellabnutzung 4,5. Reduzierte Zellproliferation oder übermäßiger Zelltod führt zu Epithelschäden und kompromittierter Barrierefunktion1,6. Dysfunktion der Darmbarriere wurde mit entzündlichen Darmerkrankungen in Verbindung gebracht7,8.

Eine Methode zur Kultur von Darmkrypen wurde bereits entwickelt. Mit dieser Technik wachsen isolierte Mauskrypten zu Darmorganoiden (Enteroiden), die krypto-villus-ähnliche Strukturen haben und alle Darmepithelzelllinien9,10enthalten. 5-Ethynyl-2'-Deoxyuridin (EdU) ist ein Thymidin-Analog, das in der Lage ist, Thymin (T) in der DNA zu ersetzen, die während der Zellproliferation vermehrt wird. Die proliferativen Zellen können durch EdU-Färbung schnell und genau beschriftet werden. Propidiumiodid (PI) ist ein Analogon von Ethidiumbromid, das rote Fluoreszenz bei der Einfügung in doppelsträngige DNA freisetzt. PI erkennt gezielt abgestorbene Zellen, da sie nur durch die beschädigte Zellmembran verläuft.

In diesem Protokoll beschreiben wir zunächst, wie man Krypten aus dem murinen Dünndarm isoliert und sie dann als Enteroide in vitro kultiviert. Wir beschreiben dann, wie man die proliferativen und abgestorbenen Zellen in Enteroiden durch EdU und PI-Integration und Durchflusszytometrie analysiert.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Dieses Protokoll wurde vom Animal Care and Use Committee des Cambridge-Suda Genomic Resource Center (CAM-SU) an der Soochow University genehmigt.

1. DarmorganoidIsolation und Kultur

  1. Isolierung von Darmkrypten und enteroiden Kulturen
    1. Euthanisieren Sie eine 8 Wochen alte Wild-Typ-Maus mit CO2-Inhalation. Verwenden Sie TissueZangen und feine Irisschere, um ca. 8 cm Ileum zu sezieren.
    2. Mit einer Spritze mit gavage Fütterungsnadel mit ca. 40 ml eiskaltem Dulbecco-Phosphat-gepufferter Saline (DPBS) ausspülen, dann längs mit einer Schere schneiden und das Ileum öffnen.
    3. Das Ileum in kleine (0,5 x 1,0 cm) Stücke schneiden. Die Stücke in 5 ml steriler eiskalter DPBS in ein 15 ml kegelförmiges Rohr geben, dann 5 min auf Eis schaukeln.
    4. Verwenden Sie einen Pipettenregler, um die DPBS zu aspirieren und durch 10 ml Kaltpuffer 1 (2 mM EDTA in DPBS) zu ersetzen. Rock für 30 min auf Eis.
    5. Verwenden Sie den Pipettenregler, um Puffer 1 zu aspirieren und ersetzen Sie ihn durch 10 ml Kaltpuffer 2 (54,9 mM D-Sorbitol, 43,4 mM Saccharose in DPBS). Schütteln Sie für 2 x 3 min von Hand (ca. 80 Shakes/min).
    6. Nehmen Sie nach dem Schütteln ein 20-L-Tröpfchen Puffer 2 Inhalt und inspizieren Sie es unter dem Mikroskop.
    7. Filterpuffer 2 Inhalt mit einem 70'm sterilen Zellsieb, dann sammeln Sie den gefilterten Puffer mit einem 50 ml konischen Rohr.
    8. Pipette 20 L Filtrat auf die Folie, um die Krypten zu zählen. Übertragen Sie eine ausreichende Menge an Puffer 2 aus Schritt 1.1.7, um sicherzustellen, dass es 500 Crypts/Well gibt.
    9. Drehen Sie bei 150 x g für 10 min bei 4 °C. Sobald das Spinnen abgeschlossen ist, saugen Sie den Überstand vorsichtig an.
    10. Suspend Krypten in 50 l Kellermembranmatrix (z.B. Matrigel) pro 500 Krypten, Pipette auf und ab (vorsichtig, blasen zu vermeiden), dann legen Sie eine 50 L Tröpfchen Kellermembran Matrix / Krypta Mischung in der Mitte eines Brunnens in einer 24 Brunnenplatte. 30 min bei 37 °C inkubieren, um die Kellermembranmatrix zu polymerisieren.
    11. Nach 30 min Polymerisation vorsichtig 600 l Minigut-Medien hinzufügen (fortgeschrittenes Dulbecco-modifiziertes Eagle-Medium [DMEM]/F12, 2 mM L-Alanin-L-Glutamin, Stift/Strep [100 Einheiten/ml], 10 mM Hepes, N2-Ergänzung [1:100], B27-Beilage [1:50] mit epidermalem Wachstumsfaktor [EGF; 50 ng/mL], Noggin [100 ng/mL], R-Spondin [500 ng/mL], und Y27632 [10 'M]) zu jedem Brunnen, dann die Platte auf die 37 °Cto-Inkubation zurückgeben. Beobachten Sie jeden Tag unter dem Mikroskop, und wechseln Sie die Medien alle 2 bis 3 Tage.
  2. Enteroid-Passaging
    HINWEIS: Bei langen Kulturen sollten Enteroide ungefähr jede Woche geteilt werden.
    1. Um die Enteroide zu durchdringen, legen Sie die Gewebekulturplatte auf Eis. Aspirieren Sie die Medien und fügen Sie 1 ml kalte DPBS zu jedem Brunnen hinzu. Verwenden Sie eine P1000-Spitze, um Pipetten nach oben und unten zu pipette, bis keine festen Kellermembran-Matrix-Stücke übrig bleiben.
    2. Einmal durch eine 1 ml Insulinspritze (27 G) und in ein 15 ml konisches Rohr hin und her geben. 5 min bei 150 x g bei 4 °C nach unten drehen.
    3. Verwenden Sie Pipetten, um DPBS zu entfernen. Resuspend in 50 l Kellermembranmatrix/Well.
    4. Legen Sie die Platte 30 min in einen 37 °C-Inkubator, damit die Kellermembranmatrix polymerisiert werden kann. Überlagern Sie jeden Brunnen mit 600 l ENR-Medien (Minigut-Medien, 50 ng/ml EGF, 100 ng/mL Noggin, 500 ng/ml R-Spondin), und geben Sie die Platte dann an den Inkubator zurück.

2. Durchflusszytometrie-Analyse von EdU-positiven Zellen in Enteroiden

ANMERKUNG: Abbildung 1 zeigt den Workflow für die Durchflusszytometrieanalyse von EdU-positiven Zellen in Enteroiden.

  1. Inkubation von Enteroiden mit EdU
    1. Wachsen Sie Enteroide von Schritt 1.2.4 für 5–7 Tage. Passage Enteroide in eine neue 24 WellPlatte in einem Spaltverhältnis von 1:2. Fügen Sie jedem Bohrwert 600 l ENR-Medium hinzu. Inkubieren Sie Enteroide für 4 bis 5 Tage in einem 37 °C Inkubator.
    2. Stellen Sie die Kontrollgruppe (unbehandelte Enteroide) und die versuchsweise Gruppe (enteroide behandelt mit 5 ng/ml Interleukin 22 [IL-22]). Bereiten Sie mindestens drei Replikationen für jede Gruppe vor.
    3. Fügen Sie dem ENR-Medium EdU hinzu, um edU-Medium mit einer Konzentration von 50 m vorzubereiten. Fügen Sie jedem Brunnen 600 L EdU-Medium hinzu und inkubieren Sie 2 h in einem 37 °C-Inkubator. Stellen Sie einen Brunnen von Enteroiden ohne EdU-Behandlung als negative Kontrolle für die Hintergrundsubtraktion ein.
  2. Ernte von Enteroiden aus der Kellermembranmatrix
    1. Verwenden Sie einen Pipettenregler, um EdU-Medium zu aspirieren und 1x mit DPBS zu waschen. Fügen Sie 1 ml DPBS hinzu.
    2. Verwenden Sie P1000 Pipettenspitze und Pipette nach oben und unten, bis keine festen Kellermembran-Matrix-Stücke übrig bleiben. In ein 15 ml Rohr geben und bei 300 x g für 5 min nach unten drehen.
    3. Fügen Sie 500 l Zelldissoziationsenzyme (Materialtabelle) hinzu und brüten Sie 15 min bei 37 °C. Verwenden Sie P200 Pipettenspitze und Pipette nach oben und unten, um Enteroide in einzelne Zellen zu brechen.
    4. Fügen Sie 3 ml DMEM-Medium mit 10% fetalem Rinderserum (FBS) und wiederholt Ertimette mit einer P1000 Pipettenspitze hinzu.
    5. Drehen Sie bei 300 x g für 5 min und aspirieren Sie das überstande Medium. Setzen Sie die Zellen mit 1 ml DPBS wieder aus.
  3. Fixierung und Permeabilisierung von Zellen
    1. Die Zellsuspension in ein 1,5 ml-Rohr geben, bei 300 x g 5 min nach unten drehen und den Überstand entsorgen.
    2. Zellen mit 1 ml 4% Paraformaldehyd (PFA) resuspendieren, 15 min bei Raumtemperatur (RT) fixieren und bei 300 x g für 5 min drehen. Den Überstand mit einer Pipettenspitze ansaugen, 1x mit DPBS waschen und nach unten drehen, um den Überstand zu entfernen.
    3. Zellen mit 1 ml 0,5% nichtionisches Tensid resuspendieren. 10 min bei RT inkubieren.
    4. Drehen Sie bei 300 x g für 5 min und aspirieren Sie den Überstand. Waschen Sie 1x mit DPBS und drehen Sie nach unten, um den Überstand zu entfernen.
  4. Detektion von EdU
    1. Bereiten Sie Lagerlösungen für jede Komponente im Voraus vor: 1) Arbeitslösung der Alexa Fluor Azid, 2) Arbeitslösung von 1x EdU-Reaktionspuffer und 3) 10x Stammlösung edU Pufferadditiv.
    2. Bereiten Sie 1x EdU Pufferadditiv vor, indem Sie die 10x Lösung 1:10 in entionisiertem Wasser verdünnen. Bereiten Sie diese Lösung frisch vor.
    3. Bereiten Sie Reaktionscocktail nach Tabelle 1vor.
      HINWEIS: Fügen Sie die Zutaten in der in der Tabelle aufgeführten Reihenfolge hinzu. Verwenden Sie den Reaktionscocktail innerhalb von 15 min der Zubereitung.
    4. Fügen Sie 100 l Reaktionscocktails zu jedem 1,5 ml Schlauch hinzu. Die Zellen wieder aussetzen, vor Licht schützen, 30 min bei RT inkubieren.
    5. Zentrifugieren Sie bei 300 x g für 5 min und saugen Sie die Reaktionslösung mit Pipettenspitze schonend an.
    6. Fügen Sie 0,5% nichtionisches Tensid penetranten zu jedem Rohr, um 1x bei RT zu waschen. Zentrifuge bei 300 x g für 5 min, aspirieren Sie den Überstand mit Pipettenspitze sanft, und setzen Sie die Zellen in 1 ml DPBS.
  5. Analyse von Zellen durch Durchflusszytometrie
    1. Filtern Sie die resuspendierten Zellen mit einem 40-m-Sieb und sammeln Sie die gefilterten Zellen mit einem 15 ml konischen Rohr. Führen Sie die FACS-Erkennung am Computer so schnell wie möglich durch.
      HINWEIS: Wenn die Bedingungen begrenzt sind, sollten die zellgefärbten Proben bei 4 °C im Dunkeln gelagert und innerhalb von 3 Tagen durchflussgeprüft werden.
    2. Wählen Sie den entsprechenden Kanal (entsprechend der Art von Alexa Fluor Azid im EdU-Kit; hier roter Kanal) und Spannung (hier, 150–350 V) für die Strömungszytometrie-Analyse.
    3. Gating-Strategie
      1. Zeichnen Sie ein Pseudofarbdiagramm FSC-A (x-Achse) vs. SSC-A (y-Achse) und verteilen Sie die meisten Zellen auf den sichtbaren Bereich der Punktkarte, indem Sie die Spannung anpassen. Wählen Sie die Zellpopulation (R1) aus, und schließen Sie den Zellabfall in der linken unteren Ecke aus.
      2. Erstellen Sie aus der R1-Zellpopulation eine FSC-A (x-Achse) vs. FSC-H (y-Achse) Pseudocolor-Plot, und legen Sie das Tor so fest, dass einzelne Zellen (R2) ausgewählt werden, um Zellklumpen auszuschließen.
      3. Aus der R2-Zellpopulation wird die Fluoreszenzintensität (x-Achse) vs. Zellenzahl (y-Achse) plot, und verwenden Sie das negative Steuerelement, um das Tor festzulegen. Der Bereich des Fluoreszenzsignals ist ein positiver Zellbereich (R3). Vergleichen Sie das Verhältnis von EdU-positiven Zellen (R3) zwischen den Versuchs- und Kontrollgruppen.

3. Durchflusszytometrie Analyse von PI-positiven Zellen in Enteroiden

ANMERKUNG: Abbildung 2 zeigt den Workflow für die Durchflusszytometrieanalyse von PI-positiven Zellen in Enteroiden.

  1. Inkubation von enteroiden Zellen mit PI
    1. Wachsen Sie Enteroide von Schritt 1.2.4 für 5–7 Tage. Passage Enteroide in eine neue 24 WellPlatte in einem Spaltverhältnis von 1:2. Fügen Sie jedem Bohrwert 600 l ENR-Medium hinzu. Inkubieren Sie Enteroide für 4 bis 5 Tage in einem 37 °C Inkubator.
    2. Legen Sie die Kontrollgruppe (unbehandelt) und die experimentelle Gruppe (IL-22 behandelt) fest, wobei mindestens drei Replikationen für jede Gruppe verwendet werden.
    3. Fügen Sie PI zum ENR-Medium hinzu, um PI-Medium mit einer Konzentration von 3 M vorzubereiten.
    4. Fügen Sie jedem Brunnen 600 l PI-Medium hinzu und brüten Sie 30 min in einem 37 °C-Inkubator. Stellen Sie einen Brunnen von Enteroiden ohne PI-Behandlung als negative Kontrolle für Die Hintergrundsubtraktion.
  2. Ernte enteroide aus der Kellermembranmatrix nach den Schritten 2.2.1-2.2.5.
  3. Analyse von Zellen durch Durchflusszytometrie
    1. Filtern Sie die resuspendierten Zellen mit einem 40-m-Sieb und sammeln Sie die gefilterten Zellen mit einem 15 ml konischen Rohr.
    2. Führen Sie die FACS-Erkennung am Computer so schnell wie möglich durch.
      HINWEIS: Wenn die Bedingungen begrenzt sind, sollten die zellgefärbten Proben bei 4 °C im Dunkeln gelagert und innerhalb von 3 Tagen durchflussgeprüft werden.
    3. Wählen Sie den entsprechenden Kanal (hier roter Kanal) und Spannung (hier, 150–350 V) für die Strömungszytometrieanalyse aus.
    4. Verwenden Sie dieselbe Gating-Strategie wie in Abschnitt 2.5.3 beschrieben.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Kleine Darmkrypten wurden isoliert und als Enteroide in der Kellermembranmatrix kultiviert. Enteroide begannen 2 Tage nach der Isolation Knospen zu bilden. Am 6. Tag hatten Enteroide viele Knospen mit vielen Schutt (tote Zellen) im Lumen. Enteroide waren in diesem Stadium für den Durchgang bereit (Abbildung 3).

Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass entzündliche Zytokine für die Aufrechterhaltung der Darmepithelhomöostase unerlässlich sind. Abnormale Expression vo...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte, die für die Kultur der Enteroide in vitro und die Quantifizierung von EdU- und PI-positiven Zellen in den Enteroiden durch Durchflusszytometrie erforderlich sind. Diese Strategie hat mehrere Vorteile. Erstens wird die EdU-Kennzeichnung verwendet, um vermehrende Zellen in Enteroiden zu erkennen. Im Vergleich zum herkömmlichen BrdU-Test ist die EdU-Kennzeichnungsmethode schneller, empfindlicher und genauer. EdU ist sehr ähnlich zu Thymin (T), das Thymin in der DNA-Synthese während ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Danksagungen

Diese Arbeit wird unterstützt von der National Natural Science Foundation of China (31971062, 31900326 und 31601022), The Natural Science Foundation of Jiangsu Province (BK20190043, BK20180838), Research Fund of State Key Laboratory of Pharmaceutical Biotechnology, Nanjing Universität (KF-GN-202004). Die Natural Science Foundation of the Jiangsu Higher Education Institutions of China (19KJB320003), The Livelihood and Technology Program of Suzhou City (SYS2019030) und The Research Innovation Program for College Graduates of Jiangsu Province (KYCX19-1981) . Diese Arbeit wird auch von Tang Scholar von der Soochow University unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
15 ml ZentrifugenröhrchenCorning430791
22 G SondennadelVWR20068-608
24-Well-PlatteNunc142475
40 mm steriles ZellsiebBD352340
50 ml ZentrifugenröhrchenCorning430829
70 mm steriles ZellsiebBD352350
Advanced DMEM/F-12GIBCO12634010
Attune NxT Akustisches FokussierungszytometerInvitrogenA24863
B-27 ErgänzungGIBCO17504044
Puffer 12 mM EDTA in DPBS
Puffer 254,9 mM D-Sorbit, 43,4 mM Saccharose in DPBS
C57/B6 MäusenNanjing Biomedical Research Institute of Nanjing
University Zelldissoziationsenzyme (TrypLE)Life technologies12605-010
ZentrifugeEppendorf5424
ZentrifugeEppendorf5424R
Click-iT Plus EdU Alexa Fluor 594 Imaging KitLebensdauer technologiesC10639
CO2-InkubatorPanasonicMCO-18AC
DPBSGIBCO
D-SorbitBBISB0491
EDTABBIEB0185
ENR MedienMinigut Medien, 50 ng/ml EGF, 100 ng/ml Noggin, 500 ng/ml R-Spondin
Fetales Rinderserum (FBS)Gibco10270-106
Feine IrisschereTansoole2037454
FluoreszenzmikroskopOlympusFV1000
GlutaMAX SupplementGIBCO35050-061
Goat SerumLife technologies16210-064
HDMEMHycloneSH30243.01B
HEPESSigmaH4034
MatrigelCorning356231
Minigut-MedienAdvanced DMEM/F12, 2 mM Glutamax, Penn/Strep (100 Einheiten/ml), 10 mM Hepes, N2-Ergänzung (1:100), B27-Ergänzung (1:50)
N2-ErgänzungR& DAR009
Nichtionisches Tensid (Triton X)BBITB0198-500ML
Operationsschere (12,5 cm)Tansool2025785
Paraformaldehyd (PFA)sigma158127-500g
Penn/StrepInvitrogen15140-148
PhasenkontrastmikroskopNikonTS1000
PropidiumiodidSigmaP4170-25MG
Rekombinante EGFPeproTech315-09
Rekombinante Maus NogginPeproTech250-38
Rekombinante Maus R-Spondin 1R& D3474-RS-050
Rekombinante Maus IL-22PeproTech210-22-10
SaccharoseBBISB0498
GewebezangeTansoole2026704
Y-27632 2HC1SelleckS1049
Zentrifuge Eppendorf 5810R 14190144

Referenzen

  1. Odenwald, M. A., Turner, J. R. The intestinal epithelial barrier: a therapeutic target. Nature reviews. Gastroenterology & Hepatology. 14 (1), 9-21 (2017).
  2. Buckley, A., Turner, J. R. Cell Biology of Tight Junction Barrier Regulation and Mucosal Disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (1), (2018).
  3. Gehart, H., Clevers, H. Tales from the crypt: new insights into intestinal stem cells. Nature reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (1), 19-34 (2019).
  4. Vancamelbeke, M., Vermeire, S. The intestinal barrier: a fundamental role in health and disease. Expert Review of Gastroenterology & Hepatology. 11 (9), 821-834 (2017).
  5. Garcia-Carbonell, R., Yao, S. J., Das, S., Guma, M. Dysregulation of Intestinal Epithelial Cell RIPK Pathways Promotes Chronic Inflammation in the IBD Gut. Frontiers in Immunology. 10, 1094(2019).
  6. Li, B. R., et al. In Vitro and In Vivo Approaches to Determine Intestinal Epithelial Cell Permeability. Journal of Visualized Experiments. (140), e57032(2018).
  7. Turner, J. R. Intestinal mucosal barrier function in health and disease. Nature Reviews Immunology. 9 (11), 799-809 (2009).
  8. Graham, W. V., et al. Intracellular MLCK1 diversion reverses barrier loss to restore mucosal homeostasis. Nature Medicine. 25 (4), 690-700 (2019).
  9. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  10. Sato, T., Clevers, H. Growing self-organizing mini-guts from a single intestinal stem cell: mechanism and applications. Science. 340 (6137), 1190-1194 (2013).
  11. Friedrich, M., Pohin, M., Powrie, F. Cytokine Networks in the Pathophysiology of Inflammatory Bowel Disease. Immunity. 50 (4), 992-1006 (2019).
  12. Zha, J. M., et al. Interleukin 22 Expands Transit-Amplifying Cells While Depleting Lgr5 Stem Cells via Inhibition of Wnt and Notch Signaling. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 7 (2), 255-274 (2019).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Enteroid-KulturDurchflusszytometrieEdU-MarkierungPropidiumiodidintestinale EpithelzellenZellproliferationZelltodKryptenisolationBasement Membrane MatrixIL-22-Behandlung
Quantifizierung von proliferativen und abgestorbenen Zellen in Enteroiden
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.