Ein überarbeiteter chirurgischer Ansatz zur Induzieren von endolymphatischen Hydrops im Meerschweinchen

Zusammenfassung

Dieser Artikel zeigt einen außerduralen Ansatz, um den Meerschweinchen-Endolymphatic-Sac auszulöschen und den endolymphatischen Kanal mit einem feinen Pick zu verletzen, um experimentelle endolymphatische Hydrops zu induzieren.

Zusammenfassung

Endolymphatic hydrops ist eine Erweiterung von scala Medien, die am häufigsten mit Meniere-Krankheit verbunden ist, obwohl die pathophysiologischen Mechanismus(e) unklar bleiben. Um die Eigenschaften von endolymphatischen Hydrops, wie z. B. die Ursprünge von niederfrequenten Hörverlusten, angemessen zu untersuchen, ist ein zuverlässiges Modell erforderlich. Das Meerschweinchen ist ein gutes Modell, weil es in den niederfrequenten Regionen hört, die angeblich von endolymphatischen Hydrops betroffen sind. Frühere Forschungen haben gezeigt, dass endolymphatische Hydrops chirurgisch über intradurale oder extradurale Ansätze induziert werden können, die Bohrungen auf dem Endolymphatischen Kanal und Sack beinhalten. Ob es jedoch möglich war, ein endolymphatisches Hydrops-Modell mit einem extraduralen Ansatz zu erstellen, der gefährliche Bohrungen auf dem Endolymphatic-Kanal und Sac verhinderte, war nicht bekannt. Das Ziel dieser Studie war es, einen überarbeiteten extraduralen Ansatz zu demonstrieren, um experimentelle endolymphatische Hydrops nach 30 Tagen postoperativ zu induzieren, indem der endolymphatische Sack ausgelöscht und der Endolymphatic-Kanal mit einem feinen Pick verletzt wurde. Der Stichprobenumfang bestand aus sieben Meerschweinchen. Funktionelle Messungen des Hörens wurden durchgeführt und zeitliche Knochen wurden anschließend für die histologische Analyse geerntet. Der Ansatz hatte eine Erfolgsquote von 86% bei der Erreichung endolymphatic hydrops. Das Risiko eines Austritts von Zerebrospinalflüssigkeit war minimal. In der Probe traten keine perioperativen Todesfälle oder Verletzungen des hinteren halbkreisförmigen Kanals auf. Die vorgestellte Methode zeigt einen sicheren und zuverlässigen Weg, um endolymphatische Hydrops zu einem relativ schnellen Zeitpunkt von 30 Tagen zu induzieren. Die klinischen Implikationen sind, dass die vorgestellte Methode ein zuverlässiges Modell bietet, um die Ursprünge von niederfrequenten Hörverlusten, die mit endolymphatischen Hydrops assoziiert werden können, weiter zu erforschen.

Einleitung

Endolymphatic hydrops ist eine Erweiterung der scala-Medien. Das Vorhandensein von endolymphatischen Hydrops kann mit dem Querschnittsbereich von Scala-Medien gemessen werden. Es wird angenommen, dass klinische endolymphatische Hydrops mit niederfrequenten sensorischen Hörverlust in Verbindung gebracht werden können, wie bei Meniere-Krankheit gesehen. Die Herkunft(en) des Hörverlusts bleibt jedoch unklar. Um die Ursprünge des niederfrequenten Hörverlusts im Zusammenhang mit endolymphatischen Hydrops angemessen zu untersuchen, ist ein zuverlässiges Modell erforderlich.

1965 beschrieben Kimura und Schuknecht, wie man endolymphatische Hydrops im Meerschweinchen mit einem intraduralen Ansatz induzieren kann¹. Ihre Technik beinhaltete die Verwendung eines hinteren Cranial Fossa-Ansatzes, um auf das Operculum zuzugreifen und Fossa zu subarcuate. Die Schritte beinhalteten das Einschneiden von Dura, das Zurückziehen des Kleinhirns mit einem Ringer-Lösung getränkt E-Wattepad, und Bohren über den Endolymphatic Kanal und den Zwischenteil des endolymphatischen Sack. Knochenwachs wurde dann in das Operculum gelegt, um den endolymphatischen Kanal vom distalen Endolymphatischen Sack zu trennen. Der Craniotomie-Defekt wurde durch die Platzierung von resorbierbarem Gelatinpulver (z.B. Gelschaum) und die Neuanadierung der darüber liegenden Muskeln geschlossen. Histologische Beweise für endolymphatische Hydrops wurden an den postoperativen Tagen 1, 3, 7, 14, 21 und 30 konsequent gefunden, was zeigt, dass der intradurale Ansatz eine zuverlässige Methode war, histologisch-bestätigte Endolymphatic Hydrops zu induzieren. Mit dem gleichen intraduralen Ansatz wie Kimura und Schuknecht, aber mit unterschiedlichen Zeitpunkten, bestätigten Salt und DeMott, dass die scala-Medien in der zweiten Runde der Cochlea an Tag 4 und^darüberhinaus signifikant vergrößert wurden. Während die tatsächliche Morbidität der Induktion eines Zerebrospinalflüssigkeitslecks (CSF) mit Kimura und Schuknechts intraduralem Ansatz in der ursprünglichen Studie nicht berichtet wurde, könnte das Vorhandensein eines CSF-Lecks das Risiko einer Meningitis erhöhen. Es wurde vermutet, dass der Verlust von CSF zu einem Abfluss von Perilymphe führen könnte, was zu einer gleichzeitigen vorübergehenden Ausdehnung des endolymphatischen Volumens im Meerschweinchen³führen könnte. Ein extraduraler Ansatz zur Induktion von endolymphatischen Hydrops wäre eine sicherere Option.

1989 beschrieben Andrews und Bohmer zwei extradurale chirurgische Ansätze, um den endolymphatischen Sack und Kanal zu erreichen, entweder über einen mittleren Schädelfossa-Ansatz oder einen hinteren Cranial-Fossa-Ansatz, um den endolymphatischen Sack⁴auszulöschen. Sie beschrieben, wie das Operculum mit einem Diamantbohrer entfernt wird und dann entweder den Zwischenteil des Endolymphatic-Sacs abbohrt oder mit einer feinen Pick den Endolymphatischen Sack und den Kanal gestört wird. 1993 beschrieben Lee, Wright und Meyerhoff einen ähnlichen Ansatz, der Bohrungen durch den endolymphatischen Sack und Kanal beinhaltete, sich aber dadurch unterschied, dass sie gleichzeitig das Cochlea-Aquädukt⁵behinderten. Sie zeigten das Vorhandensein von endolymphatischen Hydrops, wie durch Histologie beurteilt, vier Wochen nach dem Auslöschen des Endolymphatischen Sacks und der Behinderung des Cochlea-Aquädukts. Megerian et al. war der erste, der einen Videoartikel veröffentlichte, der eine aussatorische Auslöschung des endolymphatischen Sacks und Kanals zeigte, der Bohrungen direkt auf den medialen Teil des Operculums beinhaltete, um in den endolymphatischen Sack und Kanal⁶einzutreten. Sie zeigten histologische Beweise für endolymphatische Hydrops in einem Meerschweinchen, das 28 Wochen nach der Operation geopfert wurde, sowie Hörverlust im 16-kHz-Bereich⁶. Ob es möglich war, histologisch bestätigte endolymphatische Hydrops und niederfrequenten Hörverlust zu einem frühen Zeitpunkt mit extraduralen Ansätzen zu induzieren, war nicht bekannt.

Das übergeordnete Ziel dieses Berichts ist es, einen außerduralen Ansatz zu demonstrieren, um experimentelle endolymphatische Hydrops nach 30 Tagen postoperativ zu induzieren, indem der endolymphatische Sack ausgelöscht und der Endolymphatic-Kanal mit einem feinen Pick verletzt wird. Die Begründung für die Verwendung dieser Technik ist der Vorteil, die Notwendigkeit zu vermeiden, auf den petrous temporalen Knochen zu bohren, wodurch das Risiko einer versehentlichen Verletzung der Dura und verursacht ein CSF Leck, die Verringerung der Möglichkeit der Verletzung der hinteren halbkreisförmigen Kanal, und verringerung des Risikos der Verletzung der Sigmoid Sinus.

Protokoll

Alle unmittelbar unten im Abschnitt Protokoll aufgeführten Verfahren wurden wie in Protokollen beschrieben durchgeführt, die von der Washington University im St. Louis Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt wurden.

1. Anästhesie induktion und Überwachung von Vitalzeichen

HINWEIS: Diese Studie verwendete pigmentierte NIH-Stamm-Meerschweinchen, die aus einer hauseigenen Zuchtkolonie gewonnen wurden.

1. Verwenden Sie Meerschweinchen beiderlei Geschlechts mit einem Gewicht von mindestens 350 g.
2. Das Meerschweinchen in eine neonatale Erwärmungsisolette geben und eine Ketamin/Xylazin-Mischung intraperitoneal (50 mg/kg Ketamin und 10 mg/kg Xylazin) zur Induktionsanästhesie geben. Beobachten Sie das Meerschweinchen, bis es den Zehen-Pinch-Reflex verliert.
3. Sobald der Verlust von Zehen-Pinch-Reflexe auftritt, rasieren Sie den hinteren Hals und Kopf des Meerschweinchens mit einem Haarschneider in der Regel für den menschlichen Gebrauch beworben.
4. Injizieren Sie einen subkutanen Bolus von 12 ml laktierte Ringer-Lösung in den Rücken des Tieres.
5. Legen Sie das Meerschweinchen Supine auf ein wärmendes Pad mit erhobenen Beinen und legen Sie 27,5 G Schmetterlingsnadel intraperitoneal. Stellen Sie sicher, dass sich die Schmetterlingsnadel in der richtigen Position im intraperitonealen Raum befindet, indem Sie sicherstellen, dass nur Luft angesaugt wird. Wenn Blut oder Flüssigkeit angesaugt wird, gibt es Bedenken für die Lieferung in das Gefäß- oder Darmsystem. Die Schmetterlingsnadel wird zur wiederholten Verabreichung von Anästhesie verwendet.
6. Drehen Sie das Meerschweinchen in die anfällige Position und sichern Sie den Kopf an einem stereotaktischen Halter.
7. Befestivieren Sie ein Pulsoximeter am Fuß. Bei Verwendung von pigmentierten Meerschweinchen können pigmentierte Pfoten das Lesen von Sauerstoffsättigung verhindern. Legen Sie daher das Pulsoximeter auf jede Pfote, die nicht pigmentiert ist.
8. Setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Körpertemperatur zu überwachen. Die Rektalsonde ist Teil eines wärmenden Deckensystems, das die Körpertemperatur bei 38 °C hält. Schalten Sie die wärmende Decke erst ein, wenn die Rektalsonde an Ort und Stelle ist, um eine Überhitzung der Wärmedecke zu vermeiden. Wenn sie Schwierigkeiten hat, die rektale Sonde zu platzieren, kann sie neben den Körper des Meerschweinchens gelegt werden.
9. Schmiermittel auf beide Augen des Meerschweinchens auftragen, um Hornhautabschürfungen zu verhindern.
10. Verabreichen Sie zusätzlichen Sauerstoff nach Bedarf über einen Gummischlauch in der Nähe der Nase positioniert, um Sauerstoffsättigung über 90% zu halten.
11. Enrofloxacin 0,5 mg/kg subkutan als Antibiotikumprophylaxe geben.
12. Geben Sie 0,25 mg/kg Bupivacain mit 1:100.000 Adrenalin subkutan an der erwarteten Einschnittstelle für lokale Anästhesie und vasokonstriktive Wirkungen.
13. Bieten Sie Wartungsanästhesie alle 20 min für 4 Zyklen und dann nur nach Bedarf basierend auf Vitalzeichen. Überwachen Sie routinemäßig die Tiefe der Anästhesie nach Körpertemperatur, Atmungsrate, Sauerstoffsättigung und Herzfrequenz.
14. Überwachen Sie Vitalzeichen alle 15 Minuten (Temperatur, Atemfrequenz, Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung).

2. Chirurgische Vorbereitung

1. Sobald der Kopf des Meerschweinchens sicher in einem stereotaktischen Halter positioniert ist, legen Sie ein Stück Klebeband über den Rücken, um eine ausreichende Spannung entlang der Haut über dem Okziput zu gewährleisten. Sichern Sie die Enden des Bandes am stereotaktischen Halter.
2. Die Haut, die den Okziput und den hinteren Hals überlagert, mit Jodlösung und 70% Ethanol dreimal steril präparieren.
3. Verwenden Sie an dieser Stelle sterile Vorsichtsmaßnahmen und autoklavierte Instrumente. Sterile Vorhänge über das Meerschweinchen legen.

3. Chirurgischer Eingriff

1. Mit einer 15 Klinge, machen Sie einen kleinen Mittellinienschnitt entlang der hinteren Okziput bis in den hinteren Hals. Einmal unter der Haut, verwenden IrisSchere, um die rechten hinteren Zervixmuskeln aus dem okzipitalen Knochen zu lösen. Wenn eine Blutung beim Schneiden der Muskeln auftritt, kontrollieren Sie die sdurchatcieren, indem Sie Druck mit einer sterilen Baumwollkugel ausüben.
2. Führen Sie mit einer Kombination aus einem #3 mm, #2 mm und #1 mm Diamantgrat mit einer 5-0-Saug- und sterilen Bewässerung eine Kraniotomie durch, die durch den äußeren Okzipitalkamm, den Lammrücken, die Verschlussnahtlinie und den dorsalen Rand des Foramenmagnums begrenzt wird.
   1. Legen Sie vorsichtig ein kleines Stück mit einer salinebefeuchteten Baumwollkugel unter den Knochen, während Sie den okzipitalen Knochen von der Dura trennen.
3. Skelettieren Sie die Sigmoid-Sinus mit einem #0,5 mm Diamantgrat und entfernen Sie vorsichtig den darüber liegenden Knochen.
4. Sobald der Sigmoid-Sinus freigelegt ist, ziehen Sie den Sigmoid-Sinus vorsichtig mit einer Wattekugel ab und schalten Sie ihn mit einer 3:0-Saugung um.
5. Identifizieren Sie das Operculum als eine Schlitzstruktur, die sich innerhalb des petrous temporalen Knochens befindet. Die subarcuate fossa wird überlegen gelegen und die Sigmoid-Sinus wird medial zu ihm sein. Der extra-osseöse Teil des endolymphatischen Sacks wird dann als klarer Sack visualisiert, der in das Operculum eintritt und an der Dura befestigt ist, die den Sigmoidsinus überlagert. Das Operculum ist oval geformt, ca. 3 bis 4 mm x 1,5 bis 2 mm. Aus chirurgischer Sicht erscheint das Operculum jedoch als ca. 1 mm Schlitz. Der sichtbare Teil des Sacks aus der chirurgischen Ansicht ist ungefähr die gleiche Größe wie der sichtbare Teil des Operculums, wenn nicht kleiner.
6. Tragen Sie den Sigmoid-Sinus medial sanft an, um den extra-osseösen Teil des endolymphatischen Sacks klar zu visualisieren und die Spannung zwischen den extraosseösen und intraosseösen Teilen des endolymphatischen Sacks zu erhöhen.
   1. Verwenden Sie einen feinen abgewinkelten Pick, um den Zwischenteil des Endolymphatic-Sac sanft zu entfernen. Es ist entscheidend, dass der Auslungsprozess keine sichtbare Verbindung zwischen Dura und Operculum hinterlässt; dann legen Sie eine feine Pick in das Operculum, um breit entlang der Innenseite des Knochens zu kratzen, um es zu verletzen.
   2. Drehen Sie den feinen Pick in Richtung des endolymphatischen Kanals und stören Sie blind das Futter. An diesem Punkt können einige Blutungen aus einem Gefäß innerhalb des Operculums auftreten. Es kann mit einem kleinen Stück Baumwolle gesteuert werden.
7. Trocknen Sie das leere Operculum mit einem kleinen Stück Baumwolle. Mit der 3-0 Absaugung nach Bedarf, um die Baumwolle trocken zu halten.
8. Erhalten Sie Knochenstaub, indem Sie eine kleine Kurette verwenden, um entlang des squamosalen Teils des temporalen Knochens zu kratzen. Das Operculum großzügig mit Knochenstaub verpacken. Verwenden Sie eine Baumwollkugel und Absaugung, um den Bereich trocken zu halten, während Sie ihn mit Knochenstaub verpacken.
9. Tragen Sie Knochenwachs auf das Operculum auf, um es zu versiegeln. Stellen Sie sicher, dass kein überschüssiges Knochenwachs in den Schädel ausgemustert wird.
10. Verwenden Sie Knochenwachs, um den Schädeldefekt zu bedecken.
11. Nähern Sie die hinteren Zervixmuskeln mit 4-0 geflochtene, resorbierbare Naht in einer unterbrochenen Weise.
12. Führen Sie einen subcuticularen Verschluss mit einer 4-0 geflochtenen, resorbierbaren Naht durch.

4. Pflege nach dem Eingriff

1. Entfernen Sie das Meerschweinchen aus dem benutzerdefinierten stereotaktischen Halter und übertragen Sie es auf eine wärmende Isolette.
2. Geben Sie 2 mg/kg Atipamezol und 24 ml laktierte Ringerlösung (subkutan weg vom Einschnitt). Geben Sie laktierte Ringer-Lösung aufgrund der harntreibenden Wirkung von Xylazin. 0,2 mg/kg Meloxicam subkutan zur postoperativen analgetischen Abdeckung verabreichen.
3. Erhalten Sie alle 15 Minuten Vitalzeichen, bis das Meerschweinchen vollständig aus der Anästhesie auftaucht.
4. Geben Sie eine zusätzliche 12 ml Flüssigkeit Bolus von laktierten Ringer Lösung etwa 2 Stunden nach Dem Ende der Operation während der Erholungsphase.
5. Sobald das Meerschweinchen wachsam ist, ambiert, entleert und Darmbewegungen hat, bringen Sie das Meerschweinchen in die Tieranlage zurück. Etwa 2 bis 4 Stunden sind nötig, damit das Meerschweinchen vollständig aus der Anästhesie herauskommt.
6. Überwachen Sie Meerschweinchen zweimal täglich für die ersten drei postoperativen Tage. Wenn Anzeichen von Beschwerden beobachtet werden, verabreichen Sie 0,2 mg/kg Meloxicam je nach Bedarf alle 24 Stunden subkutan. Alternativ kann Buprenorphin (0,05 mg/kg) subkutan verabreicht werden, wenn die Symptome nicht ausreichend mit Meloxicam behandelt werden.
7. Geben Sie einen 12 ml Flüssigbolus laktiert Ringer-Lösung subkutan zweimal täglich für bis zu drei Tage, bis das Meerschweinchen das präoperative Gewicht erreicht. Wenn das Meerschweinchen vor dem dritten postoperativen Tag sein präoperatives Gewicht erreicht, dann stoppen Sie die Flüssigbolusen. Wenn das Meerschweinchen nach den ersten drei Tagen weiter an Gewicht verliert, verwenden Sie einen Nahrungsergänzungsmittel-Shake, der typischerweise für den menschlichen Verzehr mit zerkleinerten Meerschweinchen-Futterpellets beworben wird.
8. Überwachen Sie Meerschweinchen wöchentlich bis zu ihrem Endpunkt.

Ergebnisse

Die vorgestellte Methode nutzte einen extraduralen Ansatz, um den endolymphatischen Sack auszulöschen und den Endolymphatic-Kanal mit einem feinen Pick in sieben Meerschweinchen, bestehend aus zwei Männchen und fünf Weibchen, zu verletzen. Die durchschnittliche Dauer der Operation betrug 2 Stunden vom Einschnitt bis zum Abschluss. Die Gesamtbohrzeit reichte von 5-10 Minuten. Bis zu 4 Stunden war nötig, damit das Meerschweinchen vollständig aus der Anästhesie hervorging. Es gab keine intra...

Diskussion

Die vorgestellte extradurale Methode hatte eine Erfolgsrate von 86% bei der Erreichung histologisch bestätigter endolymphatischer Hydrops und niederfrequenter Hörverluste. Die Methode erreichte zuverlässig histologischen Nachweis der endolymphatischen Hydrops bis zum postoperativen Tag 30, im Einklang mit früheren Studien, die einen intraduralen Ansatz²verwendeten. Die Bedeutung der Methode im Vergleich zu bestehenden Methoden besteht darin, dass kein CSF-Leck erforderlich ist, wodurch eine potent...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
12-mL-Spritze	Henke-Sass Wolf	5100-X00V0
1 mL und 3 mL Spritze	BD Precision (Bestellt bei Fischer Sci)	14-826-87 15859152
27,5 Schmetterlingsnadel	Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Bestellt bei McKesson)	448407
4-0-Naht	McKesson	1034507
4 x 4 Mullschwämme	Dukal (Ordnung von McKesson)	374454
60-mL-Spritze	Fisher Sci	22-031-375
Anspach otologischer Bohrer	Anspach	SC2100
Atipamezol	Zoetis	107204-6
Autoklav	Fisher sci	15-103-0508
Autoklavenbeutel	McKesson	524881
Bajonetttrenner	Olympus	AL 130564
Bupivicaine	auro Medics Pharma	555150-169-10
Klarer, steriler Vorhang	3M	1020
Wattebäusche	Fisherbrand (bestellt bei Fisher Sci)	22-456-885
Wattestäbchen	McKesson	508716
Diamantgrate #3, #2, #1 und #0,5 mm	Anspach	QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD
Windelbinde	McKesson	945330
Einweg-15-Klinge	Swann-Morton	0305
Enrofloxacin	Hospira	0409-4888-01
Epinephrin	McKesson	63739-0456
Augensalbe	Dechra Tierarztprodukte	17033-211-38
Freierer Aufzug	Grace Medical	215100FX
Gelfoam	Pfizer (Bestellt bei McKesson)	82830
Haarschneider	Oster Power Pro Kabellos (bei Amazon bestellt)	078400-020-000
Jod-Scrub	Purdue Pharma (bestellt bei mcKesson)	521243
Iris-Schere	Olympus	CL-542114
Ketamin	Henry Schein Tiergesundheit	55853
laktierte Ringer	B. Braun Medical (bestellt von McKesson)	186662
Lanzettmesser von Rosen	Grace Medical	151100FX	Im Text wird er als Curette bezeichnet
Schmiermittel	Milex (bestellt bei Cooper Surgical)	MX5030
Malerband	3M (bestellt bei fisher sci	19047259
Metall-Rechteckbecken	Amazon	B07NQDBC6T
Nadelhalter	Olympus	CR 213015-ENT
Nadeln: 27 Gauge, 18 Gauge	BD Precision (Bestellt bei Fischer Sci)	14-826-48 14-826-5D
Neonatale Erwärmungsisollete	Luftgestützte Lebenserhaltungssysteme	731-1800
Betriebsmikroskop	Carl Zeiss	OPMI Pico
Sauerstofftank	AirGas	OX USP200
Pulsoximeter	CapnoTrue (Bestellt bei Medacx)	M-3090112001
Rektalsonde mit Heizdecke	Harvard-Apparat	Sonde: PY2 50-7217 Heizdecke: PY2 50-7214
Roter Karosseriehalter	Lichtenhan-Labor	N/A	Internes Produkt
Rechter Winkel	Olympus	BV-230337
Rosen-Nadel	Olympus	AM-130566	angepasst, ist es das Instrument, mit dem ich den Sack reiße.
Gummischlauch für O2 Verabreichung	Fisher Sci	14-171-104
Frischhaltefolie	Fisher Sci	NC9617977
stereotaktischer Kopfhalter	WUSTL Instrumentenmaschinenwerkstatt	N/A	Internes Produkt
sterile Vorhänge	Kardinalgesundheit	7553
Saugrohr von Baron	Grace Medical	034903FX 034905FX	Saugung #3 und #5
Gewebepinzette Adson Brown	Grace Medical	325112FX
Weitlander Retraktor	Olympus Grace Medical	BL200011 100313FX
Xylazin	Akorn	59399-110-20