Ein Bild geführte transapical Mitral Valve Leaflet Puncture Modell der kontrollierten Volumenüberlastung von Mitral Regurgitation in der Ratte

Zusammenfassung

Ein Nagetiermodell der Überlastung des linken Herzvolumens durch Mitralregurgitation wird berichtet. Die Mitralregurgitation kontrollierter Schwere wird induziert, indem eine Nadel von definierten Dimensionen in die vordere Packungsbeilage der Mitralklappe, in ein schlagendes Herz, mit Ultraschallführung vorrückt wird.

Zusammenfassung

Mitralregurgitation (MR) ist eine weit verbreitete Herzklappenläsion, die einen Herzumbau verursacht und zu kongestiver Herzinsuffizienz führt. Obwohl die Risiken einer unkorrigierten MR und ihrer schlechten Prognose bekannt sind, sind die Längsveränderungen in Herzfunktion, Struktur und Umbau unvollständig verstanden. Diese Wissenslücke hat unser Verständnis des optimalen Timings für die MR-Korrektur und den Nutzen, den eine frühe oder späte MR-Korrektur auf dem linken Ventrikel haben kann, eingeschränkt. Um die molekularen Mechanismen zu untersuchen, die der linksventrikulären Umgestaltung bei der Einstellung von MR zugrunde liegen, sind Tiermodelle notwendig. Traditionell wurde das Aorto-Kavalen-Fisteln-Modell verwendet, um Eine Volumenüberlastung auszulösen, die sich von klinisch relevanten Läsionen wie MR unterscheidet. MR stellt einen hämodynamischen Stressor mit niedrigem Druckvolumenüberlast dar, der Tiermodelle erfordert, die diesen Zustand imitieren. Dabei beschreiben wir ein Nagetiermodell schwerer MR, bei dem die vordere Packungsbeilage der Mitralklappe der Ratte mit einer 23G-Nadel in einem schlagenden Herzen mit echokardiographischer Bildführung perforiert ist. Die Schwere von MR wird mit der Echokardiographie bewertet und bestätigt, und die Reproduzierbarkeit des Modells wird berichtet.

Einleitung

Mitralregurgitation (MR) ist eine häufige Herzklappenläsion, diagnostiziert in 1,7% der allgemeinen US-Bevölkerung und bei 9% der älteren Bevölkerung älter als 65 Jahre¹. In dieser Herzklappenläsion, unsachgemäßer Verschluss der Mitralklappen in Systole, verursacht Regurgitation von Blut aus der linken Herzkammer in den linken Vorhof. MR kann aufgrund verschiedener Ätiologien auftreten; Jedoch werden primäre Läsionen der Mitralklappe (primäre MR) diagnostiziert und häufiger behandelt als sekundäre MR². Isolierte primäre MR ist oft eine Folge der myxomatorischen Degeneration der Mitralklappe, was zu einer Dehnung der Flugblätter oder Chordae tendineae, oder Bruch einer Chordae, die alle zum Verlust der systolischen Kotaufe der Klappe beitragen.

MR, die aus solchen Ventilläsionen resultiert, erhöht das Blutvolumen, das den linken Ventrikel in jedem Herzschlag füllt, erhöht den diastolischen Wandstress am Ende und sorgt für einen hämodynamischen Stressor, der zu einer Herzanpassung und Umgestaltung anregt. Herzumbau in dieser Läsion ist oft durch signifikante Kammervergrößerung^{gekennzeichnet 3,4}, milde Wandhypertrophie, mit erhaltener kontraktiler Funktion für längere Zeit. Da die Auswurffraktion oft erhalten bleibt, wird die Mr-Korrektur mit chirurgischen oder transkatheteren Mitteln oft verzögert, bis Symptome wie Dyspnoe, Herzinsuffizienz und Arrhythmien auftreten. Unkorrigierte MR ist jedoch mit einem hohen Risiko von kardialen unerwünschten Ereignissen verbunden, obwohl derzeit Kenntnisse über die ultrastrukturellen Veränderungen, die diesen Ereignissen zugrunde liegen, unbekannt sind.

Tiermodelle von MR bieten ein wertvolles Modell, um solche ultrastrukturellen Veränderungen im Herzen zu untersuchen und das Längsprogressionsfortschreiten der Krankheit zu untersuchen. Zuvor, Forscher haben MR bei großen Tieren wie Schweinen, Hunden und Schafen induziert, indem sie eine externe ventriculo-atrial ehunt⁵, intradiale Chordal rupture⁶, oder Packungsbeilage Perforation⁷. Während chirurgische Techniken bei großen Tieren einfacher sind, beschränkten sich diese Studien auf subchronische Nachbeobachtungen in einer kleinen Stichprobengröße, da solche Studien bei großen Tieren hohe Kosten verursachten. Darüber hinaus ist die molekulare Analyse von Gewebe aus diesen Modellen aufgrund begrenzter artspezifischer Antikörper und anmerkungsbedingter Genombibliotheken für die Ausrichtung oft eine Herausforderung.

Kleine Tiermodelle von MR können eine geeignete Alternative bieten, um diese Ventilläsion und ihre Auswirkungen auf den Herzumbau zu untersuchen. Historisch wurde das Rattenmodell der Aorto-Kavallerie-Fisteln (ACF) der Kardialvolumenüberlastung verwendet. Erstmals 1973 von Stumpe et al.⁸beschrieben, wird eine arterio-venöse Fistel chirurgisch geschaffen, um Hochdruckarterienblut von der absteigenden Aorta in die untere Vena cava mit niedrigem Druck zu umgehen. Die hohe Durchflussrate in der Fistel induziert eine drastische Volumenüberlastung auf beiden Seiten des Herzens, was zu einer signifikanten rechten und linken ventrikulären Hypertrophie und Dysfunktion führt, die innerhalb von Tagen nach der Erstellung des ACF⁹auftritt. Trotz seines Erfolgs imitiert ACF nicht die Hämodynamik von MR, einer Niederdruck-Volumenüberlastung, die die Vorspannung erhöht, aber auch die Nachlast reduziert. Aufgrund dieser Einschränkungen des ACF-Modells haben wir versucht, ein MR-Modell zu entwickeln und zu charakterisieren, das die Niederdruck-Volumenüberlastung besser nachahmt.

Hierin beschreiben wir das Protokoll für ein Modell der Mitralklappenpunktion, um schwere MR bei Ratten zu schaffen^10,11. Eine hypodermische Nadel wurde in das schlagende Rattenherz eingeführt und gelangte unter echokardiographischer Führung in die vordere Mitralklappenbroschüre. Die Technik ist sehr reproduzierbar und ein relativ gutes Modell, das MR nachahmt, wie es bei Patienten zu beobachten ist. Der Schweregrad des MR wird durch die Größe der Nadel gesteuert, die zur Perforation der Mitralpackung verwendet wird, und die Schwere der MR kann mit der transösophagealen Echokardiographie (TEE) beurteilt werden.

Protokoll

Die Verfahren wurden vom Animal Care and Use Program an der Emory University unter der Protokollnummer EM63Rr, Zulassungsdatum 06/06/2017, genehmigt.

1. Prächirurgische Präparation

1. Dampf sterilisieren chirurgische Instrumente vor dem Eingriff.
2. Am Eingriffstag Ratten vom Gehäuse in die Chirurgie bringen und wiegen.
3. Zeichnen Sie präoperative und postoperative Medikamente nach dem Gewicht: zwei Dosen Carprofen (je 2,5 mg/kg), eine Dosis Gentamycin (6 mg/kg) und eine Dosis Buprenorphin (0,02 mg/kg).
4. Stellen Sie sicher, dass im Gasmischer ausreichend Isofluran vorhanden ist und Sauerstoff in den Tanks für die Operation zur Verfügung steht. Ein voller Tank mit Sauerstoff (24 ft³) ist oft ausreichend.

2. Tierzubereitung

HINWEIS: Erwachsene Sprague-Dawley männliche Ratten mit einem Gewicht von 350-400 g wurden in dieser Studie verwendet. Die chirurgischen Techniken sind auf Wunsch für etwas kleinere oder größere Tiere geeignet.

1. Sedate die Ratte in einer Induktionskammer mit 5% Isofluran in 1 LPM (Liter pro Minute) von 100% Sauerstoff gemischt. Bestimmen Sie ein angemessenes Sedierungsniveau von einer langsameren Atemfrequenz unter visueller Beobachtung und Verlust des Zuckens beim Kneifen der Ratte.
2. Intubieren Sie die Ratte mit einem 16 G Angiocath, der für den Einsatz als Endotrachealrohr ausgestattet ist.
   1. Visualisieren Sie die Luftröhre und Stimmbänder mit einem Otoscope, und verwenden Sie einen Baumwollspitzen-Applikator, um Pharyngealsekrete zu löschen.
   2. Führen Sie das Endotrachealrohr auf einem 0,034-Zoll-Führungsdraht in die Stimmbänder ein. Sobald das Rohr in der Luftröhre entsprechend platziert ist, schieben Sie das Rohr nach innen und ziehen Sie den Draht zurück (Abbildung1).
3. Legen Sie die Ratte auf das beheizte operationsbelagte Pad, das bei 37 °C gehalten wird, und schließen Sie das Endotrachealrohr an ein mechanisches Beatmungsgerät an. Geben Sie das Gewicht der Ratte in die Beatmungssteuerungssoftware ein, die die Belüftungsrate und das Gezeitenvolumen berechnet. In dieser Studie wurden 66 Atemzüge pro Minute mit einem Gezeitenvolumen von 1 ml/100 g Körpergewicht verwendet (Abbildung 1D).
   1. Verwenden Sie 100% Sauerstoff (1 LPM) gemischt mit 2-2,5% Isofluran als anhalant anesthetik und bestätigen Sie das Niveau der Anästhesie mit Verlust des Kiefertons und Verlust der Reaktion auf Zehenkneifung.
   2. Beachten Sie, dass bei richtiger Intubierung die Brustbewegung mit dem Beatmungsgerät synchronisiert werden sollte.
   3. Bei unsachgemäßer Intubierung wird die Brustbewegung nicht mit dem Beatmungsgerät synchronisiert. Um eine unsachgemäße Intubation zu testen, komprimieren Sie den Bauch der Ratte, wodurch ein Gegendruck auf das Beatmungsgerät entsteht und ein Überdruckalarm erzeugt wird. In diesem Szenario ziehen Sie den Angiocath sanft zurück und bringen Sie die Ratte für einige Minuten in die Induktionskammer mit 5% Isofluran zurück, um sicherzustellen, dass die Ratte ausreichend beästhebt ist, und die Ratte wieder intubieren.
   4. Einmal richtig intubiert, sichern Sie die Endotrachealröhre, indem Sie das proximale Ende des Rohres mit einer 4-0 Seidennaht an die Wange der Ratte nähen, um eine Extubation während des Eingriffs zu vermeiden.
4. Setzen Sie eine rektale Temperatursonde ein, um die Körpertemperatur zu überwachen, und ein vierterminales Elektrokardiogramm, um das EKG während des gesamten Vorgangs zu überwachen.
   1. Verwenden Sie eine Deckenheizungslampe, wenn die Wärme von der chirurgischen Plattform nicht ausreicht. Schalten Sie die Lampe aus, wenn die Körpertemperatur über 37 °C steigt.
   2. Bewerten Sie das Elektrokardiogramm visuell für Arrhythmien oder Anzeichen einer Myokard-Ischämie. Wenn keine vorhanden sind, notieren Sie das Basiselektrokardiogramm.
5. Transthorakale Echokardiographie (TTE) für die Herz-Grundfunktion (Abbildung 2A).
   1. Drehen Sie die Ratte in eine Supine-Position und rasieren Sie die linke Seite des Thorax. Um klare Echoansichten zu erhalten, entfernen Sie das Haar mit einer Enthaarungscreme.
   2. Verwenden Sie jedes Ultraschallsystem mit ausreichender Frequenz für die Bildgebung mit hoher Herzfrequenz. In dieser Studie verwendeten wir das Visualsonics 2100 System mit einer 21 MHz Sonde, die für die Kardialbildgebung bei Ratten geeignet ist.
   3. Erhalten Sie B-Modus-Bilder in der parasternalen Langachsenebene, um die linken ventrikulären Volumina zu berechnen. Erhalten Sie in derselben Ebene M-Modus-Bilder, um Wandabmessungen zu messen.
   4. Drehen Sie die Sonde um 90°, und erhalten Sie B-Modus und M-Modus parasternale Kurzachsenansichten auf der mittleren Papillarebene, um Querschnittswandabmessungen zu messen.
6. Transösophageale Echokardiographie (TEE) für die Grundbildgebung durchführen (Abbildung 2B).
   1. Legen Sie die Ratte in die rechte Dekubitusposition und legen Sie eine 8 Fr intrakardiale Ultraschallsonde (8 MHz) mit einer kleinen Menge Gel auf die Spitze in die Speiseröhre der Ratte ein. Die Frequenz der ICE-Sonde (intrakardiale Echokardiographie) reicht aus, um 4-6 Bilder pro Herzschlag zu erhalten, die ausreichen, um die Ventilbewegung zu visualisieren.
      HINWEIS: Ein GE Vivid I- oder Siemens SC2000 Prime-System kann für die ICE-Bildgebung verwendet werden.
   2. Erhalten Sie eine hohe Ösophasollteansicht, um eine Zweikammeransicht der linken Seite des Herzens zu erhalten. Diese Ansicht ist ideal, um das linke Atrium, die Mitralklappe und den linken Ventrikel zu visualisieren. Positionieren Sie die Sonde so, dass vordere und hintere Flugblätter visualisiert werden und die Koaptation zentral ist. Dieser Winkel ermöglicht auch Dopplermessungen über das Mitralventil, ohne Winkelkorrektur.
   3. Messen Sie in dieser Ansicht linke Vorhofflächen und Mitralklappen-Annulus-Dimensionen.
   4. Führen Sie Farb-Doppler-Bildgebung durch, um die Ventilkompetenz und den Mangel an MR an der Basislinie zu bestätigen. Führen Sie gepulste Wellen- und kontinuierliche Doppler-Bildgebung durch, um den Mitralzufluss zu quantifizieren und den Mangel an regurgitanten Fluss zu bestätigen.
   5. Führen Sie eine B-Modus- und gepulste Wellen-Doppler-Bildgebung der Aorta durch, um den Aortenwurzeldurchmesser zu messen und den Aortenstrom zu berechnen.
   6. Führen Sie gepulste Wellen-Doppler-Bildgebung der Lungenvene durch, um den pulmonalen Venenfluss zu messen.
7. Injizieren Sie eine Einzeldosis Von Carprofen (2,5 mg/kg, SQ, nichtsteroidal entzündungshemmend), Gentamycin (6 mg/kg, SQ, Antibiotikum) und steriler Saline (1 ml, SQ), um den Blutverlust während des Eingriffs präventiv auszugleichen.
8. Rasieren Sie die linke Seite des Thorax nach Bedarf, um alle verbleibenden Haare aus dem chirurgischen Feld zu entfernen. Die Rasur vom unteren Halsbereich bis zum Xyphoiden und vom linken Arm bis zum Mittleren Sternum sollte ausreichen, um ein haarfreies Feld zu gewährleisten und das Risiko einer Kontamination an den chirurgischen Stellen zu verringern.
9. Schrubben Sie den Operationsbereich mit einer in Betadine getränkten Gaze, gefolgt von einer Gaze, die in 70% Ethanol getränkt ist. Schrubben Sie den Bereich in kreisförmigen Bewegungen auf der Haut, so dass die Gaze keinen zuvor geschrubbten Bereich kontaktiert.
10. Wiederholen Sie diesen Schritt dreimal, um ein ausreichend steriles Feld für eine Operation zu erreichen.
11. Das Tier mit sterilen Abdeckungen drapieren und ein Fenster öffnen, um in den sterilen Operationsbereich zu greifen.

3. Linke Thorakotomie

1. Führen Sie den gesamten chirurgischen Eingriff mit aseptischen Techniken durch, wobei Isofluran bei 2-2,5% in 1 LPM Sauerstoff gehalten wird. Legen Sie alle Instrumente in ein steriles Fach und legen Sie sie nach jedem Gebrauch wieder in das Tablett.
2. Tragen Sie sterile Handschuhe, eine Maske und eine chirurgische Kappe durch den Chirurgen für den gesamten Eingriff. Ein steriles OP-Kleid kann auch getragen werden, aber es ist optional, es sei denn, eine Kontamination ist zu erwarten.
3. Verwenden Sie ein chirurgisches Skalpell mit einer No #15 Klinge, um einen Hautschnitt auf der linken Seite des Thorax zu machen, ca. 1 cm proximal zum Xyphoiden. Verwenden Sie eine stumpfe Trennspitze Schere, um die Hautschicht von der Muskelschicht zu trennen und einen Längsschnitt zu machen.
4. Sezieren Sie die Muskelschichten auf die gleiche Weise, bis die Rippen freigelegt werden.
5. Machen Sie vorsichtig einen 2-3 cm Längsschnitt im fünften interkostalen Raum, ausreichend, um Retraktoren einzusetzen und das Herz freizulegen.
6. Verwenden Sie feine gekippte Zange, um das Perikard zu heben, und Mikroschere, um es in der Region um die Spitze des Herzens zu verbrauchen. Dieser Schritt hilft, postoperative Verklebungen des Herzens an den Brustwänden und Zwerchfell zu vermeiden.
   HINWEIS: Vermeiden Sie chirurgische Schnitte in der Nähe des Brustbeins, um Blutungen zu minimieren. Die Transecting der inneren Brustarterien, die entlang des Brustbeins verlaufen, kann übermäßige Blutungen verursachen. Wenn sie mit solchen Blutungen auftreten, identifizieren Sie den Bluter und kauterisieren Sie ihn.

4. Echo geführte MR-Prozedur (Abbildung 3 & Abbildung 4)

1. Verwenden Sie eine 6-0 Prolen-Naht und einen Mikronadelhalter, um eine Geldbörse Naitennaht auf der Spitze der linken Herzkammer zu platzieren. Verwenden Sie bei Bedarf Mikrozange, um das Herz zu stabilisieren.
2. Binden Sie vorsichtig die apikale Naht, um den Scheitelpunkt zu stabilisieren und legen Sie eine 23 G Nadel (mit Herzigkeit gespült, und mit einem Hahn an seinem distalen Ende) in der Mitte der Geldbörse String Naht, in die linke ventrikuläre Höhle.
3. Verwenden Sie eine Hand, um die Nadel stabil zu halten und zu führen, und die andere Hand, um gleichzeitig die transösophageale Echosonde zu manipulieren, um eine optimale Echoansicht zu erzielen, um die Nadel zu visualisieren, wie oben beschrieben.
4. Mit Echtzeit-Ultraschallführung, bewegen Sie die Nadel in Richtung der ventrikulären Seite der vorderen Mitral-Broschüre. Sobald die Nadelposition auf Ultraschall bestätigt ist, fördern Sie die Nadel in einer feinen Bewegung durch die Ventilpackung. Wenn ein Widerstand gefühlt wird, drehen Sie die Nadel, wie sie in die Packungsbeilage vorgeschoben wird, um sie zu perforieren.
   HINWEIS: Das Vorrücken der Nadel in das linke Atrium könnte zu einer vorgerichtlichen Perforation führen, was zu übermäßigen Blutungen und tiertodt. Die Nadel sollte jederzeit auf Ultraschall visualisiert werden.
5. Ziehen Sie die Nadel in die linke ventrikuläre Kammer, weg von der Mitralklappe, und bestätigen Sie MR, indem Sie die Farb-Doppler-Bildgebung aktivieren.
6. Wenn MR bei der Farb-Doppler-Bildgebung nicht zu sehen ist, wiederholen Sie die Schritte 4.4 und 4.5. Passen Sie die Echosonde bei Bedarf an, um eine bessere Ansicht zu erhalten. Nach der Praxis bei wenigen Ratten ist es möglich, eine Packungsbeilage in einer Bewegung der Nadel zu induzieren, was ein Loch induziert, das die Größe des Äußeren Durchmessers der Nadel hat. Dies wurde nach der Nekropsie der Rattenherzen bestätigt.
7. Sobald MR bestätigt ist, ziehen Sie die Nadel aus der linken ventrikulären Höhle und binden Sie vorsichtig die Geldbörse String Naht.
8. Verwenden Sie eine sterile Gaze, um Blut auf der Spitze und in der Brusthöhle einzuweichen.
   HINWEIS: Das Berühren der Echosonde mit den chirurgischen Handschuhen kann zu einer Kontamination der sterilen Umgebung führen. Sprühen Sie Ihre Handschuhe mit 70% Ethanol oder ersetzen Sie die Handschuhe durch neue, entsprechend.

5. Tierrückgewinnung und postoperative Pflege

1. Nach 5-10 Minuten stabiler Herzfunktion (normales EKG und Herzfrequenz) die Thorakotomie in Schichten mit 4-0 Vicryl schließen und Isofluran in Schritten reduzieren.
2. Verwenden Sie eine unterbrochene Naht, um die Rippen anzunähern, wobei Isofluran bei 2% gehalten wird. Setzen Sie ein Brustrohr in den sechsten interkostalen Raum ein und sichern Sie es an den sterilen Vorhängen, um ein unbeabsichtigtes Eindringen des Rohres in die Brusthöhle zu vermeiden.
3. Verwenden Sie eine kontinuierliche Naht, um die Muskelschicht mit Isofluran bei 1,5% zu schließen.
4. Verwenden Sie eine kontinuierliche Naht, um die Hautschicht mit Isofluran zu schließen, der bei 1% gehalten wird.
5. Schließen Sie eine 10 ml Luer-Lock-Ventil-Kippspritze an das Brustrohr an und entleeren Sie 10-12 ml Luft aus der Brusthöhle und entfernen Sie dann das Brustrohr.
6. Eine Enddosis Carprofen (2,5 mg/kg, SQ) verabreichen und Isofluran ausschalten.
7. Setzen Sie die mechanische Beatmung fort, während die Ratte von der Anästhesie entwöhnt wird, und überwachen Sie die Vitalzeichen (SpO₂ und Herzfrequenz). Zu Beginn der spontanen Atmung, schalten Sie die Beatmung aus, um die Fähigkeit der Ratte zu testen, eine solche Atmung und gute SpO₂aufrechtzuerhalten.
8. Wenn die SpO_2-Pegel unter 90 % fallen, schalten Sie das Beatmungsgerät ein. Sobald die Ratte in der Lage ist, SpO_2-Pegel ohne Belüftung zu halten, wird die Verankerungsnaht am Endotrachealrohr geschnitten und das Tier für die Extubation vorbereitet.
9. Sobald die Ratte Anzeichen von Wachsamkeit zeigt, einschließlich Schnurrbart oder Augenbewegungen, extubieren Sie das Tier.
10. Legen Sie einen Nasenkegel mit 100% Sauerstoff, bis die Ratte ambulant ist.
11. Übertragen Sie die Ratte in einen sauberen Käfig mit minimaler Bettwäsche und überwachen Sie weiterhin Vitalzeichen mit einem Handmonitor SpO_2, der auf den Fuß oder Schwanz der Ratte gelegt wird, bis die Ratte ambulant ist.
    HINWEIS: Wenn Nebenwirkungen der Operation beobachtet werden, können Tiere eine längere Erholungszeit haben und länger dauern, um hohe SpO_2-Spiegel zu halten. In diesem Fall kann ein Nasenkegel mit 100% Sauerstoff aufgetragen werden, bis die SpO_2-Spiegel stabil sind.
12. Um das Verletzungsrisiko an der operationsfolgenden Stelle zu reduzieren und das Infektionsrisiko zu vermeiden, ratten nach der Operation.
13. Verabreichen Sie Buprenorphin innerhalb von 3 h, nachdem die Ratte wach und ausreichend ambulant ist. Buprenorphin kann Atemnot verursachen, wenn es früh in der perioperativen Erholungsphase verabreicht wird, und verzögert es daher, bis die Ratte ohne Schwierigkeiten atmet.
14. Nach der Operation erhalten alle Tiere folgende Medikamente: Gentamicin (6 mg/kg, SQ, SID POD 1-3) und Rimadyl (5 mg/kg, SQ, SID POD 1-3). Alle Tiere werden einmal täglich für fünf Tage nach der Operation zur Untersuchung von Schnittstellen und einmal täglich für die ersten zwei Wochen nach der Operation zur Schmerzbeurteilung beobachtet.

6. Validierung des MR-Schweregrads mit Echokardiographie (Abbildung 5)

1. Wiederholen Sie TEE nach zwei Wochen nach der Operation mit den gleichen Schritten gemäß Abschnitt 2.7. Zwei Wochen nach der Operation ist ausreichend Zeit für die Hämodynamik zu stabilisieren.
2. Erhalten Sie Farb-Doppler-Bildgebung auf einer 2-Kammer-Ansicht mit transösophagealer Ultraschall-Bildgebung, die visualisierung den linken Ventrikel und linken Vorhof. Messen Sie die Fläche des linken Atriums und des MR-Jets. Berechnen Sie den MR-Jet-Flächenanteil mit
   (1)
   Schwere MR ist definiert als MR-Jet-Fläche von 30%.
3. Ungefähre Fläche der regurgitanten Öffnung durch Berechnung der Fläche von 23 G Nadel, mit dem Außendurchmesser der Nadel. Diese Gleichung geht davon aus, dass die Fläche der regurgitanten Öffnung gleich der Fläche der 23G-Nadel ist.
   (2)
4. Erhalten Sie eine kontinuierliche Doppler-Bildgebung mit dem Doppler-Tor an der Öffnung des regurgitanten Strahls. Verfolgen Sie die Wellenform, um VTI des regurgitanten Jets zu berechnen. Das MR-Volumen kann mit
   (3)
   Schwere MR ist definiert als MR-Volumen von 95 L.
5. Erhalten Sie pulswellen-Doppler-Bildgebung der Lungenvene, indem Sie die Echosonde seitlich im Uhrzeigersinn drehen. Messen Sie die systolischen und diastolischen Wellengeschwindigkeiten und verwenden Sie die folgende Gleichung, um das Verhältnis zu berechnen.
   (4)
   Ein negatives Lungendurchflussverhältnis weist auf eine schwere MR hin.

7. Scheinchirurgie

1. Führen Sie die Abschnitte 1-3 wie beschrieben aus.
2. Änderung Abschnitt 4 wurde so modifiziert, dass die 23 G Nadel in die linke ventrikuläre Kammer eingeführt wird, durch eine Geldbörse String Naht auf der linken ventrikulären Spitze, aber nicht in die Mitralklappe vorgerückt, um MR zu erstellen. Setzen Sie die Nadel in die linke ventrikuläre Kammer und ziehen Sie sofort, nach dem Anziehen und Verschluss der ventrikulären Spitze.
3. Führen Sie Abschnitt 5 wie beschrieben aus.
4. Führen Sie eine Mitralklappenbewertung durch, wie in Abschnitt 6 beschrieben. MR sollte jedoch bei keinem der Tiere vorhanden sein, daher ist eine Quantifizierung wie beschrieben nicht erforderlich.

Ergebnisse

Machbarkeit und Reproduzierbarkeit
Das vorgeschlagene MR-Modell ist sehr reproduzierbar, wobei ein gut definiertes Loch in der Mitralpackung bei 100% der in dieser Studie verwendeten Ratten erreicht wird. Abbildung 6A zeigt die Richtung der Nadel, wie sie in die Mitralklappe eingeführt wird. Abbildung 6B zeigt ein Loch in der Mitralklappenbroschüre einer repräsentativen Ratte,...

Diskussion

Es wird ein reproduzierbares Nagetiermodell schwerer MR mit gutem Überleben (93,75% Überleben nach einer Operation) und ohne signifikante postoperative Komplikationen berichtet. Echtzeit-Bildgebung mit transösophagealer Echokardiographie und die Einführung einer Nadel in das schlagende Herz zur Punktion der Mitralbroschüre sind machbar und können gelehrt werden. Schwere MR wurde mit der 23 G Nadelgröße in dieser Studie hergestellt, die nach Belieben mit einer kleineren oder größeren Nadel variiert werden kann. MR induzie...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
23G Nadel	Mckesson	16-N231
25G Nadel, 5/8 Zoll	McKesson	1031797
4-0 vicryl	Ethicon	J496H
6-0 prolene	Ethicon	8307H
70% Ethanol	McKesson	350600
ACE Lichtquelle	Schott	A20500
ACUSON AcuNav Ultraschallsonde	Biosense Webster	10135936	8Fr Intrakardiale Echosonde
ACUSON PRIME Ultraschallsystem	Siemens	SC2000
Betadine	McKesson	1073829
Stumpfe Mikrodisparierschere	Roboz	RS5990
Buprenorphin	Patterson Veterinary	99628
Carprofen	Patterson Veterinary	7847425
Thoraxdrainage (16G Angiokath)	Terumo	SR-OX1651CA
Einweg-OP-Tücher	Med-Vet	SMS40
Elektrorasierer	Oster	78400-XXX
Gentamycin	Patterson Veterinary	78057791
Wärmelampe mit Tischklemme	Braintree Scientific	HL-1 120V
hämostatische Pinzette, gebogen	Roboz	RS7341
hämostatische Pinzette, gerade	Roboz	RS7110
Induktionskammer	Braintree Scientific	EZ-1785
Injektionsstecker, Kappe, Luer-Lock	Exel	26539
Isofluran	Patterson Veterinärmedizinische	6679401725
Mechanisches Beatmungsgerät	Harvard Apparatur	Inspira ASV
Mikrodisparierzange	Roboz	RS5135
Mikrodisparierfederschere	Roboz	RS5603
Nadelhalter	Roboz	RS6417
Nr. 15 chirurgische Klinge	McKesson	1642
Vliesschwämme	McKesson	446036
Otoskop	Welch Allyn	23862
Sauerstoff	Airgas Gesundheitswesen	UN1072
Pulsoximeter	Nonin Medical	2500A VET
Retraktor, Blunt 4x4	Roboz	RS6524
Nagetier Chirurgischer Monitor	Indus Instruments	113970	Die integrierte Plattform ermöglicht die Überwachung von Vitalparametern und chirurgischen
wärmende Waage	Salter Brecknell	LPS 150
Skalpellgriff	Roboz	RS9843
Seidennaht 3-0	McKesson	220263
Anästhesiesystem für Kleintiere	Ohio Medical	AKDL03882
Sterile Kochsalzlösung (0,9%)	Baxter	281322
Sugical Mask	McKesson	188696
OP-Kappe	McKesson	852952
OP-Handschuhe	McKesson	854486
Spritze 10 ml	McKesson	1031801
Spritze 1 ml	McKesson	1031817
Ultrahochfrequenzsonde	Fujifilm Visualsonics	MS250
Ultraschallgel	McKesson	150690
VEVO Ultraschallgerät	Fujifilm Visualsonics	VEVO 2100