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Methodenartikel

Modellierung altersassoziierter neurodegenerativer Erkrankungen bei Caenorhabditis elegans

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DOI:

10.3791/61169

⸱

15. August 2020

 , 
1Institute of Molecular Biology and Biotechnology, Foundation for Research and Technology-Hellas, Greece, 2Department of Basic Sciences, Faculty of Medicine, University of Crete, Heraklion, 70013, Crete, Greece

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier führen wir weithin zugängliche Methoden mit einigen vielseitigen Nematodenmodellen ein, einschließlich hyperaktivierter Ionenkanal-induzierter Nekrose und Protein-Aggregat-induzierter Neurotoxizität, um die zellulären und molekularen Grundlagen altersassoziierter neurodegenerativer Erkrankungen zu überwachen und zu sezieren.

Zusammenfassung

Die Bekämpfung menschlicher neurodegenerativer Pathologien und die Bewältigung ihrer allgegenwärtigen sozioökonomischen Auswirkungen werden zu einer globalen Priorität. Ungeachtet ihrer nachteiligen Auswirkungen auf die Lebensqualität des Menschen und das Gesundheitssystem ist die Mehrheit der neurodegenerativen Erkrankungen des Menschen nach wie vor unheilbar und nicht vermeidbar. Daher wird die Entwicklung neuartiger therapeutischer Interventionen gegen solche Krankheiten zu einer dringenden Dringlichkeit. Die altersassoziierte Verschlechterung der neuronalen Schaltkreise und -funktion wird in so unterschiedlichen Organismen wie dem niederschwelligen Wurm Caenorhabditis elegans und dem Menschen evolutionär konserviert, was Ähnlichkeiten in den zugrunde liegenden zellulären und molekularen Mechanismen bedeutet. C. elegans ist ein hochformbares genetisches Modell, das ein gut charakterisiertes Nervensystem, Körpertransparenz und ein vielfältiges Repertoire an genetischen und bildgebenden Verfahren zur Beurteilung der neuronalen Aktivität und Qualitätskontrolle während des Alterns bietet. Hier führen wir Methoden mit einigen vielseitigen Nematodenmodellen ein, einschließlich hyperaktivierter Ionenkanal-induzierter Nekrose (z. B. deg-3(d) und mec-4(d)) und Proteinaggregat (z. B. Syunclein und Polyglutamat)-induzierte Neurotoxizität, um die zelluläre und molekulare Untermauerung altersbedingter Neuronenzugung zu überwachen und zu sezieren. Eine Kombination dieser Tier-Neurodegeneration-Modelle, zusammen mit genetischen und pharmakologischen Screens für Zelltodmodulatoren, wird zu einem beispiellosen Verständnis des altersbedingten Abbaus der neuronalen Funktion führen und kritische Einblicke mit breiter Relevanz für die menschliche Gesundheit und Lebensqualität liefern.

Einleitung

In den letzten zwei Jahrzehnten wurde C. elegans weithin als Modellorganismus verwendet, um die molekularen Mechanismen des nekrotischen Zellsterbens zu untersuchen. C. elegans bietet ein außergewöhnlich gut charakterisiertes und kartiertes Nervensystem, eine transparente Körperstruktur und ein vielfältiges Repertoire an genetischen und bildgebenden Methoden zur Überwachung der in vivo zellulären Funktion und des Überlebens während des gesamten Alterns. So wurden bereits mehrere genetische Modelle von C. elegans der Neurodegeneration entwickelt, um die neuronale Lebensfähigkeit zu bewerten. Insbesondere sind gut beschriebene und verwendete Nematodenmodelle die hyperaktive Ionenkanal-induzierte Nekrose1,2,3 und der Zelltod, ausgelöst durch erhöhte Proteinaggregation4,5,6,7,8,9,10 und Hitzehub11,12, unter anderem.

Die kurzfristige Exposition gegenüber subtödlichen Temperaturen führte zu einer Resistenz gegen den nekrotischen Zelltod, ausgelöst durch einen anschließenden Hitzestress sowohl bei Nematoden als auch bei Säugetierneuronen11. Interessanterweise schützt die tägliche Vorkonditionierung von Nematoden bei einer milden erhöhten Temperatur vor Neurodegeneration, die durch verschiedene Reize wie ionisches Ungleichgewicht (z.B. mec-4(u231) und/oder deg-3(u662)) und Proteinaggregation (z.B. Synuclein und PolyQ40)11,13verursacht wird.

Hier beschreiben wir vielseitige Methoden, mit denen C. elegans verwendet wird, um die altersabhängige Neurodegeneration in etablierten Modellen menschlicher Krankheiten zu überwachen und zu bewerten, wie z. B. exzitotoxizitätsgesteuerter Zelltod, Parkinson und Huntington. Darüber hinaus unterstreichen wir die neuroprotektive Rolle der Wärmevorkonditionierung in mehreren Modellen der Neurodegeneration. Eine Kombination dieser Techniken zusammen mit genetischen und/oder pharmakologischen Screens wird zur Identifizierung und Charakterisierung neuartiger Zelltodmodulatoren mit potenziellem therapeutischem Interesse führen.

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Protokoll

1. Nekrotische Zelltod-induziert durch hyperaktive Ionenkanäle

HINWEIS: Gain-of-Funktionsmutationen in der Genfamilie von Degenerinen, einschließlich mec-4 und deg-3 unter anderem, führt zur Erzeugung von hyperaktiven Ionenkanälen, die den nekrotischen Zelltod von sechs Für die Mechanosensation bei Würmern erforderlichen Mürrezeptorneuronen auslösen3. Nekrose, die durch die aberrante Stimulation von Degenerinen induziert wird, weist mehrere mechanistische und morphologische Ähnlichkeiten mit der Exzitotoxizität bei Säugetieren auf. Die Aufrechterhaltung des Energiestoffwechsels und der Kalziumhomöostase spielt eine entscheidende Rolle für das neuronale Überleben während der Nekrose11. Die folgenden Stämme können verwendet werden, um den nekrotischen Zelltod zu überwachen, der durch hyperaktive Ionenkanäle, mec-4(u231)X und deg-3(u662)Vausgelöst wird.

  1. Wartung, Synchronisation und Vorbereitung mutierter Würmer zur Untersuchung des nekrotischen Zelltodes
    1. Tag 1: L4-Larven von mec-4(u231) oder deg-3(u662) mutierten Nematoden auf Nematode Growth Media (NGM; Tabelle 1) Platten, die mit Escherichia coli (OP50) mit einem sezierenden Stereomikroskop gesät wurden.
    2. 10 L4 Nematoden pro gesäter NGM-Platte platzieren und bei der Standardtemperatur von 20 °C anbauen.
    3. Tag 5: Waschen Sie die Platten mit 1 ml M9 Puffer (Tabelle 1) und sammeln Sie die Tiere in einem 1,5 ml Rohr.
    4. Zentrifuge bei 10.000 x g für 30 s und entfernen Sie den Überstand.
    5. Fügen Sie 0,5 ml Bleichlösung (7 mlH2O, 1 ml 5 N NaOH und 2 ml Bleichmittel) hinzu.
      ANMERKUNG: Bleichlösung verliert allmählich ihre Effizienz; daher sollte es täglich vorbereitet werden.
    6. Wirbel und überwachen regelmäßig, bis sich die Würmer aufgelöst haben.
      HINWEIS: Vermeiden Sie Bleichen für Zeiträume von mehr als 5 min, da die Lebensfähigkeit der Embryonen beeinträchtigt wird.
    7. Zentrifuge bei 10.000 x g für 30 s und entfernen Sie den Überstand.
    8. Zweimal das Pellet (Eier) mit 1 ml M9-Puffer waschen.
    9. Nach dem Waschen die Eier in 200 l M9-Puffer wieder aufhängen und 25 min bei 34 °C in einem Wasserbad bebrüten.
    10. Bewahren Sie eine separate Gruppe von Kontrollproben (Eier) bei 20 °C auf.
    11. Pipette 100 l Kontroll- oder Hitzeschock-behandelte Eier und legen Sie sie auf nicht gesäte NGM-Platten. Jeder Teller enthält mindestens 100-200 Eier.
    12. Die Eier bei 20 °C bis zum Schlüpfen inkubiert.
  2. Montage von L1-Larven zur Untersuchung mit Differentialinterferenzkontrast (DIC; Nomarsky) Mikroskopie
    1. Bereiten Sie 2% Agarose-Pads vor.
    2. Verwenden Sie 1 ml M9-Puffer, um die Platten zu waschen und L1-Larvennematoden in 1,5 ml Rohren zu sammeln.
    3. Zentrifuge bei 10.000 x g für 30 s.
    4. Entfernen Sie den Überstand und halten Sie das Pellet (Nematoden).
    5. Fügen Sie 100 l von 20 mM M9/Levamisol-Puffer hinzu, um die Nematoden zu anästhesieren.
      HINWEIS: Vermeiden Sie Natriumazid als Anästhetikum. Natriumazid löst mitochondriale Schäden und oxidativen Stress aus, was schließlich zur Zelltodinduktion führt
    6. Pipette 10 l M9/Levamisol-Puffer mit L1-Würmern und montieren sie auf 2% Agarose-Pads (Tabelle 1).
    7. Legen Sie vorsichtig einen Coverslip auf die Oberseite der Probe.
      HINWEIS: Versiegeln Sie den Deckelschlupf mit Nagellack, um die Feuchtigkeit während des gesamten Bildgebungsprozesses zu erhalten.
    8. Beobachten Sie Würmer mit differenziellem Interferenzkontrast (DIC; Nomarsky) Mikroskopie.
    9. Score Neurodegeneration der sechs Touch-Rezeptor-Neuronen durch Zählen von Zellen mit dem charakteristischen vakuolierten Aussehen pro Nematode.

2. Protein-Aggregat-induzierte Neurodegeneration

ANMERKUNG: Die folgenden Stämme können verwendet werden, um Proteinaggregate-induzierte Neurotoxizität zu untersuchen: (A) Überexpression von humanem UA44: Ist[baIn1; pdat-1-syn, pdat-1GFP] und (B) Überexpression des menschlichen Polyglutaminproteins (PolyQ) pan-neuronal, AM101: rmsIs110[prgef-1Q40::YFP]6,10.

  1. Wartung, Synchronisation und Vorbereitung transgener Nematoden für Neurodegeneration assay
    1. Verwenden Sie ein sezierendes Stereomikroskop, um die Entwicklung und das Wachstum von C. elegans zu überwachen.
    2. Tag 1: Synchronisieren Sie die Population transgener Nematoden, indem Sie 15-20 L4-Larven jeder Sorte auf frisch OP50-saatierte NGM-Platten pflücken und übertragen.
      HINWEIS: Verwenden Sie mindestens drei Platten pro Sorte pro Bedingung.
    3. Inkubieren und lassen Sie die Nematoden bei der Standardtemperatur von 20 °C wachsen.
    4. Tag 2: Führen Sie die tägliche Vorkonditionierung für 30 Minuten durch Übertragung der Platten in einem Inkubator auf 34 °C. Dann kehren Sie die vorbedingungenmäßigen Nematoden bei der Standardtemperatur von 20 °C zurück.
      HINWEIS: Verschiedene genetische Hintergründe können empfindlich auf hohe Temperaturen für längere Zeit Exposition.
    5. (A) Bei der Untersuchung der Überexpression von humanem Synuclein in dopaminergen Neuronen, UA44: Ist[baIn1; pdat-1-syn, pdat-1GFP]: am Tag 9 7 Tage alte transgene Nematoden für den dopaminergen neuronalen Zelltod überwachen.
    6. (B) Bei der Untersuchung der Überexpression von humanem Polyglutaminprotein (PolyQ) panneuronal, AM101: rmsIs110[prgef-1Q40::YFP]: messen Sie an Tag 5 neuronale PolyQ-Aggregate im Kopfbereich von 4 Tage alten transgenen Tieren, die Q40::YFP exdrücken.
  2. Montage der Proben für die mikroskopische Untersuchung
    1. Bereiten Sie 2% Agarose Pads (Tabelle 1).
    2. Fügen Sie in der Mitte des Agarose-Pads 10 l von 20 mM M9/Levamisol-Pufferabfall hinzu.
    3. Wählen Sie die jeweiligen transgenen Nematoden und übertragen Sie sie in einem M9/Levamisol-Tropfen.
      HINWEIS: Platzieren Sie 20-30 Nematoden pro Tropfen.
    4. Legen Sie vorsichtig einen Coverslip auf die Oberseite der Probe.
      HINWEIS: Versiegeln Sie den Deckelschlupf mit Nagellack, um die Feuchtigkeit während des gesamten Bildgebungsprozesses zu erhalten.
    5. Fahren Sie mit der mikroskopischen Untersuchung der jeweiligen Proben fort.
  3. Erfassungsprozess und Datenanalyse von transgenen Nematoden, die in dopaminergen Neuronen mit-Synuclein und zytosolic GFP exzessieren
    1. Verwenden Sie ein Epifluoreszenzmikroskop in Kombination mit einer Kamera (z. B. EVOS FL Auto 2).
    2. Erkennen und erfassen Sie Z-Stack-Bilder des Kopfbereichs bei 20-facher Vergrößerung.
    3. Speichern und sammeln Sie die maximale Intensität Projektionsbilder.
    4. Fahren Sie mit der Analyse der erfassten Bilder fort.
    5. Untersuchen Sie die transgenen Würmer für die Neurodegeneration, indem Sie die folgenden zellulären Merkmale, (i) Denkodivenverlust von Neuronen, die GFP unter dem Promotor von dat-1, (ii) Neuronen zeigen, die Soma und/oder axonale Blebbing, Auswüchse oder dendritischen Verlust aufweisen, bewertet.
    6. Importieren und Analysieren der Daten mithilfe eines Softwarepakets (z. B. Excel).

3. Erfassungsprozess und Datenanalyse von transgenen Nematoden, die panneuronal PolyQ40 mit YFP verschmolzen

  1. Verwenden Sie ein Epifluoreszenzmikroskop in Kombination mit einer Kamera (z. B. EVOS FL Auto 2).
  2. Erkennen und erfassen Sie Z-Stack-Bilder des Kopfbereichs bei 20-facher Vergrößerung.
  3. Speichern und sammeln Sie die maximale Intensität Projektionsbilder.
  4. Fahren Sie mit der Analyse der erfassten Bilder fort, indem Sie Die Fidschi-Software verwenden.
  5. Öffnen Sie Bilder mit Fidschi-Programm14.
  6. Wählen Sie den Befehl Kanäle teilen über das Dropdown-Menü Bild und Farbe aus.
    HINWEIS: Behalten Sie das Grüne Kanalbild bei.
  7. Verwenden Sie das Freihandauswahltool, um den fluoreszierenden Bereich manuell einzustellen (ROI; z.B. Kopf).
  8. Fügen Sie den jeweiligen ROI im ROI Manager über das Dropdown-Menü Analysieren und Tools hinzu.
  9. Subtrahieren Sie den Hintergrund auf 50 %, indem Sie Prozess und Hintergrund subtrahierenauswählen.
  10. Festlegen und Anwenden von Schwellenwerten über den Menübefehl Bild | Anpassen | Schwellenwert. Behalten Sie die gleichen Schwellenwerte während der gesamten Bildanalyse des gesamten Experiments bei und legen Sie sie fest.
  11. Wählen Sie den jeweiligen ROI aus dem ROI Manageraus.
  12. Analysieren Sie die Anzahl der Proteinaggregate mithilfe des Menübefehls Partikel analysieren und analysieren.
  13. Wiederholen Sie die Schritte 3.5-3.12 für jedes aufgenommene Bild.
  14. Kopieren Sie die Anzeigewerte aus dem separaten Ergebnisfenster.
  15. Fügen Sie die Ergebnisse ein/importieren und analysieren Sie sie mithilfe eines Softwarepakets.

4. Statistische Auswertung melden

  1. Verwenden Sie mindestens 30 Nematoden für jede experimentelle Erkrankung. Führen Sie drei biologische Replikationen durch.
  2. Verwenden Sie statistische Analysesoftware, um entweder Studenten-t-Test(Vergleich zwischen zwei Gruppen) oder ANOVA (Vergleich zwischen mehreren Gruppen) für statistische Analysen mit p < 0,05 als signifikant durchzuführen.

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Ergebnisse

Nekrotische Zelltod-induziert durch hyperaktive Ionenkanäle
Mit den hier vorgestellten Verfahren wurden mec-4(u231) und deg-3u662) mutierte Embryonen entweder 25 min bei 34 °C inkubiert oder bei der Standardtemperatur von 20 °C gehalten. Beim Schlüpfen wurde die Anzahl der neuronalen Zellleichen im L1-Larvenstadium beider Gruppen bestimmt. Nekrotische Zelltod wird in Nematoden, die aus Hitzeschock vorkonditionierte Eier geschlüpft vermindert(Abbildung 1<...

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Diskussion

Hier stellen wir allgemein zugängliche Methoden für Wachstum, Synchronisation und mikroskopische Untersuchung einiger vielseitiger C. elegans-Modelle zur Untersuchung der altersabhängigen Neurodegeneration vor und beschreiben sie. Insbesondere bewerten und sezieren wir die zellulären und molekularen Grundlagen des altersbedingten neuronalen Abbaus unter Verwendung von hyperaktivierter Ionenkanal-induzierter Nekrose und Protein-Aggregat-induzierter Neurotoxizität1,

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Wir danken Chaniotakis M. und Kounakis K. für die Videoaufnahme und -bearbeitung. K.P. wird durch ein Stipendium der Hellenischen Stiftung für Forschung und Innovation (HFRI) und des Generalsekretariats für Forschung und Technologie (GSRT) finanziert. N.T. wird durch Zuschüsse des Europäischen Forschungsrats (ERC – GA695190 – MANNA), der Rahmenprogramme der Europäischen Kommission und des griechischen Bildungsministeriums finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AgarSigma-Aldrich5040
AgaroseBiozym8,40,004
AM101: rmsIs110[prgef-1Q40::YFP]Caenorhabditis Genetics Center (CGC)
Calciumchlorid-Dehydrat (CaCl2?2H2O)Sigma-AldrichC5080
CholesterinSERVA Elektrophorese17101.01
deg-3(u662)V oder deg-3(d)Caenorhabditis Genetics Center (CGC)Halten Sie Tiere bei 20 & Grad; C
DIC Mikroskop (Nomarsky)ZeissAxio Vert A1
Präparier-StereomikroskopNikon CorporationSMZ645
EpifluoreszenzmikroskopThermo Fisher ScientificEVOS Cell Imaging Systems
Escherichia coli OP50 StammCaenorhabditis Genetics Center (CGC)
Greiner Petri Schüsseln (60 mm x 15 mm)Sigma-AldrichP5237
BildanalysesoftwareFidschihttps://fiji.sc
KH2PO4EMD Millipore1.37.010
K2HPO4EMD Millipore1.04.873
Magnesiumsulfat (MgSO4)Sigma-AldrichM7506
mec-4(u231)X oder mec-4(d)Caenorhabditis Genetics Center (CGC)Halten Sie Tiere bei 20 μd; C
Objektträger (75 mm x 25 mm x 1 mm)Marienfeld, Lauda-Königshofen10 006 12
Mikroskop-Deckglas (18 mm x 18 mm)Marienfeld, Lauda-Königshofen01 010 30
Microsoft Office 2011 Excel-SoftwarepaketMicrosoft Corporation, Redmond, USA
Na2HPO4EMD Millipore1.06.586
Nematoden-Wachstumsmedium (NGM)-Agarplatten
Nystatin-StammlösungSigma-AldrichN3503
PeptonBD, Bacto211677
Phosphatpuffer
Natriumchlorid (NaCl)EMD Millipore1,06,40,41,000
Standardausrüstung zur Herstellung von Agarplatten ( Autoklav, Petrischale, etc.)
Standardausrüstung für die Wartung von Würmern (Platindrahtpickel, Inkubatoren usw.)
Software für statistische AnalyseGraphPad Software Inc., San Diego, USAGraphPad Prism Softwarepaket
StreptomycinSigma-AldrichS6501
Tetramisol hydrochloridSigma-AldrichL9756
UA44: Is[baIn1; pdat-1α-syn, pdat-1GFP]Auf Anfrage: G. Caldwell (Universität von Alabama, Tuscaloosa AL)

Referenzen

  1. Nikoletopoulou, V., Tavernarakis, N. Necrotic cell death in Caenorhabditis elegans. Methods in Enzymology. 545, 127-155 (2014).
  2. Syntichaki, P., Tavernarakis, N. The biochemistry of neuronal necrosis: rogue biology. Nature Reviews Neuroscience. 4 (8), 672-684 (2003).
  3. Syntichaki, P., Tavernarakis, N. Genetic models of mechanotransduction: the nematode Caenorhabditis elegans. Physiological Reviews. 84 (4), 1097-1153 (2004).
  4. Berkowitz, L. A., et al. Application of a C. elegans dopamine neuron degeneration assay for the validation of potential Parkinson's disease genes. Journal of Visualized Experiments. (17), (2008).
  5. Brignull, H. R., Moore, F. E., Tang, S. J., Morimoto, R. I. Polyglutamine proteins at the pathogenic threshold display neuron-specific aggregation in a pan-neuronal Caenorhabditis elegans model. Journal of Neuroscience. 26 (29), 7597-7606 (2006).
  6. Gidalevitz, T., Ben-Zvi, A., Ho, K. H., Brignull, H. R., Morimoto, R. I. Progressive disruption of cellular protein folding in models of polyglutamine diseases. Science. 311 (5766), 1471-1474 (2006).
  7. Gitler, A. D., et al. The Parkinson's disease protein alpha-synuclein disrupts cellular Rab homeostasis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (1), 145-150 (2008).
  8. Klaips, C. L., Jayaraj, G. G., Hartl, F. U. Pathways of cellular proteostasis in aging and disease. Journal of Cell Biology. 217 (1), 51-63 (2018).
  9. Labbadia, J., Morimoto, R. I. The biology of proteostasis in aging and disease. Annual Review of Biochemistry. 84, 435-464 (2015).
  10. Tucci, M. L., Harrington, A. J., Caldwell, G. A., Caldwell, K. A. Modeling dopamine neuron degeneration in Caenorhabditis elegans. Methods in Molecular Biology. 793, 129-148 (2011).
  11. Kourtis, N., Nikoletopoulou, V., Tavernarakis, N. Small heat-shock proteins protect from heat-stroke-associated neurodegeneration. Nature. 490 (7419), 213-218 (2012).
  12. Kourtis, N., Tavernarakis, N. Small heat shock proteins and neurodegeneration: recent developments. BioMolecular Concepts. 9 (1), 94-102 (2018).
  13. Kumsta, C., Chang, J. T., Schmalz, J., Hansen, M. Hormetic heat stress and HSF-1 induce autophagy to improve survival and proteostasis in C. elegans. Nature Communications. 8, 14337(2017).
  14. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  15. Palikaras, K., Lionaki, E., Tavernarakis, N. Coordination of mitophagy and mitochondrial biogenesis during ageing in C. elegans. Nature. 521 (7553), 525-528 (2015).
  16. Samara, C., Syntichaki, P., Tavernarakis, N. Autophagy is required for necrotic cell death in Caenorhabditis elegans. Cell Death and Differentiation. 15 (1), 105-112 (2008).

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Nachdrucke und Genehmigungen

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