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Methodenartikel

Phosphoproteomic Strategie zur Profilierung osmotischer Stresssignalisierung bei Arabidopsis

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DOI:

10.3791/61489

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25. Juni 2020

 ,  ,  , 
1Department of Plant Biology, Carnegie Institute for Science, 2Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Kyoto University, 3Department of Biochemistry, Purdue University, 4Department of Chemistry, Purdue University, 5Shanghai Center for Plant Stress Biology, CAS Center for Excellence in Molecular Plant Sciences, Chinese Academy of Sciences

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Präsentiert wird hier ein phosphoprotemischer Ansatz, nämlich Stop-and-Go-Extraktionsspitze Phosphoproteomic, die hohen Durchsatz und tiefe Abdeckung von Arabidopsis phosphoproteome bietet. Dieser Ansatz beschreibt den Überblick über osmotische Stresssignale in Arabidopsis.

Zusammenfassung

Die Proteinphosphorylierung ist entscheidend für die Regulierung der Enzymaktivität und der Genexpression unter osmottischen Bedingungen. Die Massenspektrometrie (MS)-basierte Phosphoproteomik hat die Art und Weise der Untersuchung der Pflanzensignaltransduktion verändert. Die Anforderung vieler Ausgangsstoffe und eine längere MS-Messzeit, um die Tiefe der Abdeckung zu erreichen, war jedoch der begrenzende Faktor für die Studie mit hohem Durchsatz globaler phosphoprotemischer Veränderungen in Pflanzen. Um die Empfindlichkeit und den Durchsatz von Pflanzenphosphoproteomik zu verbessern, haben wir einen Stop-and-Go-Extraktionsansatz (Stufen-)Spitzen-basierte Phosphoproteomik-Ansatz in Verbindung mit der Tandem Mass Tag (TMT)-Kennzeichnung für die schnelle und umfassende Analyse der Pflanzenphosphorylierungsstörung als Reaktion auf osmotischen Stress entwickelt. Unter Ausnutzung der Einfachheit und des hohen Durchsatzes der Bühnenspitzentechnik dauert das gesamte Verfahren etwa eine Stunde, indem zwei Tipps verwendet werden, um die Phosphopeptidanreicherung, Fraktionierung und Probenreinigungsschritte zu beenden, was auf eine benutzerfreundliche und hohe Effizienz des Ansatzes hindeutet. Dieser Ansatz bietet nicht nur eine eingehende Pflanzenphosphoproteomik-Analyse (> 11.000 Phosphopeptid-Identifikation), sondern zeigt auch die überlegene Trenneffizienz (< 5% Überlappung) zwischen benachbarten Fraktionen. Darüber hinaus wurde Multiplexing mit TMT-Etikettierung erreicht, um die phosphoproteomischen Veränderungen von Wildtyp- und Snrk2-Decuple-Mutantenpflanzen zu quantifizieren. Dieser Ansatz wurde erfolgreich verwendet, um die Phosphorylierungsereignisse von Raf-ähnlichen Kiinasen als Reaktion auf osmotischen Stress zu enthüllen, der Licht auf das Verständnis der frühen osmotischen Signalisierung in Landpflanzen wirft.

Einleitung

Hoher Salzgehalt, niedrige Temperatur und Trockenheit verursachen osmotische Spannungen, was ein wichtiger Umweltfaktor ist, der die Pflanzenproduktivität beeinflusst1,2. Proteinphosphorylierung ist eine der bedeutendsten posttranslationalen Modifikationen, die Signalwahrnehmung und Transduktion in der pflanzlichen Reaktion auf osmotischen Stress3,4,5vermitteln. SNF1-bezogene Proteinkinase 2s (SnRK2s) sind an der osmotischen Stresssignalisierung6beteiligt. Neun von zehn Mitgliedern der SnRK2-Familie zeigen eine signifikante Aktivierung als Reaktion auf osmotischen Stress7,8. Die snrk2.1/2/3/4/5/6/7/8/9/10 decuple (snrk2-dec) Mutant mit Mutationen in allen zehn SnRK2 zeigte Überempfindlichkeit gegen osmotischen Stress. Bei snrk2-dec Mutant sind die osmotische Stress-induzierte Akkumulation von Inositol 1,4,5-Trisphosphat (IP3), Abscisinsäure (ABA) Biosynthese und Genausdrücke stark reduziert, was die wichtige Rolle von SnRK2s bei osmotischen Stressreaktionenunterstreicht 6. Es ist jedoch noch unklar, wie SnRK2s-Kiinasen diese biologischen Prozesse regulieren. Die Profilierung der phosphoprotemischen Veränderungen als Reaktion auf osmotischen Stress ist eine effiziente Möglichkeit, diese Lücke zu überbrücken und die osmotischen spannungsgesteuerten Abwehrmechanismen in Pflanzen abzuleiten.

Die Massenspektrometrie (MS) ist eine leistungsfähige Technik zur Kartierung von Pflanzenphosphoproteome9. Die Charakterisierung der Pflanzenphosphoproteomik bleibt jedoch aufgrund des Dynamikbereichs des Pflanzenproteoms und der Komplexität des Pflanzenlysats4eine Herausforderung. Um diese Herausforderungen zu meistern, haben wir einen universellen pflanzlichen phosphoproteomischen Arbeitsablauf entwickelt, der unerwünschte Interferenzen wie photosynthetische Pigmente und Sekundärmetaboliten eliminiert und die tiefe Abdeckung von Pflanzenphosphoproteom10ermöglicht. Mehrere Phosphopeptidanreicherungsmethoden wie die immobilisierte Metallionenaffinitätschromatographie (IMAC) und die Metalloxidchromatographie (MOC) wurden für die Anreicherung von Phosphopeptiden vor der MS-Analyse11,12,13,14,15,16entwickelt. Saure Nicht-Phosphopeptide, die mit Phosphopeptiden koreinigen, sind die Hauptstörungen für den Phosphopeptidnachweis. Zuvor haben wir den pH-Wert und die organische Säurekonzentration des IMAC-Ladepuffers standardisiert, um die Bindung von Nichtphosphopeptiden zu eliminieren, um eine Anreicherungsspezifität von mehr als 90 % zu erhalten, die den Vorfraktionierungsschritt11umgeht.

Der Probenverlust im mehrstufigen Prozess der Phosphopeptidanreicherung und -fraktionierung behindert die Empfindlichkeit der Phosphopeptid-Identifikation und die Tiefe der phosphoproteomischen Abdeckung. Stop-and-Go-Extraktionsspitzen (Stufenspitzen) sind Pipettenspitzen, die kleine Scheiben enthalten, um das Ende der Spitze zu kappen, die mit Chromatographie für Peptidfraktionierung und Reinigung17integriert werden können. Der Probenverlust während des Stufenspitzenverfahrens kann minimiert werden, indem eine Probenübertragung zwischen den Rohren vermieden wird. Wir haben erfolgreich Bühnenspitze in Ga3 +-IMAC und Fe3+-IMAC implementiert, um niedrig reichlich reichlich phosphorylierte Peptide von einzeln phosphorylierten Peptiden zu trennen, die die Tiefe des menschlichen Phosphoproteloms15verbesserten. Darüber hinaus hat die Verwendung von High pH-Umkehrphasen (Hp-RP) Stufenspitze die breitere Abdeckung des menschlichen Membranproteoms im Vergleich zu der von starkem Kationenaustausch (SCX) und starker Anionenaustausch (SAX) Chromatographie18gezeigt. Daher kann die Integration von IMAC- und Hp-RP-Stufenspitzentechniken die Abdeckung von Pflanzenphosphoprotelom mit Einfachheit, hoher Spezifität und hohem Durchsatz erhöhen. Wir haben gezeigt, dass diese Strategie mehr als 20.000 Phosphorylierungsstellen von Arabidopsis Sämlingen identifiziert hat, was eine erhöhte Tiefe des pflanzlichen Phosphoproteloms19darstellt.

Hier berichten wir über ein phosphoproteomisches Protokoll zur Phosphoprotemik-Profilierung in Arabidopsis. Dieser Arbeitsablauf wurde angewendet, um die phosphoprotemische Störung von Wildtyp- und snrk2-dec mutierten Sämlingen als Reaktion auf osmotischen Stress zu untersuchen. Die phosphoproteomische Analyse ergab die Phosphorylierungsstellen, die an der Kinaseaktivierung und der frühen osmotischen Stresssignalisierung beteiligt sind. Die vergleichende Analyse von Wildtyp- und Snrk2-dec-Mutationsphosphoproteom-Daten führte zur Entdeckung einer Raf-ähnlichen Kinase (RAF)-SnRK2-Kinase-Kaskade, die eine Schlüsselrolle bei der Osmore-Stresssignalisierung in hohen Pflanzen spielt.

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Protokoll

1. Probenvorbereitung

  1. Ernte die Kontroll- und stressbehandelten Sämlinge (1 g) in einer Aluminiumfolie und Blitz einfrieren die Proben in flüssigem Stickstoff.
    HINWEIS: Eine höhere Proteinkonzentration wird in der Regel bei zwei Wochen alten Sämlingen beobachtet als bei reifen Pflanzen. Ein Gramm Sämlinge erzeugt etwa 10 mg Proteinlysat, was für die MS-Analyse ausreicht. Alle Zentrifugationsschritte erfolgen bei 16.000 x g in Schritt 1.
  2. Gefrorene Sämlinge mit einem Mörtel und einem mit flüssigem Stickstoff gefüllten Stößel zu einem feinen Pulver mahlen.
  3. 1 ml Lysepuffer ((6 M Guanidin-HCl in 100 mM Tris-HCl, pH 8,5) mit 10 mM Tris (2-Carboxyethyl)phosphinhydrochlorid (TCEP), 40 mM 2-Chloracetamid (CAA), Proteasehemmer und Phosphatase-Inhibitor-Cocktails) in den Mörtel geben und mit Hilfe von Pestle mischen.
  4. Das Pflanzenlysat in ein 1,5 ml-Rohr geben und bei 95 °C 5 min erhitzen.
  5. Legen Sie die Röhre für 10 min auf Eis. Sonicate die Röhre auf Eis für 10 s, Pause für 10 s, und dreimal wiederholen.
  6. Zentrifugieren Sie das Rohr für 20 min und aliquot 150 l Pflanzenlysat in ein 1,5 ml Rohr.
  7. Fügen Sie 600 l 100% Methanol in die Röhre. Wirbel und drehen Sie die Röhre.
  8. 150 l 100% Chloroform in die Röhre geben. Wirbel und drehen Sie die Röhre.
  9. 450 L ddH2O in die Röhre geben. Wirbel und Zentrifugieren sie das Rohr für 3 min.
  10. Entsorgen Sie die obere wässrige Schicht. Fügen Sie 600 l 100% Methanol in die Röhre. Zentrifugieren Sie das Rohr für 3 min und entsorgen Sie dann die Lösung.
  11. Waschen Sie Proteinpellets mit 600 l 100% Methanol. Entsorgen Sie die Lösung und trocknen Sie das Proteinpellet an die Luft.
  12. Proteinpellets in 100 ml Verdauungspuffer (12 mM Natriumdeoxycholat (SDC)/12 mM Natriumlauroylsarkosinat (SLS) in 100 mM Tris-HCl, pH 8,5) wieder aufsetzen. Beschallen Sie das Rohr, bis die Suspension homogenisiert ist.
  13. Messen Sie die Proteinkonzentration mit einem BCA-Kit und passen Sie die Konzentration mit dem Verdauungspuffer auf 4 g/l an. Übertragen Sie 100 l des Lysats (400 g Proteine) in eine neue Röhre.
  14. Fügen Sie dem Rohr 292 l 50 mM Triethylammoniumbicarbonat (TEAB) und 8 l Lys-C (2,5 Einheit/ml) hinzu. Inkubieren Sie das Rohr bei 37 °C für 3 h.
  15. Fügen Sie 100 l von 50 mM TEAB mit 8 g Trypsin in das Rohr. Inkubieren Sie das Rohr bei 37 °C für 12 h.
  16. Fügen Sie dem Röhrchen 25 L 10 % Trifluoressigsäure (TFA) hinzu. Vortex und Zentrifugieren sie das Rohr für 20 min bei 4 °C.
  17. Übertragen Sie den Überstand in eine konditionierte Entsalzungssäule zum Entsalzen. Trocknen Sie das Eluat mit einem Vakuumzentrifugekonzentrator.
    HINWEIS: Aktivieren Sie das Harz mit 1 ml Methanol, gefolgt von 1 ml 0,1% TFA in 80% Acetonitril (ACN). Waschen Sie das organische Lösungsmittel mit mindestens 3 ml 0,1% TFA in 5% ACN aus. In Schritt 1.16 hergestellte säuernde Peptidproben in die Kolonne laden und dann die Säule mit mindestens 3 ml 0,1% TFA in 5% ACN waschen. Für Proben mit hohen Salzkonzentrationen können weitere Wässen benötigt werden. Elute die Phosphopeptide mit 1 ml von 0,1% TFA in 80% ACN.

2. Tandem-Massen-Tag-Etikettierung (TMT)

  1. Die getrockneten Peptide in 100 l von 200 mM 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinethanesulfonsäure (HEPES), pH 8.5, wieder aufsetzen.
  2. Lösen Sie das TMT-Reagenz jedes Kanals (0,8 mg) in 40 l wasserfreien ACN auf. Wirbeln Sie das TMT-Reagenzrohr für 5 min und drehen Sie es nach unten.
  3. Übertragen Sie 40 l TMT in das Probenröhrchen und inkubieren Sie 1 h bei Raumtemperatur.
    HINWEIS: In diesem Experiment wurden die Kanäle 126 bis 128 mit drei biologischen Repliken von Pflanzen ohne Mannitolbehandlung beschriftet, und der Kanal 129 bis 131 wurde mit drei biologischen Repliken von Pflanzen mit Mannitolbehandlung gekennzeichnet.
  4. Fügen Sie 8 l von 5% Hydroxylamin hinzu und brüten Sie 15 min.
  5. Mischen Sie 6 Proben in einem 5 ml Rohr und fügen Sie 14 l von 10% TFA hinzu.
  6. Fügen Sie dem Rohr 3.876 L von 0,1% TFA hinzu. Wirbel und Spin-down.
  7. Übertragen Sie die Lösung zum Entsalzen in eine konditionierte Entsalzungssäule. Trocknen Sie das Eluat mit einem Verdampfer.

3. Vorbereitung der IMAC-Stufenspitze

  1. Verwenden Sie eine 16 G stumpfe Nadel, um eine Polypropylen-Fritenscheibe zu durchdringen.
    HINWEIS: Halten Sie den Fräser senkrecht zur Oberfläche der Scheibe und rollen Sie den Fräser ein paar Mal, um sicherzustellen, dass die Scheibe vollständig ausgeschnitten ist. Legen Sie die Scheibe zur Lagerung in eine Petrischale. Legen Sie die Nadel in eine 200-L-Pipettespitze und drücken Sie die Frikte mit einem Kolben in die Spitze.
  2. Drücken Sie die Frikte vorsichtig in die Spitze mit einem Kolben, um das Ende der Spitze zu kappen.
    1. Legen Sie die Frititenscheibe in Spitzen mit dem gleichen Druck, die eine bessere Reproduzierbarkeit bietet. Die Reproduzierbarkeit der Stufenspitzenproduktion ist wichtig für den konstanten Gegendruck, der sich auf das Timing der Zentrifugenschritte und die Reproduzierbarkeit zwischen technischen Replikationen auswirkt.
    2. Wenn die Stufenspitzen während des Konditionierungsschritts einen hohen Gegendruck aufweisen, entsorgen Sie die Spitzen, um eine mögliche Spitzeverstopfung beim Laden von Proben zu vermeiden. Es kann sein, dass die Festplatte zu stark in Position gedrückt wurde.
  3. Ni-NTA-Spinsäule invertieren und auf ein 1,5 ml Rohr legen.
  4. Drücken Sie die Frikten der Ni-NTA-Perlen vorsichtig mit einem Kolben und schieben Sie die Perlen in die Röhre.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie die Frisit vorsichtig drücken, um den potenziellen Perlenverlust oder die Adsorption auf der Spin-Spalte zu vermeiden.

4. Vorbereitung der Hp-RP-Bühnenspitze

  1. Bereiten Sie die Hp-RP-Bühnenspitze wie beschrieben für die IMAC-Stufenspitze mit einer C8-Festplatte vor.
    HINWEIS: Wenden Sie keine große Kraft auf die Scheibe an, da sie zu einem dicht gepackten Frit eführen und den Gegendruck der Stufenspitze erhöhen kann. Alle Zentrifugationsschritte erfolgen bei 1.000 x g für 5 min in Schritt 4.
  2. 1 mg C18-Perlen in 100 l 100% Methanol aussetzen und die Perlenlösung durch die Spitze passieren.
  3. Fügen Sie der Stufenspitze 20 l Puffer 8 (80% ACN/20% 200 mM NH4HCO2, pH 10.0) hinzu und passieren Puffer 8 durch Zentrifugation durch die Spitze.
  4. Fügen Sie der Stufenspitze 20 l Puffer A (200 mM NH4HCO2) hinzu und passieren Sie Puffer A durch Zentrifugation durch die Spitze.
    HINWEIS: Balancieren Sie die Zentrifuge während des Gebrauchs und stellen Sie sicher, dass die Hp-RP-Stufenspitze nicht vollständig getrocknet ist.

5. Vorbereitung des Spinadapters

  1. Verwenden Sie scharfe Endpinzette, um ein Loch in der Mitte des Deckels eines 1,5 ml Rohrs zu durchstechen.
  2. Setzen Sie die IMAC-Bühnenspitze oder Hp-RP-Bühnenspitze in das Loch des Spinadapters ein.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass sich die Stufenspitze nicht in der Nähe des unteren Endes des Spinadapters befindet.

6. Phosphopeptid-Anreicherung mit IMAC-Stufenspitze

  1. Die 10 mg Ni-NTA-Perlen mit 400 l Ladepuffer (6% Essigsäure (AA), pH 3,0) aussetzen und die gesamte Perlenlösung pro Spitze laden. Übergeben Sie die Lösung durch die Spitze durch Zentrifugation.
    HINWEIS: Alle Zentrifugationsschritte erfolgen bei 200 x g für 3 min in Schritt 6 neben Schritt 6.8.
  2. Laden Sie 100 l 50 mM Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), um die Nickelionen von der IMAC-Stufenspitze zu entfernen und die Lösung durch Zentrifugation durch die Spitze zu leiten.
  3. Laden Sie 100 l Ladepuffer auf die Stufenspitze und passieren Sie die Lösung durch Zentrifugation durch die Spitze.
  4. Laden Sie 100 l von 50 mM FeCl3 in 6% AA auf die Stufenspitze und passieren Sie die Lösung durch Zentrifugation durch die Spitze. Fe3+ Ionen werden zur IMAC-Bühnenspitze chelaten.
  5. Laden Sie 100 l Ladepuffer, um die Stufenspitze zu konditionieren und die Lösung durch Zentrifugation durch die Spitze zu leiten.
  6. 100 L Ladepuffer mit in Schritt 2.7 vorbereiteten Probenpeptiden auf die Stufenspitze laden und die Lösung durch Zentrifugation durch die Spitze passieren.
    HINWEIS: Nehmen Sie ein neues Rohr als Spin-Adapter, um den Durchfluss der Probe zu sammeln und den Durchfluss im Gefrierschrank für zukünftige Analysen zu speichern.
  7. 100 l Waschpuffer (4,5 % AA und 25 % ACN) auf die Stufenspitze legen und die Lösung durch Zentrifugation durch die Spitze passieren.
  8. Führen Sie die zweite Wäsche mit Ladepuffer durch. Laden Sie 100 l Ladepuffer auf die Stufenspitze und passieren Sie die Lösung mit 1000 × g Zentrifuge für 3 min durch die Spitze.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Waschpuffer durch einen Ladepuffer in der Stufenspitze ersetzt wird, um den Verlust von Phosphopeptiden während des Elutionsschritts zu vermeiden. Equilibrate die IMAC-Stufenspitze vor der Phosphopeptid-Elution, um sicherzustellen, dass die AcN-Konzentration unter 5% liegt.
  9. Schneiden Sie die IMAC-Bühnenspitze vorne mit einer Schere und legen Sie die getrimmte IMAC-Bühnenspitze in die Hp-RP-Spitze. Stellen Sie sicher, dass die beiden Schichten der Stufenspitzen den Deckel der Zentrifuge nicht berühren.

7. Phosphopeptid-Fraktionierung mit Hp-RP C18-Stufenspitze

  1. Fügen Sie der getrimmten IMAC-Stufenspitze 100 l Elutionspuffer (200 mM Ammoniumphosphat (NH4H2PO4)) hinzu und passieren Sie die Lösung durch Zentrifugation durch die beiden Schichten der Stufenspitzen.
    HINWEIS: Wenn die Lösung nicht durch die Stufenspitze geht, erhöhen Sie die Geschwindigkeit des Spin-Down. Alle Zentrifugationsschritte erfolgen bei 1.000 x g für 5 min in Schritt 7. Alle Hp-RP-Puffer sind in Tabelle 1aufgeführt.
  2. Entsorgen Sie die IMAC-Stufenspitze mit einer Pinzette, und fügen Sie der Hp-RP-Stufenspitze 20 L Puffer A hinzu und passieren Sie den Puffer durch zentrifugieren.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der gesamte Elutionspuffer die IMAC-Stufenspitze durchläuft, bevor Sie sie verwerfen.
  3. Fügen Sie 20 l Puffer 1 zu Elute Fraktion 1 hinzu und sammeln Sie das Eluat in einem neuen Rohr durch Zentrifugation. Wiederholen Sie den Vorgang mit den Puffern 2, 3, 4, 5, 6, 7 und 8, um jeden Bruch in einem neuen Rohr zu sammeln. Trocknen Sie das endgültige Eluat jeder Fraktion mit einem Vakuumkonzentrator.
    HINWEIS: Bereiten Sie neue Fraktionierungspuffer vor. Nehmen Sie 8 neue Röhren als Spin-Adapter jeder Fraktion. Sammeln Sie das Eluat jeder Fraktion in einem anderen Spin-Adapter. Phosphopeptide sind unter Grundbedingungen nicht stabil, daher trocknen Sie die Eluate durch einen Konzentrator oder versauern Sie sofort um 10% TFA.

8. LC-MS/MS-Analyse und Datenanalyse

  1. Fügen Sie 5 l 0,1% Ameisensäure (FA) hinzu und analysieren Sie die Probe mit einem Massenspektrometer.
  2. Führen Sie einen 90 min Gradienten mit 6-30% Puffer B (80% ACN und 0.1% FA) für jede Fraktion aus.
  3. Fragmentieren Sie die Top 10 beschrifteten Peptide mit hoher Kollisionsenergiedissoziation (HCD). Führen Sie eine Datenbanksuche durch, um Phosphorylierungssites zu identifizieren.
  4. Laden Sie die Rohdateien in die MaxQuant-Software, benennen Sie die Experimente und legen Sie Brüche und PTM fest.
    HINWEIS: Das Tutorial der MaxQuant-Software finden Sie unter https://www.maxquant.org/.
  5. Wählen Sie Reporter-Ionen MS2 in der Art des LC-MS/MS-Laufs und 6plex TMT als isobaric-Etiketten aus. Aktivieren Sie den Filter nach PIF-Funktion und legen Sie den min PIF auf 0,75 fest.
  6. Wählen Sie Acetyl (Protein N-Term), Oxidation (M) und Phospho (STY) in das Panel mit variablen Modifikationen. Wählen Sie Carbamidomethyl (C) als feste Modifikationen aus.
  7. Legen Sie den Verdauungsmodus als spezifisch fest, wählen Sie Trypsin/P als Verdauungsenzym und zwei verpasste Dekolletés aus.
  8. Legen Sie die PSM-Falscherkennungsrate (FDR) und das Protein FDR auf 0,01 fest. Legen Sie die Mindestpunktzahl für modifizierte Peptide auf 40 fest.
  9. Fügen Sie arabidopsis thaliana Datenbank zum Panel der Fasta-Dateien hinzufügen und führen Sie datenbanksuche.
  10. Laden Sie die txt-Datei von Phospho (STY) Websites in die Perseus-Software, wie die Suche durchgeführt wird.
    HINWEIS: Die detaillierten Tutorials der Perseus-Software finden Sie unter https://www.maxquant.org/perseus/.
  11. Filtern Sie die reverse phosphorylation Sites heraus. Filtern Sie die nicht lokalisierten Phosphorylierungsstellen mit der Lokalisierungswahrscheinlichkeit 75 % als Cut-off heraus.
  12. Verwenden Sie die Intensitäten von Phosphorylierungsstellen für statistische Analysen.

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Ergebnisse

Um die Leistungsfähigkeit dieses Workflows zu demonstrieren, haben wir die IMAC-Stufenspitze in Verbindung mit der Hp-RP-Stufenspitzenfraktionierung genutzt, um die phosphoprotemischen Veränderungen bei Wildtyp- und snrk2-dec mutierten Sämlingen mit oder ohne Mannitolbehandlung 30 Minuten lang zu messen. Jede Probe wurde in biologischen Triplicaten durchgeführt, und der experimentelle Workflow ist in Abbildung 1dargestellt. Die verdauten Peptide (400 g) jeder Probe wurden mit einem ...

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Diskussion

Der Dynamikumfang und die Komplexität von Pflanzenproteom und Phosphoproteom sind nach wie vor ein begrenzender Faktor für die Tiefe der Phosphoproteomik-Analysen. Trotz der Fähigkeit der Single-Run-LC-MS/MS-Analyse, 10.000 Phosphorylierungsstellen21,22zu identifizieren, ist die Abdeckung des gesamten Pflanzlichen Phosphoproteloms immer noch begrenzt. Daher ist ein phosphoprotemischer Workflow erforderlich, der eine hohe Empfindlichkeit und überlegene Trenneffizi...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keinen Interessenkonflikt.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch das Strategic Priority Research Program der Chinesischen Akademie der Wissenschaften, Grant XDB27040106, unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,5 mL Röhrcheneppendorf22431081Protein LoBind, 1,5 mL, PCR clean, farblos, 100 Röhrchen
200 & Mikro; L PipettenspitzeGilsonF1739311
2-ChloracetamidSigma-AldrichC0267
EssigsäureSigma-Aldrich5438080100
AcetonitrilSigma-Aldrich271004
AmmoniumhydroxidSigma-Aldrich338818
Ammoniumphosphat monbasischSigma-Aldrich216003
BCA Protein Assay KitThermo Fisher Scientific23227
stumpfe NadelHamilton90516Kel-F Nabe (KF), Spitzenform 3, Messgerät 16
C18-AQ KügelchenDr. MaischReproSil-Pur-C18-AQ 5 µ m
C8 Empore Disk3 M221447 mm
Zentrifugeeppendorf22620444
ChloroformSigma-AldrichCX1058
DatenanalysesoftwarePerseus 1.6.2.1https://maxquant.net/perseus/
Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)Sigma-Aldrich
Ameisensäure SäureSigma-Aldrich5330020050
FrittenAgilent12131024Fritten für SPE-Kartuschen
GuanidinhydrochloridSigma-Aldrich50933
H2OSigma-Aldrich1153334000
HEPESSigma-AldrichH3375
Eisen(III)-chloridSigma-Aldrich157740
LTQ-orbitrapThermo Fisher ScientificVelos Pro
MassenspektrometerThermo Fisher ScientificLTQ-Orbitrap Velos Pro
MethanolSigma-Aldrich34860
nano LCThermo Fisher ScientificEasy-nLC 1000
Ni-NTA Spin-SäuleQiagen31014
N-Lauroylsarcosin NatriumsalzSigma-AldrichL9150
KolbenHamilton1122-01Kolbenbaugruppe N, RN, LT, LTN für Modell 1702 (25 μ l)
SuchmaschinensoftwareMaxQuant 1.5.4.1https://www.maxquant.org
SEP-PAK Kartusche 50 mgWasserWAT054960
NatriumdesoxycholatSigma-AldrichD6750
SpeedVacThermo Fisher ScientificSPD121P
TMT 6-PlexThermo Fisher Scientific90061
Triethylammoniumbicarbonat-PufferSigma-AldrichT7408
TrifluoressigsäureSigma-Aldrich91707
Tris(2-carboxyethyl)phosphinhydrochloridSigma-AldrichC4706
Trizma-HydrochloridSigma-AldrichT3253

Referenzen

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Phosphoproteomic Strategie zur Profilierung osmotischer Stresssignalisierung bei Arabidopsis
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