Differenzierung von Monozyten in phänotypisch ausgeprägte Makrophagen nach der Behandlung mit humanen Cordblutstammzellen (CB-SC)-Abgeleitete Exosomen

Zusammenfassung

Exosome Anwendung ist ein aufkommendes Werkzeug für die Arzneimittelentwicklung und regenerative Medizin. Wir etablieren ein Exosomen-Isolationsprotokoll mit hoher Reinheit, um Exosomen aus neuartigen identifizierten Stammzellen namens CB-SC für mechanistische Studien zu isolieren. Wir kokulturieren auch CB-SC-abgeleitete Exosomen mit menschlichen Monozyten, was zu ihrer Differenzierung in phänotypisch unterschiedliche Makrophagen führt.

Zusammenfassung

Die Stammzellpädagogin (SCE) therapie ist ein neuartiger klinischer Ansatz zur Behandlung von Typ-1-Diabetes und anderen Autoimmunerkrankungen. Die SCE-Therapie zirkuliert die mononukleären Blutzellen des isolierten Patienten (z. B. Lymphozyten und Monozyten) durch eine Apherese-Maschine, ko-kulturen die mononukleären Blutzellen des Patienten mit anhaftenden Nabelschnurblut-abgeleiteten Stammzellen (CB-SC) im SCE-Gerät und geben diese "gebildeten" Immunzellen dann in das Blut des Patienten zurück. Exosomen sind nanogroße extrazelluläre Vesikel zwischen 30 und 2012150 nm, die in allen Biofluid- und Zellkulturmedien vorhanden sind. Um die molekularen Mechanismen, die der SCE-Therapie zugrunde liegen, weiter zu erforschen und die Aktionen von aus CB-SC freigesetzten Exosomen zu bestimmen, untersuchen wir, welche Zellen diese Exosomen während der Behandlung mit CB-SC phagozytisieren. Durch die Co-Kultivierung von DIO-markierten CB-SC-abgeleiteten Exosomen mit menschlichen peripheren mononukleären Blutzellen (PBMC) fanden wir heraus, dass CB-SC-abgeleitete Exosomen überwiegend von menschlichen CD14-positiven Monozyten aufgenommen wurden, was zur Differenzierung von Monozyten in Typ-2-Makrophagen (M2) mit spindelähnlicher Morphologie und Expression von M2-assoziierten Oberflächenmolekularmarkern führte. Hier stellen wir ein Protokoll zur Isolierung und Charakterisierung von CB-SC-abgeleiteten Exosomen und das Protokoll für die Kokultur von CB-SC-abgeleiteten Exosomen mit menschlichen Monozyten und die Überwachung der M2-Differenzierung vor.

Einleitung

Cord-Blut-Stammzellen (CB-SC) sind einzigartige Stammzellen, die aus menschlichem Nabelschnurblut identifiziert wurden und sich von anderen bekannten Arten von Stammzellen wie mesenchymalen Stammzellen (MSC) und hämatopoetischen Stammzellen (HSC)¹unterscheiden. Basierend auf ihren einzigartigen Eigenschaften der Immunmodulation und ihrer Fähigkeit, sich fest an der Oberfläche von Petrischalen zu halten, haben wir in klinischen Studien^2,3eine neue Technologie entwickelt, die als Stammzellpädagoge (SCE)-Therapie bezeichnet wird. Während der SCE-Therapie werden die peripheren mononukleären Blutzellen (PBMC) eines Patienten gesammelt und durch einen Zellabscheider zirkuliert und mit dem angegobenen CB-SC in vitro kokultiviert. Diese "gebildeten" Zellen (CB-SC-behandelte PBMC) werden dann in einem geschlossenen Kreislaufsystem in den Kreislauf des Patienten zurückgeführt. Klinische Studien haben bereits die klinische Sicherheit und Wirksamkeit der SCE-Therapie zur Behandlung von Autoimmunerkrankungen einschließlich Typ-1-Diabetes (T1D)^2,4 und Alopecia areata (AA)⁵nachgewiesen.

Exosomen sind eine Familie von Nanopartikeln mit Durchmessern von 30 bis 2012150 nm und existieren in allen Biofluid- und Zellkulturmedien⁶. Exosomen sind mit vielen bioaktiven Molekülen angereichert, einschließlich Lipiden, mRNAs, Proteinen und microRNAs (miRNA), und spielen eine wichtige Rolle in der Zell-zu-Zell-Kommunikation. In letzter Zeit sind Exosomen für Forscher und Pharmaunternehmen aufgrund ihrer therapeutischen Potenziale in Kliniken^7,8,9attraktiver geworden. Kürzlich haben unsere mechanistischen Studien gezeigt, dass CB-SC-freigesetzte Exosomen zur Immunmodulation der SCE-Therapie^{beitragen 10}.

Hier beschreiben wir das Protokoll zur Untersuchung des Mechanismus der SCE-Therapie, die auf Monozyten durch CB-SC-freigesetzte Exosomen abzielt. Erstens wurden CB-SC-freigesetzte Exosomen mit Ultrazentrifugationsmethoden aus CB-SC-abgeleiteten konditionierten Medien isoliert und durch Durchflusszytometrie, Western Blot (WB) und dynamische Lichtstreuung (DLS) validiert. Zweitens wurden CB-SC-abgeleitete Exosomen mit einem grünen fluoreszierenden lipophilen Farbstoff gekennzeichnet: Dio. Drittens wurden sie gemeinsam mit PBMC kultiviert, um die positiven Prozentsätze von Dio-markierten CB-SC-abgeleiteten Exosomen an den verschiedenen Subpopulationen von PBMC durch Durchflusszytometrie zu untersuchen. Dieses Protokoll enthält Anleitungen zur Untersuchung der Wirkung von Exosomen, die der Immunmodulation von Stammzellen zugrunde liegen.

Protokoll

Das Protokoll folgt den Richtlinien der ethikkommission für institutionelle Humanforschung am Center for Discovery and Innovation, Hackensack Meridian Health. Menschliche sbuffy Fell Bluteinheiten wurden vom New York Blood Center (New York, NY) gekauft. Menschliche Nabelschnurbluteinheiten wurden von gesunden Spendern gesammelt und von der Cryo-Cell International Blood Bank (Oldsmar, FL) gekauft. Sowohl das New York Blood Center als auch Cryo-Cell haben alle Akkreditierungen für Blutsammlungen und -verteilungen mit IRB-Genehmigung und unterzeichneten Zustimmungsformularen von Spendern erhalten.

1. Zellkultur und Vorbereitung von CB-SC-abgeleitetem konditionierten Medium

1. 25 ml Nabelblut (Materialtabelle) über 20 ml Dichtegradientenmedium (γ = 1,077) in ein 50 ml konisches Rohr übertragen.
2. Zentrifuge bei 1.690 x g für 20 min bei 20 °C in einem schwenkbaren Schaufelrotor ohne Bremse.
3. Übertragen Sie die mononukleäre Zellschicht (Buffy Coat) vorsichtig auf ein neues 50 ml konisches Rohr. Füllen Sie das konische Rohr mit Phosphatgepufferter Saline (PBS) auf 40 ml. Mischen und Zentrifugieren zu Pelletzellen bei 751 x g für 10 min bei 20 °C.
4. Entsorgen Sie den Überstand und fügen Sie dem Zellpellet 15 ml ACK-Lysepuffer (Tabelle der Materialien) hinzu. Wiederhängen von Zellen durch Pipettierung. Dann für 10 min bei Raumtemperatur inkubieren.
   HINWEIS: Dieser Schritt entfernt die roten Blutkörperchen.
5. Füllen Sie das konische Rohr mit 25 ml PBS. Zentrifugieren Sie bei 751 x g für 5 min und entsorgen Überstand, um pelletierte mononukleäre Zellen zu erhalten.
6. 2x mit 40 ml PBS waschen, um den verbleibenden Lysepuffer zu entfernen.
7. Zentrifuge bei 751 x g für 5 min, um die Zellen zu pellet.
8. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die mononukleären Nabelschnurblutzellen mit 10 ml chemisch-definiertem serumfreien Medium (Materialtabelle) pro Tube wieder auf.
9. Kombinieren Sie Nabelschnurblut mononukleäre Zellen zu einer Röhre.
10. Nehmen Sie 20 l Zellsuspension und mischen Sie mit 20 l 0,4% Trypan-Blau-Lösung(Materialtabelle) in einem 1,5 ml-Rohr.
11. Laden Sie in den Kammerschlitten und quantifizieren Sie die Zellzahl und die Zelllebensfähigkeit mit einem automatisierten Zellzähler.
    HINWEIS: Die Zellsuspension wird bei 1:10 verdünnt, wenn die Zellkonzentration über 1 x 10⁷ Zellen/ml liegt.
12. Saat mononukleäre Zellen in 150 mm x 15 mm Petrischalen bei 1 x 10⁶ Zellen/ml, 25 ml/Schale in chemisch-definiertem serumfreien Zellkulturmedium.
13. Inkubieren Sie bei 37 °C unter 8%_{CO2-Bedingungen} für 10 bis 201214 Tage, bis CB-SC mehr als 80% Zusammenfluss erreicht.
14. Entsorgen Sie den Überstand und waschen Sie ihn mit 15 ml PBS pro Petrischale; entfernen Sie dann die PBS.
    HINWEIS: CB-SC sind eng an Petrischalen befestigt.
15. Wiederholen Sie Schritt 1.14 zweimal.
16. Fügen Sie 25 ml chemisch definiertes Serumfreies Medium pro Petrischale hinzu.
17. Inkubieren Bei 37 °C unter 8%_{CO2-Bedingungen} für 3-u20124 Tage.
18. Sammeln Sie das CB-SC-abgeleitete konditionierte Medium in 50 ml konische Rohre.

2. Charakterisierung von CB-SC

1. Trennen Sie CB-SC, indem Sie 10 ml PBS-basierten Zelldissoziationspuffer mit einer 5 ml Pipettenspitze(Materialtabelle)nach oben und unten pipetieren.
2. Zentrifuge bei 1.690 x g für 5 min zu Pelletzellen und wieder aufhängen in 200 l PBS.
3. Fix und permeabilize Zellen für intrazelluläre Färbung über Färbung Vorbereitung Kit (Tabelle der Materialien).
4. Fügen Sie 5 l Fc-Blocker(Materialtabelle) pro Probe hinzu und brüten 15 min bei Raumtemperatur.
   HINWEIS: Fc-Blocker hemmt unspezifische Bindung beim Färben mit Antikörpern.
5. Fügen Sie fluoreszenzkonjugierte Maus antihumane monoklonale Antikörper einschließlich CD34, CD45, SOX2, OCT3/4, CD270 und Galectin 9 bei 25 g/ml (Materialtabelle)bis 100 L Zellvolumen hinzu. 30 min bei Raumtemperatur mit Lichtschutz bebrüten.
6. Nach der Färbung Zellen mit 1 ml PBS und Zentrifuge bei 751 x g für 10 min zu Pelletzellen waschen.
7. Wiederaufhängen von Zellen mit 200 l PBS und Übertragung in ein 5 ml Rohr.
8. Führen Sie die Durchflusszytometrie durch, um die Expression von CB-SC-assoziierten über bestimmten Markern zu überprüfen.

3. Isolierung von CB-SC-abgeleiteten Exosomen

1. Zentrifugieren Sie das konditionierte Medium ab Schritt 1,18 bei 300 x g für 10 min bei 4 °C. Übertragen Sie den Überstand auf ein neues 50 ml kegelförmiges Rohr.
2. Zentrifugieren Sie den Überstand ab Schritt 3.1 bei 2.000 x g für 20 min bei 4 °C. Übertragen Sie den Überstand auf ein neues 50 ml kegelförmiges Rohr.
3. Zentrifugieren Sie den Überstand ab Schritt 3.2 bei 10.000 x g für 30 min bei 4 °C. Übertragen Sie den Überstand auf ein neues 50 ml kegelförmiges Rohr.
   HINWEIS: Der Festwinkelrotor wird verwendet, so dass die Zellpellets an der Seite des Rohres ausgefällt werden. Markieren Sie die Seite der Kappe und zeichnen Sie einen Kreis an der Seite des Rohres, wo das Pellet erwartet wird.
4. Filterüberstand, gesammelt ab Schritt 3.3 mit einem 0,22 m Filter (Materialtabelle).
5. 15 ml Medien auf jede 10 kDa Zentrifugalfiltereinheit übertragen (Materialtabelle).
6. Zentrifuge bei 4.000 x g für 30 min, um das konzentrierte Exosomenmedium zu isolieren.
7. Übertragen Sie die konzentrierten Exosomen in ein Ultrazentrifugenrohr. Dann Pelletexosomen bei 100.000 x g für 80 min bei 4 °C.
8. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Pellet-Exosomen in 10 ml PBS wieder auf.
9. Zentrifuge bei 100.000 x g für 80 min bei 4 °C, um das Exosomenpellet zu sammeln.
10. Setzen Sie das Exosomenpellet in 200 l PBS wieder auf, indem Sie nach oben und unten pfeifen.

4. Charakterisierung von CB-SC-abgeleiteten Exosomen

1. Quantifizierung der Gesamtproteinkonzentration der Exosomenzubereitung durch Bicinchoninsäure-Assay (BCA)-Kit
   1. Pipette 10 l jedes Albumin-Standard- und isolierten Exosomen-Samples, die in Schritt 3.10 in eine 96-Well-Platte in doppelter Ausführung vorbereitet werden.
   2. Fügen Sie jedem Brunnen 200 L des Arbeitsreageims aus dem BCA-Kit hinzu. Mischen Sie den Inhalt der Platte gründlich auf dem Plattenschüttler für 10 s.
      HINWEIS: Arbeitsreagenz (WR): 50-teiliges Reagenz A mit 1-teiligem Reagenz B.
   3. Die Platten mit Folie bedecken und 30 min bei 37 °C bebrüten.
   4. Kühlen Sie die Platten auf Raumtemperatur (RT).
   5. Messen Sie die Probenaufnahme bei 562 nm über einen Plattenleser.
2. Zubereitung und Färbung von Exosomen für die Durchflusszytometrie
   1. Erfassen Sie Exosomen, indem Sie 20 L antihumane CD63-Magnetperlen (4,5 m Größe)(Materialtabelle)in 25 g CB-SC-abgeleitete Exosomen aufnehmen, die in Schritt 3,10 insgesamt 100 l PBS-Volumen hergestellt werden.
   2. Inkubieren Sie das Rohr über Nacht (18-u201222 h) bei 4 °C auf dem Shaker bei 800 U/min.
   3. Zentrifugieren Sie das Rohr bei 300 x g für 30 s, um die Probe an der Unterseite des Rohres zu sammeln.
   4. Fügen Sie 300 l Isolationspuffer (0,1% Rinderserumalbumin (BSA) in PBS) hinzu und mischen Sie sanft durch Pipettieren.
      HINWEIS: Dieser Schritt wärtigt die perlengebundenen Exosomen.
   5. Legen Sie das Rohr auf einen Magnetständer für 1 min (Materialtabelle) und entsorgen Sie den Überstand.
   6. Wiederholen Sie die Schritte 4.2.4-u20124.2.5.
   7. Setzen Sie die perlengebundenen Exosomen mit 400 L Isolationspuffer erneut aus.
   8. Aliquot 100 l Perlen gebundene Exosomen zu jedem Rohr.
   9. Fügen Sie fluoreszenzkonjugierte Antikörper (CD9-FITC, CD81-PE und CD63-FITC bei 25 g/ml) zu jedem Durchflussrohr mit CD63-Perlen-gefangenen Exosomen hinzu.
      HINWEIS: Isotype-matched IgGs dienen als Negative-Kontrollen.
   10. 45 min bei Raumtemperatur mit Lichtschutz am Shaker bei 800 Umdrehungen pro Minute inkubieren.
   11. Wiederholen Sie die Schritte 4.2.4-u20124.2.5.
   12. Setzen Sie die perlengebundenen Exosomen in 200 L Isolationspuffer wieder auf und übertragen Sie sie in 5 ml Durchflussrohre.
   13. Legen Sie die Rohre in das Probenkarussell des Durchflusszytometers.
   14. Öffnen Sie das Protokoll für Exosome-Tests.
   15. Führen Sie die Probe automatisch per Durchflusszytometer aus.
3. Exosome-Erkennung durch Western Blot
   HINWEIS: Western Blot ist eine etablierte Methode und wir werden nicht in Details der Methode selbst gehen.
   1. Lyse die Pellets von CB-SC-abgeleiteten Exosomen aus Schritt 3.10 mit 100 l RIPA-Puffer, Pipette 20x, dann auf Eis für 5 min legen.
   2. Quantifizieren Sie die Proteinkonzentration von Exosomenlysat per BCA-Kit und laden Sie 25 g Protein pro Brunnen.
   3. Trennen Sie die Proteine durch Gelelektrophorese für 40 min bei 150 V.
   4. Übertragen Sie das Protein auf die Polyvinylidenfluorid-Membran (PVDF) mit dem halbtrockenen Übertragungsverfahren¹¹.
   5. Blockieren Sie die Membran mit 5% fettfreier Milch für 30 min.
   6. Inkubieren Sie mit 2 g/ml antihumanem Alix (Materialtabelle) und 1 g/ml antihumanen Calnexin-Antikörpern (Materialtabelle).
   7. Erkennen Sie das Protein durch Chemilumineszenz mit einem digitalen Bildgebungssystem.
4. Exosome-Validierung durch dynamische Lichtstreuung (DLS)
   1. Verdünnung von 10 g CB-SC-abgeleiteten Exosomenproben in 1 ml PBS.
   2. Übertragen Sie die 1 ml der verdünnten Probe in Einweg-Halbmikroküvette (Materialtabelle).
   3. Legen Sie die Küvette in das DLS-Instrument. Legen Sie den Brechungsindex (RI) für den gesamten Beispielmonitor auf 1,39 fest.
   4. Führen Sie Proben bei 25 °C aus und erfassen Sie drei Messungen pro Fraktion, um eine durchschnittliche Größenverteilung zu erhalten.
5. Exosome-Validierung durch Transmissionselektronenmikroskopie (TEM)
   1. Mantelformvar auf 300 Maschen^{kupfergitter12} (Tabelle der Materialien).
   2. Stärken Sie die Formvar mit der zusätzlichen Schicht aus verdampftem Kohlenstoff auf Kupfergittern¹².
      HINWEIS: Ein solcher Beschichtungsansatz eignet sich hervorragend für die Probenunterstützung.
   3. 10 L Exosomenproben auf Gitter laden und lufttrocknen lassen.
   4. Negativ gefärbtProben mit Uranylacetat für 5 min.
   5. Dreimal mit DI-Wasser waschen und lufttrocknen lassen.
   6. Beobachten und fotografieren Sie die Proben unter TEM. Stellen Sie die Beschleunigungsspannung auf 200 kV und die Spotgröße auf 2 ein.

5. Messung von DIO-markierten CB-SC-abgeleiteten Exosomen, die von verschiedenen Subpopulationen von PBMC aufgenommen wurden

1. Label CB-SC-abgeleitete Exosomen mit grünem fluoreszierendem lipophilem Farbstoff Dio
   1. Übertragen Sie 100 g CB-SC-abgeleitete Exosomen (in Schritt 3.10) in ein 15 ml Zentrifugenrohr.
   2. Probe mit PBS auf 5 ml verdünnen.
   3. Fügen Sie grüne fluoreszierende lipophile Farbstoff Dio (Tabelle der Materialien) bis arbeitskonzentration erreicht 5 m.
   4. 15 min bei Lichtschutz inkubieren.
   5. Übertragen Sie die Probe in ein Ultrazentrifugenrohr.
   6. Zentrifuge bei 100.000 x g für 80 min zu Pellet Dio-markierten CB-SC-abgeleiteten Exosomen.
   7. Setzen Sie die beschrifteten Exosomen in 200 l PBS wieder auf.
2. Vorbereitung der menschlichen PBMC
   1. 25 ml menschliches Buffy-Fell (Materialtabelle) über 20 ml Dichtegradientenmedium (γ = 1,077) in ein 50 ml konisches Rohr übertragen.
   2. Wiederholen Sie die Schritte 1.2 bis 1.11.
   3. Übertragen Sie 1 x 10⁶ PBMC in eine nicht gewebebehandelte hydrophobe 24-Well-Platte (1 ml/Well).
      HINWEIS: Eine nicht gewebebehandelte Platte wurde verwendet, um das Anhaften von Monozyten zu vermeiden.
3. Co-Culture Dio-markierte Exosomen mit PBMC
   1. Übertragen Sie 40-L-Dio-markierte CB-SC-abgeleitete Exosomen, die in Schritt 5.1.7 hergestellt werden, auf jeden PBMC-haltigen Brunnen in einer 24-Well-Platte mit einer 200-L-Pipette. Fügen Sie das gleiche PBS-Volumen hinzu, um Bohrungen zu steuern.
   2. Mischen Sie durch Pipettierung 10x. Inkubieren für 4 h.
   3. Sammeln Sie 200 L exosomenbehandelte PBMC und Etikett mit Hoechst 33342 für 10 min bei Raumtemperatur.
   4. Zentrifuge bei 300 x g für 10 min bei Raumtemperatur. Entsorgen Sie den Überstand und hängen Sie das Zellpellet in 100 l PBS wieder auf.
   5. Montieren Sie Zellen auf Mikroskopschlitten.
   6. Beobachten und fotografieren Sie die Wechselwirkung von DIO-markierten CB-SC-abgeleiteten Exosomen mit Hoechst 33342-markierten PBMC mit einem Mikroskop.
   7. Übertragen Sie die verbleibenden Zellen von Schritt 5.3.3 in ein 1,5 ml Rohr.
   8. Zentrifuge bei 300 x g für 10 min bei 4 °C. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie das Zellpellet in 200 L PBS wieder auf.
   9. Fügen Sie 5 L fc Blocker pro Probe hinzu. 15 min bei Raumtemperatur inkubieren.
   10. Fügen Sie Antikörper (CD3, CD4, CD8, CD11c, CD14, CD19 und CD56 bei 25 g/ml)(Materialtabelle)hinzu, um PBMC zu färben.
       HINWEIS: Isotype-matched IgGs dienen als Negative-Kontrollen.
   11. 30 min bei Raumtemperatur mit Lichtschutz bebrüten.
   12. 1 ml PBS und Zentrifuge bei 300 x g für 10 min bei 4 °C hinzufügen, um die Zellen zu pellet.
   13. Setzen Sie die Zellen mit 200 L PBS wieder auf. Fügen Sie 5 L Propidiumjodid hinzu.
   14. Verwenden Sie die Durchflusszytometrie, um den Grad der Dio-markierten Exosomenaufnahme in verschiedenen Subpopulationen von PBMC zu bewerten.

6. Untersuchen Sie die Wirkung von CB-SC-abgeleiteten Exosomen auf Monozyten

1. Isolierung menschliche CD14-positive Monozyten
   1. Transfer 3 x 10⁷ humane PBMC in ein 15 ml Rohr.
   2. Zentrifuge bei 300 x g für 10 min bei 4 °C.
   3. Platzieren Sie die Trennsäule (Materialtabelle) in den Magnetabscheider (Materialtabelle).
   4. Waschen Sie Trennsäulen dreimal mit 2 ml Kaltlaufpuffer (Tabelle der Materialien).
   5. Setzen Sie die Zellen in 300 l kalten PBS wieder aus. Fügen Sie 60 L CD14 Mikroperlen hinzu. Gut mischen und 15 min auf Eis bebrüten.
   6. Fügen Sie 6 ml kalte PBS hinzu. Zentrifuge bei 300 x g für 10 min bei 4 °C.
   7. Setzen Sie die pelletierten Zellen in 500 L Kaltlaufpuffer wieder aus.
   8. Übertragen Sie Zellen in die Trennsäule (in Schritt 6.14) und lassen Sie sie passieren.
   9. Waschen Sie die Trennsäule dreimal mit 2 ml Laufpuffer pro Waschgang. Heben Sie die Säule aus dem Magnetabscheider und legen Sie sie in ein 15 ml Zentrifugenrohr.
      HINWEIS: Das 15 ml Rohr sollte aufgrund der Haftung von CD14-positiven Monozyten an der Röhre bei Raumtemperatur auf Eis gelegt werden.
   10. Übertragen Sie 2 ml Kaltlaufpuffer an den oberen Rand der Säule und isolieren Sie die CD14-positiven Zellen in das 15 ml-Rohr.
   11. Zentrifuge bei 300 x g für 10 min bei 4 °C, um die CD14-positiven Zellen zu pellet.
   12. Die Zellen mit 2 ml kaltem chemisch-definierten Serum-freien Medium(Materialtabelle )wieder aufhängen
   13. Übertragen Sie 50 l Zellen in ein 1,5 ml-Rohr.
   14. Stain mit 10 'L Von Krome Orange-konjugierte Anti-Mensch CD14 mAb (Tisch der Materialien) für 20 min.
       HINWEIS: Isotype-matched IgGs dienen als Negative-Kontrollen.
   15. Fügen Sie den Zellen 1 ml PBS hinzu. Zentrifuge bei 300 x g für 10 min zu Pelletzellen.
   16. Die Zellen in 200 l PBS wieder aufhängen und in ein 5 ml-Rohr übertragen. Bestimmen Sie die Reinheit von CD14-positiven Monozyten durch Durchflusszytometrie.
2. Behandlung von Monozyten mit CB-SC-abgeleiteten Exosomen
   1. Samen 1 x 10⁶ gereinigte Monozyten mit chemisch-definiertem serumfreien Kulturmedium (Materialtabelle) in Gewebekultur-behandelter 6-Well-Platte (2 ml/Well).
   2. 2 h bei 37 °C unter 5%_CO2inkubieren.
   3. Entsorgen Sie den Überstand mit 1 ml Pipette. 2 ml 37 °C vorgewärmtes chemisch definiertes serumfreies Kulturmedium (Materialtabelle) schonend hinzufügen.
      HINWEIS: Monozyten wurden innerhalb von 2 h an der Platte verklebten. Schwimmende Zellen wurden als tote oder andere Zellkontaminationen identifiziert.
   4. Fügen Sie in einer 6-Well-Platte mit einem Gesamtvolumen von 2 ml 80 CB-SC-abgeleitete Exosomen, die von Schritt 3.10 isoliert sind, zu Monozytenkulturen hinzu.
      HINWEIS: Das gleiche Volumen von PBS wurde hinzugefügt, um Brunnen zu steuern.
   5. Inkubieren Bei 37 °C unter 5%_CO2 für 3-u20124 Tage.
   6. Fotografieren Sie die Zellmorphologie mit einem invertierten Mikroskop bei 200× Vergrößerung (Materialtabelle).
   7. Trennen Sie Zellen, indem Sie in 1 ml eines PBS-basierten Zelldissoziationspuffers mit 1 ml Pipettenspitze nach oben und unten pfeifen.
   8. Ernten Sie die verbleibenden angeschlossenen Zellen über einen Zellschaber.
      HINWEIS: Da primäre Monozyten oder differenzierte Makrophagen fest anhaften, bleiben einige Zellen nach der Behandlung mit Dissoziationspuffer am Boden haften. Daher werden diese Zellen mit einem Zellschaber geerntet.
   9. Sammeln Sie Zellen bei 1.690 x g für 5 min. Wiederaussetzung von Zellen in 200 l PBS.
   10. Fügen Sie 5 l fc-Blocker (25 g/ml) hinzu, um die unspezifische Bindung zu blockieren.
   11. Fügen Sie Denzellen Antikörper (CD14, CD80, CD86, CD163, CD206 und CD209 mit 25 g/ml, Materialtabelle)hinzu. 30 min bei Raumtemperatur inkubieren.
       HINWEIS: Isotyp-matched IgGs dienen als negative Kontrolle
   12. Fügen Sie 1 ml PBS zu Zellen und Zentrifuge bei 300 x g für 10 min. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie ihn mit 200 L PBS erneut aus.
   13. Fügen Sie pro Probe 5 l Propidiumjodid (200 l) hinzu und übertragen Sie Zellen in ein neues 5 ml Durchflussrohr.
   14. Führen Sie die Durchflusszytometrie aus, und bewerten Sie die Ebenen von CD14-, CD80-, CD86-, CD163-, CD206- und CD209-Ausdrücken.

Ergebnisse

Zunächst wurden der Phänotyp und die Reinheit von CB-SC durch Durchflusszytometrie mit CB-SC-assoziierten Markern wie Leukozyten-gemeinsames Antigen CD45, ES-zellspezifische Transkriptionsfaktoren OCT3/4 und SOX2 untersucht. CB-SC zeigt hohe Konzentrationen von CD45, OCT3/4, SOX2, CD270 und Galectin 9-Expression an, jedoch keinen Ausdruck von CD34 (Abbildung 1A). Die Durchflusszytometrie-Analyse bestätigte die Expression von exosomenspezifischen Markern wie CD9, CD81 und CD63 auf CB-SC-abgel...

Diskussion

Die Anwendung von Exosomen ist ein aufstrebendes Feld für klinische Diagnostik, Arzneimittelentwicklungen und regenerative Medizin. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll zur Herstellung von CB-SC-abgeleiteten Exosomen und zur funktionellen Untersuchung von Exosomen zur Differenzierung menschlicher Monozyten vor. Das aktuelle Protokoll zeigte, dass funktionelle CB-SC-abgeleitete Exosomen durch sequentielle Zentrifugation und Ultrazentrifugation mit hoher Reinheit isoliert werden und die Immunmodulation auf Monozyte...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen	Fisher Scientific	05-408-129
15 ml konisches Röhrchen	Falcon	352196
24-Well-Platte	Falcon	351147	Nicht-Gewebekultur Platte
3,3'-Diostadecyloxacarbocyanin perchlorat(Dio)	Millipore sigma	D4292-20MG	Bei 4 &/Grad lagern; C
300 Mesh Grids	Ted Pella	1GC300
konisches 50-ml-Röhrchen	Falcon	352070
6-Well-Platte	Falcon	353046	Gewebekulturplatte
96-Well-Platte	Falcon	353072	Gewebekulturplatte
ACK Lysis Buffer	Lonza	10-548E	100 ml
Amicon-15 10kDa Zentrifugen-Fliter-Einheit	Millipore Sigma	UFC901024
Anti-Human Alix	Biolegend	634501	bei 4 ° C, RRID: AB_2268110
Anti-Human-Calnexin	Biolegend	699401	bei 4 & Grad lagern; C, RRID: AB_2728519
Anti-Human-CD11c-Antikörper, Pe-Cy7	BD Bioscience	561356	bei 4 &/deg lagern; C, RRID: AB_10611859
Anti-Human-CD14-Antikörper, Karma Orange	Beckman Coulter	B36294	bei 4 ° C, RRID: AB_2728099
Anti-Human-CD163-Antikörper, PE	BD Bioscience	556018	bei 4 &° lagern; C, RRID: AB_396296
Anti-Human-CD19-Antikörper, PC5	Beckman Coulter	IM2643U	bei 4 > C, RRID: AB_131160
Anti-Human-CD206-Antikörper, FITC	BD Bioscience	551135	bei 4 & Grad lagern; C, RRID: AB_394065
Anti-Human-CD209-Antikörper, Brilliant Violet 421	BD Bioscience	564127	bei 4 > C, RRID: AB_2738610
Anti-Human-CD270-Antikörper, PE	Biolegend	318806	bei 4 μg lagern; C, RRID: AB_2203703
Anti-Human-CD3-Antikörper, Pacfic Blue	Biolegend	300431	bei 4 > C, RRID: AB_1595437
Anti-Human-CD34-Antikörper, APC	Beckman Coulter	IM2427U	bei 4 > C, RRID: N/A
Anti-Human-CD4-Antikörper, APC	BD Bioscience	555349	bei 4 > C, RRID: AB_398593
Anti-Human-CD45-Antikörper, Pe-Cy7	Beckman Coulter	IM3548U	bei 4 ° C, RRID: AB_1575969
Anti-Human-CD56-Antikörper, PE	Beckman Coulter	IM2073U	bei 4 ° lagern; C, RRID: AB_131195
Anti-Human-CD63-Antikörper, PE	BD Bioscience	561925	bei 4 & deg lagern; C, RRID: AB_10896821
Anti-Human-CD8-Antikörper, APC-Alexa Fluor 750	Beckman Coulter	A94686	bei 4 ° C, RRID: N/A
Anti-Human CD80 Antikörper, APC	Beckman Coulter	B30642	bei 4 > C, RRID: N/A
Anti-Human-CD81-Antikörper, FITC	BD Bioscience	561956	bei 4 > C, RRID: AB_394049
Anti-Human-CD86-Antikörper, APC-Alexa Fluor 750	Beckman Coulter	B30646	bei 4 ° C, RRID: N/A
Anti-Human-CD9-Antikörper, FITC	ThermoScientic	MA5-16860	bei 4 μg lagern; C, RRID: AB_2538339
Anti-Human-Antikörper Galectin 9, Brilliant Violet 421	Biolegend	348919	bei 4 > C, RRID: AB_2716134
Anti-Human-OCT3/4-Antikörper, eFluor660	ThermoScientic	50-5841-82	bei 4 &/Grad lagern; C, RRID: AB_11218882
Anti-Human-SOX2-Antikörper, Alexa Fluor 488	ThermoScientic	53-9811-82	bei 4 > C, RRID: AB_2574479
BCA Protein Assay Kit	ThermoFisher Scientific	23227
Rinderserumalbumin	Millipore Sigma	A1933
Buffy Coat	New York Blood Center		40-60 ml/Einheit
Zellschaber	Falcon	353085
Einweg-Semi-Mikroküvette	VWR	97000590
Dissoziationspuffer	Gibco	131510014	100 ml
Dual-Chanber Objektträger zur Zellzählung	Bio-Rad	1450015
Exosom-Human CD63 Detektionsreagenz	ThermoFisher Scientific	10606D	bei 4 & deg; C
Ficoll-Paque PLUS Dichte-Grandient-Medien	GE Health	17-1440-03	500 ml
Festwinkelrotor (25°;)	Thermo Scientifc	75003698	Maxium 24.700 x g
Gallios Durchflusszytometer	Beckman Coulter		3 Laser 10 Color Max
Menschliches Nabelschnurblut	Cryo-Cell International		40-100 ml/Einheit
Human Fc Block	BD Bioscience	564220	lagern bei 4 ° C
Immun-Blot PVDF-Membran	Bio-Rad	1620177
Millex-GP Spritzenfiltereinheit, 0,22 & Mikro; m	Millipore Sigma	SLGP033RS
Optima XE-90 Ultrazentriguge	Beckman Coulter
Orbital Shaker MP4	BioExpress	S-3500-1
PBS	ThermoFisher Scientific	10010049	500 ml
Propidium Iodid	BD Bioscience	56-66211E	bei 4 > C
Nikon Eclipse Ti2 Mikroskop	Nikon Instruments Inc	Eclipse Ti2	NIS-Elements Softwareversion 5.11.02
Hochest 33342	Thermo Scientifc	62249	5 ml
Revert Microsopy	Fisher Scientific	12563518
Rotor 41 Ti	Beckman Coulter	331362	Maxium 41.000 U/min
Sorvall St 16R Zentrifuge	Thermo Scientifc	75004381
Schwingschaufelrotor	Thermo Scientifc	75003655
TC-20 Zellzähler	Bio-Rad
ThermoScientific Forma 380 Steri Cycle CO2 Inkubator	ThermoFisher Scientific
Transmissionselektronenmikroskopie	JEOL	JEM-2100 PLUS
Ultrazentrifugenröhrchen	Beckman Coulter	331372
X'VIVO 15 serumfreies Medium	Lonza	BEBP04-744Q	1000 ml Nährmedium, lagern bei 4 > C