Summary
De nombreux modèles de rongeurs de l’endométriose sont limités par la complexité technique, la reproductibilité et/ou le besoin d’animaux immunodéprimés ou de souris rapporteures spéciales. Nous présentons un système simplifié d’induction des lésions en utilisant n’importe quelle souris expérimentale avec un système de notation objectif vérifiable indépendamment et sans exigence d’ovariectomie ou de chirurgie de survie.
Abstract
L’endométriose est l’une des principales causes de douleur pelvienne et d’infertilité. Il est défini par la présence de tissu endométrial dans les endroits extra-utérins. Le développement de nouvelles thérapies et de nouveaux outils de diagnostic de l’endométriose a été limité en partie en raison des difficultés d’étude de la maladie. En dehors des primates, peu de mammifères ont leurs règles et aucun ne développe une endométriose spontanée. Les modèles de rongeurs sont populaires, mais nécessitent une induction artificielle de l’endométriose, beaucoup utilisant soit des souris immunodéprimées, soit des maladies induites chirurgicalement. Récemment, une plus grande attention a été accordée aux modèles impliquant l’injection intrapéritonéale. Nous présentons un modèle murin de l’endométriose qui intègre plusieurs caractéristiques des modèles d’endométriose existants dans un nouveau système simplifié qui repose sur une quantification microscopique au lieu d’un classement subjectif. Dans ce modèle, nous effectuons une stimulation hormonale de souris donneuses, une injection intrapéritonéale, une enquête abdominale systématique et une récolte de tissus, ainsi qu’une quantification histologique qui peut être effectuée et vérifiée à tout moment après l’autopsie. Ce modèle nécessite un minimum de ressources et de formation; ne nécessite pas d’expertise de la part de techniciens de laboratoire en chirurgie de survie murine ou dans l’identification des lésions endométriotiques grossières; peut être utilisé chez des souris immunodéprimées, immunocompétentes et/ou mutantes; et crée de manière fiable des lésions endométriotiques qui sont histologiquement compatibles avec la maladie endométriotique humaine.
Introduction
L’endométriose est une maladie énigmatique de l’appareil reproducteur féminin avec des charges financières et sanitaires importantes pour les femmes1,2. L’étiologie de l’endométriose n’est pas complètement comprise, et de multiples explications ont été proposées, notamment la métaplasie coélomique, les repos müllériens embryonnaires, le recrutement de cellules progénitrices dérivées de la moelle osseuse et les menstruations rétrogrades3. Bien que de multiples aspects de ces mécanismes proposés puissent être impliqués, et qu’aucune explication unique ne puisse expliquer toutes les formes de la maladie, le modèle principal de la pathogenèse de l’endométriose est la menstruation rétrograde. La menstruation rétrograde est le passage des effluents menstruels à travers les trompes de Fallope et dans la cavité péritonéale; on estime que 90% des femmes menstruées subissent régulièrement des menstruations rétrogrades4,5. Compte tenu de ce phénomène banal de menstruation rétrograde, la raison pour laquelle l’endométriose ne se développe que chez un sous-ensemble de femmes n’est pas claire5. Pour mieux comprendre l’étiologie de cette maladie, des études directes sur l’homme ne sont pas réalisables et des études sur les animaux sont justifiées.
L’endométriose est un défi à traiter et à étudier. La prévalence de la maladie n’est pas connue mais estimée à 10%1. Bien que certains types avancés d’endométriose puissent être identifiés avec précision par imagerie non invasive, un diagnostic définitif n’est obtenu que par l’analyse histopathologique d’échantillons de biopsie obtenus chirurgicalement; les lésions qui semblent visuellement être malades, peuvent en fait être une fibrose ou des cicatrices d’autres causes6. La gravité et l’étendue de la maladie ne sont pas corrélées avec la symptomatologie7.
Les lésions d’endométriose sont constituées de types et de populations cellulaires hétérogènes qui interagissent de manière complexe dans le microenvironnement, limitant ainsi l’utilité des modèles cellulaires8,9. Des modèles in vivo existent, mais ceux-ci ont des défis et des limites inhérents10,11,12. Les modèles de primates sont idéaux mais ne sont souvent pasréalisables13,14,15. Peu de mammifères non primates ont leurs règles et développent spontanément l’endométriose16. Des modèles rongeurs d’endométriose existent mais chacun a des limites17. Beaucoup de ces modèles nécessitent une chirurgie de survie pour suturer ou implanter du tissu endométrial dans la paroi ou l’intestin du receveur du donneur, ce qui ajoute de la complexité technique, un besoin d’anesthésie et des facteurs immunitaires confondants de la chirurgie elle-même18,19,20. En outre, de nombreux modèles nécessitent une ovariectomie et une supplémentation en œstrogènes; tout en augmentant le rendement des lésions, cela ajoute du temps, des dépenses et une chirurgie de survie supplémentaire. Les modèles d’injection intrapéritonéale (IP) ne nécessitent pas d’anesthésie ou de chirurgie de survie, et ces modèles simulent logiquement mieux les menstruations rétrogrades que les modèles de suture21,22,23. La plupart des modèles IP, cependant, sont soumis à une plus grande variabilité dans l’emplacement des lésions en raison de la dispersion aléatoire des fragments de l’endomètre après l’injection et donc à plus de biais dans l’identification et la mesure des lésions.
Nous présentons ici un modèle murin de l’endométriose qui intègre plusieurs caractéristiques des modèles d’endométriose existants dans un système nouveau, simplifié et efficace qui repose sur une quantification microscopique au lieu d’un classement subjectif.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
REMARQUE: L’utilisation d’animaux dans cette étude a été approuvée par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) du Cleveland Clinic Lerner Research Institute. Toutes les normes de soins et d’utilisation des animaux accessibles au public ont été effectuées conformément aux directives des National Institutes of Health. Cette procédure utilise des techniques aseptiques. La boîte de Petri est stérile. Le PBS/solution saline utilisé est stérile. Les instruments chirurgicaux pour la nécropsie et la dissection tissulaire sont stérilisés par autoclave. Nous utilisons 70% d’EtOH sur les instruments entre les cas d’animaux (si plus d’un par session) pour réduire la contamination.
1. Préparation des souris donneuses et receveuses (voir Figure 1)
- S’assurer qu’une approbation appropriée est en place pour travailler avec les animaux de laboratoire.
- Déterminez la souche de la souris. Dans ces expériences, des souris sauvages et mutantes ayant un fond C57BL / 6J ont été utilisées, mais les chercheurs utilisant des modèles similaires rapportent des succès avec d’autres souches de souris telles que les souris BALB / c10. En outre, les souris donneuses et/ou receveuses peuvent utiliser des systèmes rapporteurs, tels que les souris GFP ou RFP (voir Figure 2 et Figure 3).
- Pour le moment de la greffe de tissu endométrial, assurez-vous que les souris donneuses ont entre 22 et 24 jours au moment de l’injection de gonadotrophine. Cela garantit qu’ils sont naïfs sur le plan de la reproduction, par exemple, qu’ils n’ont pas encore commencé le cycle œstrous.
- Assurez-vous que les souris receveuses sont intactes sur le plan de la reproduction (pas d’ovariectomie préalable) entre l’âge de 2 et 4 mois. Bien que cela ne soit pas nécessaire, il est recommandé de placer périodiquement dans la cage d’une souris mâle la litière imbibée d’urine dans la cage du receveur pour faciliter le cycle œstro-sérique continu et à nouveau à 72 h avant la greffe de tissu endométrial.
REMARQUE: Cela n’assurera pas la synchronisation du cycle œstre des receveurs, car la litière imbibée d’urine dépend fortement de la quantité de litière masculine utilisée et a des résultats variables. Si la synchronisation du cycle œstrueux est souhaitée, trois injections sous-cutanées consécutives de 100 ng/100 μL d’œstradiol amèneront tous les animaux à la phase œstrueuse. Bien que nous n’ayons trouvé aucune différence dans l’induction des lésions en fonction de la phase du cycle œstrous, d’autres groupes ont trouvé que la phase du cycle était importante10. - Injecter par voie sous-cutanée la gonadotrophine sérique de jument enceinte (PMSG, 2 UI diluée en 200 μL) à des souris donneuses par voie sous-cutanée à l’aide d’une aiguille fine (25-27 Grecommandé). Ne donnez pas de PMSG aux souris receveuses, car cela déclenchera l’ovulation et un environnement de progestérone élevé, qui est moins réceptif à la formation d’endométriose.
REMARQUE: Des modèles murins antérieurs ont utilisé pmSG ou œstrogène pour stimuler la prolifération de l’endomètre chez les souris donneuses avant la récolte de l’endomètre23. Le PMSG est recommandé pour les raisons suivantes : La demi-vie du PMSG est de 40 h alors que la demi-vie du 17-bêta-estradiol n’est que de 2 h. L’utilisation d’une seule injection sous-cutanée de PMSG chez les donneurs 40 h avant l’obtention du tissu endométrial fournit une durée prolongée d’exposition à la stimulation des gonadotrophines, qui agit pour stimuler l’œstrogène endogène. De nombreuses préparations d’œstrogène exogène nécessitent plusieurs injections pour amorcer adéquatement l’endomètre. - Après l’injection de PMSG, planifier la nécropsie, l’obtention et la transplantation dans le receveur entre 38 et 42 h. Chronométre la récolte du tissu endométrial après l’injection de gonadotrophine pour assurer la collecte du tissu avant l’ovulation, qui se produit 42 h après l’injection. L’ovulation produit un environnement à haute progestérone (P4), ce qui réduirait l’établissement de la lésion.
2. Obtention de tissu endométrial de souris donneuse
- Après l’euthanasie de la souris donneuse (en utilisant la chambreco-2 suivie d’une luxation cervicale), vaporiser l’abdomen avec une solution d’éthanol à 70%; cela sert à réduire la contamination des tissus obtenus par la flore cutanée et les poils délogés. Avec des ciseaux disséquants, faites une coupure transversale peu profonde à mi-ligne à travers la peau et le tissu sous-cutané. Ensuite, en saisissant chaque côté de l’incision cutanée, utilisez une traction émoussée pour ouvrir l’abdomen.
- Identifiez l’utérus. Avant d’enlever l’utérus, coupez le tissu conjonctif adjacent. Transectez chaque corne utérine juste en dessous de leur trompe de Fallope respective, puis transectez le col de l’utérus pour enlever tout l’utérus en bloc.
- Après le retrait de la cavité abdominale, inspectez soigneusement l’utérus et retirez toute graisse périphérique ou tissu conjonctif supplémentaire. Placez l’utérus dans une gouttelette de PBS froid sur une boîte de Pétri. Déterminez et documentez la masse combinée de l’utérus entier.
- Transectez chaque corne du fond d’utérus, en rendant la transsection aussi proche que possible du fond d’fonds afin de maximiser la longueur de chaque corne. À l’aide d’un microscope à dissection, placez une lame des ciseaux disséquants à l’intérieur de la lumière de la première corne, puis coupez le long de l’axe principal du tube. Ouvrez soigneusement le tube, en gardant à l’esprit de quel côté se trouve la séreuse et de quel côté se trouve l’épithélium.
- Mettez 500 cc de solution saline ou pbs sur une nouvelle boîte de Pétri; le liquide restera ensemble en raison de la tension superficielle.
- Ensuite, effectuez la fragmentation de l’utérus de manière uniforme. Il est préférable d’avoir moins de lésions plus grosses que de nombreuses lésions plus petites. Commencez par séparer l’épithélium du myomètre en saisissant la couche de l’endomètre et en la décollant.
- Alternativement, il suffit de fragmenter le tissu sans séparer le myomètre (tant que la face épithéliale est complètement exposée), mais la rétention du myomètre diminue la pertinence physiologique de ce modèle pour la maladie humaine. S’assurer que les fragments sont aussi grands que possible, mais assez petits pour passer à travers une aiguille de 18 G; (1 mm x 1 mm est recommandé).
- Prélever 10 à 12 de ces fragments de 1 mm x 1 mm de la première corne (ce qui correspond à peu près à 40 mg de tissu chez les souris C57BL/6J). Placez les fragments collectés dans la collection de liquide.
- Effectuez les mêmes étapes pour l’autre corne utérine pour un total d’environ 24 fragments par souris. Documentez le nombre total de fragments.
3. Injection péritonéale de fragments de tissu dans la souris receveuse
- Aspirer les fragments suspendus de 1 mm x 1 mm à l’aide de l’extrémité émoussée d’une seringue de 1 cc; le volume total doit être de 1 mL.
- Fixez une aiguille de 18 G à la seringue pleine et chargez le liquide dans l’aiguille. Envisagez une fausse injection dans la boîte de Pétri pour vous assurer que tout le tissu passera à travers l’aiguille.
- Prenez la souris du destinataire. Avant ou après l’injection IP, obtenir un frottis vaginal de la souris receveuse pour la documentation du cycle œstré (10 μL de solution saline à l’aide de la seringue à bulbe à l’orifice vaginal et plaqué sur la lame de verre avec le couvercle).
- Effectuer l’injection intrapéritonéale des fragments avec la seringue à un angle de 45 degrés, en prenant soin de ne pas injecter par voie sous-cutanée.
- S’il reste des fragments après l’injection, prélever 200 μL supplémentaires de liquide dans la seringue pour injection afin de s’assurer que tous les fragments sont injectés avec succès par voie intrapéritonéale.
- Une fois assurés qu’il n’y a pas de saignement ou de complications, replacez les souris receveuses dans leurs cages et nourrissez-les avec un régime alimentaire normal.
4. Récolte des lésions endométriotiques
- Euthanasier les souris receveuses environ 21 jours après l’injection de fragments après la greffe.
REMARQUE : D’après l’expérience et les discussions avec des collaborateurs utilisant des modèles similaires, la taille et le nombre maximaux de lésions se produisent environ 3 semaines après la greffe; après 3 semaines, les lésions commencent à régresser en taille. La méthode d’euthanasie approuvée par l’IACUC est utilisée. - Après l’euthanasie et la luxation cervicale, vaporisez l’abdomen de l’animal avec de l’éthanol à 70% et tentez la peau pour couper superficiellement avec des ciseaux disséquants. Inciser la peau et l’espace sous-cutané avec des ciseaux pour ouvrir brutalement l’abdomen.
- Avant toute autre dissection, une enquête complète sur les lésions grossières est effectuée, avec une taille mesurée par des étriers et documentée quant à leur région anatomique (voir ci-dessous).
- Effectuer une collecte complète de trois régions anatomiques distinctes en bloc (que les lésions puissent ou non être appréciées de manière grossière). Si des lésions sont observées dans d’autres régions (p. ex., les intestins), celles-ci doivent être ignorées et non recueillies à moins que la lésion ne traverse l’une des trois zones ci-dessous.
- A = paroi abdominale/péritoine (peut être aplati dans une cassette ou enroulé, à condition qu’il soit cohérent entre les échantillons).
- B = pancréas et graisse mésentérique.
- C = tissu conjonctif parutéine et graisse (tissu blanc scintillant qui entoure l’utérus mais n’implique aucun organe autre que la vessie; prenez soin de ne pas confondre la vessie avec une lésion).
- Placez chaque zone disséquée dans une cassette, étiquetée de manière appropriée, et placez-la dans le for formel et le processus conformément au protocole de laboratoire pour la section histologique.
- Blocs de forme de section en deux lames (D1 et D2) par zone tissulaire à deux profondeurs uniformes.
5. Notation des lésions endométriotiques
- Numérisez (avec un grossissement de 40x) et archivez les diapositives.
- Utilisez un logiciel de lecture numérique de diapositives, définissez la plus longue distance (X) entre les bords d’une lésion endométriotique - que le bord soit constitué de glandes ou de stroma - et marquez-le. Une lésion continue est définie par des glandes entourées de stroma; la ligne ne traverse pas nécessairement uniquement le tissu endométriosique (comme dans le cas de la détermination des paramètres sur un foyer d’endométriose de forme irrégulière ou ondulante), mais les deux points d’extrémité doivent être reliés par un stroma et/ou des glandes continus (voir la figure 4).
- Faites une deuxième ligne (Y) de 90 degrés sur la première ligne, la longueur de la deuxième ligne 2 2 3 fois 2 33 30 degrés ainsi.
- Si plusieurs lésions non contiguës sont rencontrées, donnez à chacune ses propres mesures X et Y.
- Calculez le score final pour chaque diapositive comme la somme des zones (X * Y) de chaque lésion.
- Prenez le plus grand des scores des deux diapositives (D1 vs D2) comme score final pour cette région (A, B, C).
- Totalisez les scores de chaque région pour donner le score microscopique final pour cet animal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Pour une première expérience de preuve de concept, l’endomètre donneur de souris RFP a été injecté à des souris receveuses de type sauvage. La coloration H&E a révélé une confirmation histopathologique de l’architecture classique de la lésion de l’endométriose(Figure 3A). La microscopie fluorescente a confirmé que la lésion observée en question provenait du donneur(Figure 3B).
La deuxième expérience a été réalisée auprès de 10 donneurs de type sauvage C57BL/6J et de 10 receveurs. 5 autres receveurs ont reçu un traitement fictif (injecté avec du PBS et non des fragments de l’endomètre) et ont reçu un numéro d’identification aléatoire; les examinateurs ont été aveuglés avant la nécropsie et l’examen histopathologique.
Tous les receveurs ont reçu du tissu endométrial de donneur dans les 42 heures qui ont été données au traitement par donneur PSMG. Il n’y avait aucune corrélation entre cet intervalle de temps et le poids utérin final ou la taille de la lésion. Au moment de l’obtention du donneur, le poids utérin total moyen était de 54 ± 9,5 mg. Le nombre moyen de fragments était de 22,4 ± 5,2, ce qui donnait un poids moyen des fragments de 2,5 ± 0,5 mg. La chirurgie du critère d’évaluation s’est produite au jour 20 ou au jour 22 pour tous les receveurs.
Avec un nombre moyen de lésions de 1,5 et un diamètre total brut moyen des lésions de 3,7 mm, ces points d’extrémité sont similaires à d’autres études utilisant des modèles murins avec un poids similaire de fragments d’endomètre injectés (Figure 2)10. La prévalence des lésions pour toutes les souris était de 80%. Les souris sans lésions avaient un fractionnement de l’endomètre significativement plus élevé que les souris présentant des lésions (30,5 fragments totaux contre 20,3, respectivement; le total moyen des fragments pour toutes les souris était de 22,4), ce qui entraînait une taille de fragment inférieure à la moyenne au moment de l’injection (1,9 mg vs 2,6 mg). Comme prévu, les témoins simulés (injectés avec des fragments salins et non endométriaux) n’avaient pas de maladie grossière ou microscopique. Dans une étude ultérieure utilisant un nombre élargi de souris, la phase œstéreuse de la souris receveuse n’était pas associée au nombre de lésions ou au score microscopique de la maladie.
Le nombre brut de lésions semble être un mauvais marqueur de substitution pour la charge totale de la lésion, car il y avait une discordance entre la maladie macroscopique et microscopique présente dans les tissus. Dans 60 % (n = 6) des cas, il y avait accord entre la notation macroscopique et microscopique (l’accord défini comme montrant à la fois la présence ou l’absence et la différence de taille totale était de moins de 3 mm). Cependant, dans 40% (n = 4) des cas, il y avait désaccord, avec 10% (n = 1) du temps où la maladie macroscopique était absente mais une maladie microscopique était présente par histologie, 10% (n = 1) une maladie macroscopique a été observée malgré l’absence d’endométriose sur l’histologie de confirmation(Figure 5), et les 20% restants (n = 2) il y avait un accord en présence mais pas l’ampleur de la taille de la lésion. Ainsi, l’examen macroscopique des lésions seules n’est pas suffisant pour quantifier la charge de morbidité de l’endométriose.
Figure 1: Vue d’ensemble du modèle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2: Régions étudiées pour la quantification des lésions. Alors que l’intestin et d’autres emplacements intrapéritonéaux peuvent abriter des lésions, il est plus difficile de les distinguer grossièrement et une étude exhaustive de l’abdomen serait plus longue avec des rendements décroissants. Par conséquent, une approche cohérente et systématique de la récolte du tissu complet (qu’une maladie grave soit présente ou non) est réalisée dans les trois régions les plus courantes de la formation de l’endométriose: la paroi abdominale / péritoine (A), le pancréas et la graisse mésentérique (B) et la graisse parutérine (C). Étiquetées sont des images représentatives des résultats microscopiques de lésions de chacune des trois régions. Grossissement 40x. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3: Induction de l’endométriose à l’aide d’endomètres de souris donneuses exprimant une protéine fluorescente rouge. (A) Section H & E de la lésion. (B) Microscopie fluorescente avec coloration DAPI. Grossissement 40x. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4: Images représentatives du logiciel utilisé pour mesurer les dimensions des lésions et quantifier la charge lésionnelle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5: Échantillons représentatifs de « lésions » grossières qui ne sont pas de l’endométriose par examen histopathologique. grossissement 40x. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Notre étude démontre que l’endométriose peut être induite de manière fiable chez la souris sans nécessiter l’utilisation d’une ovariectomie et / ou d’une chirurgie de survie, et que les lésions de l’endomètre extra-utérine peuvent être identifiées et quantifiées à l’aide d’une enquête standardisée de l’abdomen et d’une analyse histologique.
De nombreuses études murines sur l’endométriose utilisent l’endométriose induite chirurgicalement dans laquelle l’endomètre du donneur est suturé en place à l’intestin, à la paroi abdominale ou à un autre emplacement intrapéritonéal12,20. Cela a l’avantage de normaliser la taille et l’emplacement du tissu transplanté. Cependant, en plus des défis logistiques supplémentaires de la chirurgie de survie, cela peut introduire des variables confondantes de la chirurgie elle-même, étant donné que l’endométriose est une maladie inflammatoire et que dans un cadre clinique, l’endométriose se développe généralement avant toute intervention chirurgicale. L’injection intrapéritonéale, d’autre part, modélise plus précisément la menstruation rétrograde qui est censée causer la majorité des lésions d’endométriose.
L’ovariectomie est souvent réalisée dans des modèles de rongeurs pour réduire la variabilité introduite par le cycle œstro-séreux; et comme l’endométriose est une maladie hormono-dépendante, des doses supraphysiologiques d’œstradiol sont ensuite administrées dans ces cas. Cette pratique limite sans doute l’applicabilité d’un modèle murin à la maladie humaine. Notre étude démontre que l’ovariectomie n’est pas nécessaire pour créer de manière fiable des lésions d’endométriose et que la phase du cycle œstré n’a pas d’impact sur la capacité d’établir des lésions.
Une lacune des autres modèles d’injection intrapéritonéale est la dépendance à l’égard de mesures subjectives de la taille ou de la charge de la lésion. Bien que l’utilisation d’étriers ou d’autres instruments puisse fournir des mesures objectives, ces mesures sont enregistrées au moment de la récolte des lésions et ne peuvent donc pas être vérifiées ultérieurement et peuvent être soumises à une variabilité intra-observateur. Dans notre modèle, la quantification histologique peut être effectuée et vérifiée longtemps après la nécropsie, ce qui signifie que ceux qui effectuent l’autopsie n’ont pas besoin d’avoir une expertise dans l’identification des lésions grossières et sont plus facilement aveuglés quant à l’intervention reçue. De plus, comme l’illustre notre travail, une proportion de maladies peut être manquée lorsqu’on ne s’appuie que sur une maladie grave; en outre, de nombreuses lésions suspectées peuvent en fait être physiologiques (par exemple, le tissu lymphoïde) ou la fibrose. Enfin, la prise de sections standardisées de régions anatomiques entières chez chaque souris réduit encore la variabilité. Cette approche consistant à se procurer la même quantité de tissu par souris empêche l’inévitable soulignement qui se produirait avec de petits échantillons et la sur-notation de grands échantillons, d’autant plus que des maladies microscopiques peuvent être présentes.
En fin de compte, ces raffinements servent à la fois à normaliser et à simplifier l’approche, ce qui donne un modèle murin capable d’étudier l’endométriose à haut débit. Ce modèle est une méthode d’essai pour dépister les voies et les cibles médicamenteuses, et notre laboratoire utilise actuellement ce modèle pour une étude de validation de médicament. Ce modèle est particulièrement utile pour tenter de déterminer l’importance relative de l’expression génique aberrante (ou du traitement médicamenteux) dans l’endomètre du donneur par rapport à l’environnement péritonéal du receveur. Il peut également être utilisé avec des souris rapporteures (comme nous l’avons montré) et des souris immunodéprimées et knock-out.
En résumé, nous fournissons plusieurs innovations importantes qui fournissent un modèle murin avec une fiabilité, une reproductibilité et une objectivité élevées dans l’étude de l’endométriose. Notre approche fait progresser le domaine en fournissant non seulement un processus simple et rationalisé pour l’induction des lésions, mais aussi une méthode standardisée de mesure et de rapport des données.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier les membres du laboratoire Reizes pour leur examen critique et leurs idées lors de la préparation du manuscrit, ainsi que les noyaux d’imagerie et d’histologie de l’Institut de recherche Lerner pour leur aide dans la collecte et l’analyse des données. Ce travail a été soutenu par une subvention interne par l’intermédiaire du comité du programme de recherche de la Cleveland Clinic et par une subvention externe de la Society for Reproductive Investigation et de Bayer. La recherche au Laboratoire Reizes est également financée par VeloSano Bike to Cure, le Centre d’excellence en recherche sur le cancer gynécologique et par la Chaire Laura J. Fogarty pour la recherche sur le cancer de l’utérus. Cleveland Clinic détient l’autorisation de copyright pour les figures 1 et 2.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Supplies for injecting PMSG into donor mouse | |||
| 1 mL Tuberculin syringe with 27G needle | Fisher Scientific | 14-826-87 | |
| Pregnant mare serum gonadotropin | Sigma-Aldrich | 9002-70-4 | |
| Supplies for necropsy of donor mouse and tissue processing | |||
| 6” serrated forceps, curved tip | Electron Microscopy Sciences | 72993-6C | |
| 70% ethanol solution | Pharmco | 33000HPLCCS4L | 70% solution dilute ethyl acetate 200 proof |
| Analytical balance | Mettler Toledo | ME54TE | |
| Carbon dioxide | TriGas Supplier | ||
| Dissecting tray | Fisher Scientific | S14000 | |
| No. 10 disposable scalpel | Fisher Scientific | NC9999403 | |
| Scissors, curved | Electron Microscopy Sciences | 72941 | |
| Scissors, straight | Electron Microscopy Sciences | 72940 | |
| Stereo microscope | Leica Microsystems | Leica SE 4 | For tissue dissection |
| Sterile phosphate buffered saline (PBS) | Institutional core facility supplies | ||
| Surgical instrument sterilization tray | Electron Microscopy Sciences | 66112-02 | |
| Tissue culture dishes | Fisher Scientific | 08-772E | |
| Weighing dishes | Fisher Scientific | 02-202-103 | |
| Supplies for injecting into recipient mouse | |||
| 1 cc syringe | BD Biosciences | 301025 | |
| 18 G needle | Fisher Scientific | 148265d | |
| 200 uL pipette tip | Fisher Scientific | 02-707-422 | |
| Double distilled water | Institutional core facility supplies | ||
| Latex bulb | Fisher Scientific | 03-448-21 | |
| Micro cover glass slip | VWR | 48366-067 | |
| Microscope slide | Fisher Scientific | 12-544-7 | |
| Standard light microscope | Leica Microsystems | DM IL | For evaluating vaginal cytology smears |
| Supplies for harvesting tissue from recipient mouse | |||
| 10% Buffered formalin | Fisher Scientific | SF100-4 | |
| Biopsy foam pads | Fisher Scientific | 22-038-222 | |
| Precision Digital Calipers | Electron Microscopy Sciences | 62065-40 | |
| Processing/embedding cassettes | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
- Zondervan, K. T., Becker, C. M., Missmer, S. A.
- Schwartz, K., Llarena, N. C., Rehmer, J. M., Richards, E. G., Falcone, T. The role of pharmacotherapy in the treatment of endometriosis across the lifespan. Expert Opinion on Pharmacotherapy. 21 (8), 893-903 (2020).
- Giudice, L. C.
- D'Hooghe, T. M., Debrock, S. Endometriosis, retrograde menstruation and peritoneal inflammation in women and in baboons. Human Reproduction Update. 8 (1), 84-88 (2002).
- Ahn, S. H., et al. Pathophysiology and immune dysfunction in endometriosis. BioMed Research International. 2015, (2015).
- Falcone, T., Flyckt, R.
- Vercellini, P., et al. Association between endometriosis stage, lesion type, patient characteristics and severity of pelvic pain symptoms: a multivariate analysis of over 1000 patients. Human Reproduction. 22 (1), 266-271 (2007).
- Bulun, S. E., et al.
- Brueggmann, D., et al. Novel three-dimensional in vitro models of ovarian endometriosis. Journal of Ovarian Research. 7, 17 (2014).
- Dodds, K. N., Beckett, E. A. H., Evans, S. F., Hutchinson, M. R. Lesion development is modulated by the natural estrous cycle and mouse strain in a minimally invasive model of endometriosis. Biology of Reproduction. 97 (6), 810-821 (2017).
- Martinez, J., Bisbal, V., Marin, N., Cano, A., Gómez, R. Noninvasive monitoring of lesion size in a heterologous mouse model of endometriosis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (144), (2019).
- Pelch, K. E., Sharpe-Timms, K. L., Nagel, S. C. Mouse model of surgically-induced endometriosis by auto-transplantation of uterine tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (59), e3396 (2012).
- Nishimoto-Kakiuchi, A., et al. Spontaneous endometriosis in cynomolgus monkeys as a clinically relevant experimental model. Human Reproduction. 33 (7), Oxford, England. 1228-1236 (2018).
- Nair, H. B., et al. An efficient model of human endometriosis by induced unopposed estrogenicity in baboons. Oncotarget. 7 (10), 10857-10869 (2016).
- Laganà, A. S., et al. Translational animal models for endometriosis research: a long and windy road. Annals of Translational Medicine. 6 (22), 431 (2018).
- Bellofiore, N., et al. First evidence of a menstruating rodent: the spiny mouse (Acomys cahirinus). Amercian Journal of Obstetrics and Gynecology. 216 (1), 1-11 (2017).
- Bruner-Tran, K. L., Mokshagundam, S., Herington, J. L., Ding, T., Osteen, K. G. Rodent models of experimental endometriosis: identifying mechanisms of disease and therapeutic targets. Current Women's Health Reviews. 14 (2), 173-188 (2018).
- Bilotas, M. A., et al. Interplay between endometriosis and pregnancy in a mouse model. PloS One. 10 (4), 0124900 (2015).
- Peterse, D., et al. Of mice and women: a laparoscopic mouse model for endometriosis. Journal of Minimally Invasive Gynecology. 25 (4), 578-579 (2018).
- Richards, E. G., et al. KLF11 is an epigenetic mediator of DRD2/dopaminergic signaling in endometriosis. Reproductive Sciences. 224 (8), Thousand Oaks, Calif. 1129-1138 (2017).
- Jones, R. L., Lang, S. A., Kendziorski, J. A., Greene, A. D., Burns, K. A. Use of a Mouse Model of Experimentally Induced Endometriosis to Evaluate and Compare the Effects of Bisphenol A and Bisphenol AF Exposure. Environmental Health Perspectives. 126 (12), 127004 (2018).
- Greaves, E., et al. A novel mouse model of endometriosis mimics human phenotype and reveals insights into the inflammatory contribution of shed endometrium. The American Journal of Pathology. 184 (7), 1930-1939 (2014).
- Nothnick, W. B., Graham, A., Holbert, J., Weiss, M. J. miR-451 deficiency is associated with altered endometrial fibrinogen alpha chain expression and reduced endometriotic implant establishment in an experimental mouse model. PloS One. 9 (6), 100336 (2014).
