Summary
Aquí se presenta una técnica de impresión 3D suave impulsada por fuerzas viscosas-inerciales alternas para permitir la construcción de microportadores de hidrogel. Las boquillas caseras ofrecen flexibilidad, lo que permite un fácil reemplazo para diferentes materiales y diámetros. Se pueden obtener y recolectar microportadores de unión celular con un diámetro de 50-500 μm para su posterior cultivo.
Abstract
Los microportadores son perlas con un diámetro de 60-250 μm y una gran superficie específica, que se utilizan comúnmente como portadores para cultivos celulares a gran escala. La tecnología de cultivo de microportadores se ha convertido en una de las principales técnicas en la investigación citológica y se utiliza comúnmente en el campo de la expansión celular a gran escala. También se ha demostrado que los microportadores desempeñan un papel cada vez más importante en la construcción de ingeniería de tejidos in vitro y la detección clínica de fármacos. Los métodos actuales para preparar microportadoras incluyen chips microfluídicos e impresión de inyección de tinta, que a menudo se basan en un diseño de canal de flujo complejo, una interfaz bifásica incompatible y una forma de boquilla fija. Estos métodos enfrentan los desafíos del procesamiento complejo de boquillas, cambios inconvenientes en las boquillas y fuerzas de extrusión excesivas cuando se aplican a múltiples biotintas. En este estudio, se aplicó una técnica de impresión 3D, llamada chorro de fuerza viscoso-inercial alterna, para permitir la construcción de microportadores de hidrogel con un diámetro de 100-300 μm. Posteriormente, las células se sembraron en microportadores para formar módulos de ingeniería de tejidos. En comparación con los métodos existentes, este método ofrece un diámetro de punta de boquilla libre, conmutación de boquilla flexible, control libre de los parámetros de impresión y condiciones de impresión suaves para una amplia gama de materiales bioactivos.
Introduction
Los microportadores son perlas con un diámetro de 60-250 μm y una gran superficie específica y se utilizan comúnmente para el cultivo a gran escala de células1,2. Su superficie externa proporciona abundantes sitios de crecimiento para las células, y el interior proporciona una estructura de soporte para la proliferación espacial. La estructura esférica también proporciona conveniencia en el monitoreo y control de parámetros, incluyendo pH, O2 y concentración de nutrientes y metabolitos. Cuando se utilizan en combinación con biorreactores de tanque agitado, los microportadores pueden lograr densidades celulares más altas en un volumen relativamente pequeño en comparación con los cultivos convencionales, proporcionando así una forma rentable de lograr cultivos a gran escala3. La tecnología de cultivo de microportadores se ha convertido en una de las principales técnicas de investigación citológica, y se ha avanzado mucho en el campo de la expansión a gran escala de células madre, hepatocitos, condrocitos, fibroblastos y otras estructuras4. También se ha encontrado que son vehículos ideales de administración de fármacos y unidades de abajo hacia arriba, por lo que asumen un papel cada vez más importante en el cribado clínico de fármacos y la reparación de ingeniería de tejidos in vitro5.
Para cumplir con los requisitos de propiedad mecánica en diferentes escenarios, se han desarrollado múltiples tipos de materiales de hidrogel para su uso en la construcción de microportadoras6,7,8,9,10,11. Los hidrogeles de alginato y ácido hialurónico (HA) son dos de los materiales de microportadora más utilizados debido a su buena biocompatibilidad y reticulabilidad12,13. El alginato puede ser fácilmente reticulado por cloruro de calcio, y sus propiedades mecánicas pueden ser moduladas cambiando el tiempo de reticulación. La HA conjugada con tiramina está reticulada por el acoplamiento oxidativo de las partes de tiramina catalizadas por peróxido de hidrógeno y peroxidasa de rábano picante14. El colágeno, debido a su estructura espiral única y a su red de fibras reticuladas, se utiliza a menudo como adyuvante para mezclarse en los microportadores para promover aún más la unión celular15,16.
Los métodos actuales para preparar microportadores incluyen chips microfluídicos, impresión de inyección de tinta y electropulverización17,18,19,20,21,22,23. Se ha demostrado que los chips microfluídicos son rápidos y eficientes en la producción de microportadores de tamaño uniforme24. Sin embargo, esta tecnología se basa en un complejo proceso de diseño y fabricación de canales de flujo25. Las fuerzas de extrusión excesivas o de alta temperatura durante la impresión por inyección de tinta, así como los intensos campos eléctricos en el enfoque de electropulverización, pueden afectar negativamente las propiedades del material, especialmente su actividad biológica19. Además, cuando se aplican a varios biomateriales y diámetros, las boquillas personalizadas utilizadas en estos métodos dan como resultado una complejidad de procesamiento limitada, un alto costo y una baja flexibilidad.
Para proporcionar un método conveniente para la preparación de microportadores, se ha aplicado una técnica de impresión 3D llamada chorro de fuerzas viscosas-inerciales alternas (AVIFJ) para construir microportadores de hidrogel. La técnica utiliza fuerzas motrices hacia abajo y presión estática generada durante la vibración vertical para superar la tensión superficial de la punta de la boquilla y así formar gotas. En lugar de fuerzas severas y condiciones térmicas, pequeños desplazamientos rápidos actúan directamente sobre la boquilla durante la impresión, causando un efecto menor en las propiedades fisicoquímicas de la biotinta y presentando una gran atracción por los materiales bioactivos. Utilizando el método AVIFJ, se formaron con éxito microportadores de múltiples biomateriales con diámetros de 100-300 μm. Además, se demostró además que los microportadores se unen bien a las células y proporcionan un entorno de crecimiento adecuado para las células adheridas.
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Protocol
1. Cultivo celular
- Complemente el Medio Esencial Mínimo Modificado (H-DMEM) modificado de Dulbecco con 10% de suero fetal bovino (FBS), 1% de solución de aminoácidos no esenciales (NEAA), 1% de penicilina G y estreptomicina, y 1% de suplemento de glutamina como medio de cultivo para células A549.
- Cultivo de células A549 en incubadora de CO2 a 37 °C y con 5% de CO2
- Disociar las células para el subcultivo utilizando tripsina en aproximadamente el 80% de confluencia.
- Use 3 ml de tripsina para tratar las células en el matraz de cultivo T75 a 37 °C durante 3 min, y luego agregue 6 ml de medio de cultivo para detener la tripsinización.
- Pipetear el medio de cultivo para cosechar células adheridas libremente.
- Centrífuga a 72,5 x g durante 3 min. Retire el sobrenadante y vuelva a suspender con 3 ml de medio fresco.
- Transfiera 1 ml de suspensión celular a un nuevo matraz de cultivo T75 que contenga 10 ml de medio fresco. Cambie el medio de cultivo cada 2 días.
2. Preparación de boquillas
- Cargue micropipetas de vidrio en el extractor siguiendo las instrucciones del fabricante. El diámetro exterior, el diámetro interior y la longitud de la tubería de microchorro son de 1,5 mm, 1,1 mm y 100 mm, respectivamente.
- Establezca los parámetros de extracción para el extractor. Específicamente, los valores de CALOR, TRACCIÓN, VELOCIDAD, TIEMPO y PRESIÓN se establecen en 560, 255, 255, 150 y 500 de forma predeterminada, respectivamente. Retire la boquilla bajo estos parámetros.
PRECAUCIÓN: La boquilla obtenida después de arrancar es muy afilada, y la operación descuidada puede causar lesiones. - Corte la boquilla resultante (paso 2.2) en el diámetro designado por un dispositivo de micro-forja siguiendo las instrucciones del fabricante para obtener un diámetro de punta específico. Específicamente, ubique el diámetro especificado de la boquilla en el cable de platino calentado. Calentar el cable hasta 60 °C durante unos 5 s y separar la boquilla.
- Sumerja el cabezal de impresión de la boquilla en un agente hidrófobo durante 30 minutos, seguido de tres ciclos de enjuague con agua esterilizada.
- Antes de imprimir, esterilizar la boquilla en alcohol durante 5 min y enjuagarla con agua esterilizada tres veces para eliminar el alcohol residual.
3. Preparación de biotinta de hidrogel
- Disolver NaCl (0,45 g) en 50 ml de agua estéril para obtener una solución de NaCl al 0,9% (p/v). Vibrar la solución para promover la disolución. Después de disolverse completamente, filtre la solución a través de una membrana de filtro de tereftalato de polietileno de 0,45 μm.
- Pesar el polvo de alginato de sodio de baja viscosidad (1 g) y disolverlo en 25 ml de solución de NaCl (paso 3.1) a una temperatura alta de 60-80 °C durante la noche para obtener una solución madre de alginato de sodio al 4% (p/v). La solución madre se puede almacenar a 4 °C durante 1 mes.
- Esterilizar la solución madre de alginato de sodio (paso 3.2) calentándola tres veces en un horno (70 °C) durante 30 min.
- Diluya el volumen adecuado de la solución madre de alginato de sodio (paso 3.3) en solución de NaCl al 0,9% (paso 3.1) a concentraciones de 2%, 1,5% y 0,5% (p/v).
NOTA: Además del calentamiento en el horno, se deben llevar a cabo otros procesos de preparación de solución de alginato de sodio en la campana. - Disolver 1 g de gelatina en polvo en 25 ml de solución de NaCl (paso 3.1) a una temperatura alta de 60-80 °C durante la noche para obtener una solución madre de gelatina al 4% (p/v). La solución madre se puede almacenar a 4 °C durante 1 mes.
- Esterilizar la solución madre de gelatina (paso 3.5) calentándola tres veces en un horno (70 °C) durante 30 min.
- Diluir el volumen adecuado de solución madre de gelatina (paso 3.6) en solución de NaCl al 0,9% (paso 3.1) a una concentración del 1,5% (p/v).
NOTA: Además del calentamiento en el horno, se deben llevar a cabo otros procesos de preparación de solución de gelatina en la campana. - Para promover la unión celular en los microportadores, prepare la solución de alginato-colágeno mezclando la solución de alginato de sodio al 2% (p/v) y la solución de colágeno tipo I de cola de rata (4 mg /ml) en una proporción de 3: 1. Ajuste la solución a pH 7.2 con una solución de NaOH de 0,1 M y úsela inmediatamente después de la preparación.
- Disolver el sólido floculante de HA modificado con tirosina en solución salina tampón de fosfato (PBS) a 60-80 °C durante la noche para obtener una solución de PBS de ácido hialurónico modificado con tirosina al 0,8% en peso. La solución madre se puede almacenar a 4 °C durante 1 mes.
- Esterilizar la solución de HA PBS modificada con tirosina calentándola tres veces en un horno (70 °C) durante 30 min.
- Disolver la peroxidasa de rábano picante en polvo (500 unidades de actividad enzimática/mg) en solución de PBS para obtener 8 unidades de actividad enzimática/mg de solución de PBS de peroxidasa de rábano picante.
- Diluir la solución de peróxido de hidrógeno (30%, p/p) por agua DI a 4 mM.
- Prepare la solución modificada de ha-rábano picante peroxidasa mezclando la solución de PBS de ácido hialurónico modificado con tirosina y la solución de PBS de peroxidasa de rábano picante en una proporción de 1:1.
NOTA: Además del calentamiento en el horno, se deben llevar a cabo otros procesos de preparación de la solución de peroxidasa de ha-rábano picante en la campana.
4. Formación de microgotas basadas en AVIFJ
- Utilice un sistema de impresión celular establecido en el hogar como se informó anteriormente (Figura 1A)26. La salida de señal eléctrica por el generador de forma de onda se amplifica primero y luego impulsa la cerámica piezoeléctrica para generar una deformación controlable. La boquilla fijada en la cerámica piezoeléctrica produce así vibraciones controlables.
- Esterilice el sistema de impresión limpiando con alcohol al 75% (v / v) y exposición ultravioleta (UV) durante la noche.
- Cargue 5 ml de biotinta (paso 3.1) en una jeringa estéril desechable. Instale la jeringa en la bomba de la jeringa.
- Conecte la jeringa (paso 4.3) y la boquilla (paso 2.5) con una manguera de silicona de 1 mm de diámetro interior.
- Fije la boquilla (paso 4.4) que se utilizará para imprimir ajustando la estanqueidad del tornillo de sujeción. Mantenga la punta de la boquilla alejada del sustrato durante la instalación para evitar daños y contaminación.
PRECAUCIÓN: Si la boquilla se rompe durante la instalación, use guantes más gruesos y limpie cuidadosamente los fragmentos y residuos de vidrio. - Empuje rápidamente la bomba de la jeringa y cargue la biotinta (paso 4.3) en la boquilla (paso 4.5). Ajuste el caudal a 30 μL/min. Limpie el exceso de material en la punta.
- Establezca los parámetros del generador de señales. Importe formas de onda de diseño propio que contengan 500.000 puntos de muestreo. Establezca la frecuencia de muestreo y el voltaje de pico a pico (Vpp) como 5 millones de muestras / s y 10 V, respectivamente.
- Limpie toboganes o placas de Petri con agua desionizada. Colóquelos debajo de la boquilla como sustrato de impresión.
- Preestablezca la trayectoria de movimiento y el modo de disparo de vibración como caída bajo demanda.
- Imprima las gotas siguiendo los patrones prediseñados.
5. Formación de microportadores basados en AVIFJ
- Repita los pasos 4.1-4.4, excepto cambiar la biotinta a solución de alginato al 2% (p/v) (paso 3.4), solución de alginato-colágeno (paso 3.8) o solución modificada de HA-rábano picante peroxidasa (paso 3.13).
- Disolver 3 g de cloruro de calcio en 100 ml de agua estéril para obtener una solución de cloruro de calcio al 3% (p/v). Después de disolverse completamente, filtre la solución a través de una membrana de filtro de tereftalato de polietileno de 0,45 μm.
- Añadir 5 ml de solución reticulatoria (solución de cloruro de calcio o solución de peróxido de hidrógeno) en una placa de Petri. Coloque la placa de Petri debajo de la boquilla para que funcione como sustrato.
- Después de imprimir, reticular los microportadores durante 3 min.
- Recoger la suspensión del microportador en un tubo de centrífuga y enriquecer los microportadores por centrifugación a 29 x g durante 3 min. Resuspendir los microportadores en medios de cultivo a aproximadamente 600 microportadores/ml.
6. Células inoculantes en la superficie de los microportadores
- Teñir células A549 con Cell Tracker Green CMFDA para facilitar la observación de células. Específicamente, retire los medios de cultivo, agregue 5 ml de medio libre de suero que contenga un tinte Cell Tracker de 10 μM e incube las células durante 30 minutos en una incubadora. Luego, reemplace la solución de tinte con medio fresco.
- Resuspend la suspensión de celdas A549 a la densidad de 1,6 x 106 celdas/ml.
- Agregue 1 ml de suspensión de microportador de alginato-colágeno (paso 5.3) y 1 ml de suspensión celular A549 (paso 6.1) en una placa de cultivo de 6 pocillos de baja adherencia.
- Coloque la placa en un agitador a 30 rpm en una incubadora a 37 °C y 5% de CO2.
- Retire la placa de la coctelera y espere 30 minutos para dejar que las microportadoras se asienten. La mitad cambia el medio de cultivo cada 2 días.
7. Análisis de la formación de microgotas/microportadoras
- Observe y mida la boquilla (paso 2.2), las placas de Petri (paso 4.10 y paso 5.4) y las células con microportadores (paso 6.5) bajo un microscopio de campo brillante o un microscopio confocal. Específicamente, el aumento objetivo es 4x, 10x o 20x y el aumento del ocular es 10x.
- Mida el diámetro de los microportadores mediante el software ImageJ. De acuerdo con la barra de escala que viene con el microscopio al disparar en la imagen, establezca el tamaño real de la escala en ImageJ y dibuje 10 líneas del radio o semieje mayor de los microportadores. ImageJ puede obtener el tamaño promedio y la desviación estándar de estos segmentos de línea.
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Representative Results
Se fabricaron cabezales de impresión de variadas tasas de convergencia y diámetros para lograr la impresión de múltiples tipos de materiales. Las boquillas obtenidas con el aumento de la fuerza de tracción se muestran en la Figura 1B. Las boquillas se dividieron en tres áreas: reservorio (III), contracción (II) y cabezal de impresión (I). El depósito era la parte no procesada de la boquilla, en la que el líquido proporcionaba presión estática y entrada de biotinta para la impresión. El área de contracción fue la parte principal para generar fuerzas impulsoras descendentes. La fuerza de tracción tuvo un efecto significativo en el cabezal de impresión, demostrando una tasa de convergencia más baja con una fuerza de tracción extendida. El cabezal de impresión más estrecho y largo aumentó la tensión superficial durante la impresión, lo que dificultó la formación de microgotas discretas, pero facilitó el corte de puntas de menor diámetro en operaciones posteriores. Después, con el instrumento de forja de aguja, el cabezal de impresión se cortó en el diámetro designado (Figura 1C). Puntas con varios diámetros, incluyendo 100, 120, 150 y 200 μm, estaban disponibles para generar microportadores de diferentes tamaños, cumpliendo con los requisitos de varios microtejidos in vitro .
La estabilidad y la capacidad de control del proceso de impresión se verificaron primero imprimiendo gotas en placas de Petri. Con una boquilla de punta de 30 μm, se imprimieron de manera estable múltiples biotintas, incluyendo PBS, 1.5% de alginato y 1.5% de gelatina (Figura 2A, B). La dificultad de imprimir una determinada biotinta se reflejó en la frecuencia de muestreo y Vpp utilizada para la impresión. La biotinta de baja viscosidad, como la solución de NaCl, se imprimió en parámetros más pequeños, lo que resultó en diámetros de gota más pequeños. Con el aumento de la viscosidad, el proceso de impresión se hizo correspondientemente más difícil, ya que se necesitaban mayores fuerzas de accionamiento y se obtendrían gotas más grandes (Figura 2B). Con este mecanismo, el ajuste de los parámetros y las fuerzas motrices para una biotinta dada se puede utilizar para ajustar diferentes tamaños de gotas, como se muestra en la Figura 2C. La figura 2D muestra la disposición de las gotas que forman las letras específicas "THU" en una superficie plana. Además, la combinación de observaciones microscópicas permitió la localización de microgotas a escalas más pequeñas dentro de los 100 μm.
Los microportadores de alginato (Figura 3A) y los microportadores HA (Figura 3C) se imprimieron con puntas de diferentes diámetros. Los efectos del diámetro de la punta en el diámetro del microportador de alginato se muestran en la Figura 3B. Limitado por el bloqueo causado por la volatilización de la solución cuando el tamaño es demasiado pequeño, el diámetro más pequeño de los microportadores de alginato impreso fue de aproximadamente 100 μm. Mientras que el diámetro más grande podría alcanzar hasta 300 μm. El diámetro de los microportadores impresos aumenta en línea con el diámetro de la punta y siempre es mayor que este último. Cuando el diámetro de la punta es mayor de 250 μm, la biotinta no se puede imprimir. El diámetro de las microportadoras ha modificadas impresas fue de 76,7 ± 1,8 μm con diámetros de punta de 75 μm (Figura 3C).
Las células A549 y los microportadores de alginato-colágeno se sembraron en una placa y se colocaron en un agitador en la incubadora. Se observó que las células se adhieren a los microportadores de alginato-colágeno después de mezclar durante 2 días. Las células cubren progresivamente una mayor superficie de microportadores por proliferación. Después del cultivo durante 6 días, las células A549 cubrieron casi por completo las superficies del microportador. Este resultado confirma que los microportadores desarrollados pueden unirse bien a las células y proporcionar un entorno de crecimiento adecuado para las células. Las imágenes de campo brillante y las imágenes confocales de las células A549 que se adhieren y proliferan en la superficie de los microportadores se muestran en la Figura 4.
Figura 1: El sistema de impresión AVIFJ y la preparación de boquillas de varios diámetros. (A) La instalación de la boquilla AVIFJ. (B) Bajo parámetros PULL específicos, el cabezal de impresión de la boquilla se formó para converger a diferentes velocidades. Barra de escala: 200 μm. (C) Con el instrumento de forja de aguja, la punta se cortó en las posiciones designadas. Barra de escala: 200 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Impresión de múltiples tipos de biomateriales a diversas concentraciones por AVIFJ. (A) La boquilla utilizada en esta sección de resultados. El diámetro de la punta era de 30 μm. Barra de escala: 100 μm. (B) Impresión de múltiples tipos de materiales de hidrogel, incluyendo PBS, 1.5% de alginato y 1.5% de gelatina en varios parámetros. M: un millón de muestras por segundo, que reflejan la duración de una sola vibración. V: voltaje de pico a pico, que refleja el trazo de una sola vibración. Barra de escala: 100 μm. (C) La impresión de alginato al 0,5% en varios parámetros. Barra de escala: 100 μm. (D) Arreglos 2D y posicionamiento cercano de gotas. Barra de escala: 200 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Microportadores impresos con diferentes diámetros de la punta de la boquilla. (A) Microportadores de alginato al 2%, impresos con diámetros de punta de boquilla a 70, 100, 130, 160, 210 y 250 μm, respectivamente. Barra de escala: 100 μm. (B) Efecto del diámetro de la punta de la boquilla en el tamaño de las microportadoras. Los tamaños de los microportadores impresos con boquillas de diferentes diámetros se analizaron estadísticamente utilizando el software ImageJ. Se seleccionaron y calcularon diez microportadoras para cada boquilla. Los datos se presentan como media ± s.d. (C) Microportadoras ha modificadas impresas con diámetros de punta de 75 μm. Barra de escala: 100 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Células de siembra en microportadores de alginato-colágeno. (A) Imágenes de campo brillante de células A549 que se adhieren y proliferan en la superficie de los microportadores. Barra de escala: 100 μm. (B) Imágenes confocales de células A549 adheridas y proliferando en la superficie de los microportadores. Barra de escala: 100 μm. Las elipses punteadas se utilizan para resaltar el borde de los microportadores. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El protocolo descrito aquí proporciona instrucciones para la preparación de múltiples tipos de microportadores de hidrogel y la posterior siembra celular. En comparación con los métodos de impresión de chip microfluídico y de inyección de tinta, el enfoque AVIFJ para construir microportadores ofrece una mayor flexibilidad y biocompatibilidad. Una boquilla independiente permite utilizar una amplia gama de boquillas ligeras, incluidas las micropipetas de vidrio, en estos sistemas de impresión. El procesamiento altamente controlable permite ajustar libremente parámetros como el volumen del depósito, el diámetro interior y la forma del cabezal de impresión. Además, la boquilla desechable facilita la esterilización para el cambio entre múltiples materiales, lo que evita la posible contaminación por el uso repetido. Finalmente, los desplazamientos pequeños y rápidos, en lugar de fuerzas severas y condiciones térmicas, actúan directamente sobre la boquilla durante el proceso de impresión, manteniendo las propiedades físicas y químicas originales de la biotinta impresa en la máxima medida; esta característica es muy atractiva para aplicaciones de biomateriales.
Los pasos más críticos para la producción exitosa de microportadoras del tamaño correcto son: 1) Preparar boquillas con puntas de diámetros apropiados, y 2) adaptar la frecuencia de muestreo y Vpp adecuadas de acuerdo con la viscosidad de la biotinta impresa. La estabilidad de la construcción de microportadores se logra aún más mediante la eliminación de gotas de satélite y la aplicación de fuerzas motrices externas. El aumento de los parámetros facilita la formación de microportadores, pero las fuerzas motrices excesivas son la razón clave para la formación de microportadores satelitales, lo que resulta en un tamaño de microportador no homogéneo. Por lo tanto, para mejorar la uniformidad del tamaño del microportador, se recomienda utilizar frecuencias de muestreo y Vpp apropiadas (no excesivas). Otro aspecto para mejorar la estabilidad del microportador es la aplicación de fuerzas motrices externas. Las fuerzas motrices externas complementan la presión estática y las fuerzas motrices descendentes, trabajando juntas para superar la tensión superficial en la punta. Se experimentó con un empuje de bomba de jeringa para alimentar la boquilla y fuerzas de empuje adicionales suplementarias. Específicamente, la boquilla estaba conectada a una jeringa, cuya velocidad de empuje se ajustaba mediante una bomba de jeringa de precisión. Este método permitió que la misma concentración de solución de hidrogel formara microgotas en parámetros limitados, lo que es beneficioso para reducir el tamaño de los microportadores. Otros estudios han reportado el uso de campos electrostáticos o reservorios de compresión para promover la impresión de microgotas27,28.
Aunque se espera que la aplicación de fuerzas motrices externas amplíe la gama de tipos y concentraciones de tintas imprimibles, la técnica de impresión utilizada aquí todavía se enfrenta al desafío de las fuerzas motrices limitadas y sigue siendo ineficaz para las tintas de alta viscosidad.
Se verificó preliminarmente la viabilidad de la preparación de microportadores y la adhesión celular utilizando una impresora 3D AVIFJ. El trabajo posterior se centrará en las posibles aplicaciones de los microportadores en la construcción de modelos biológicos. En futuras investigaciones, el proceso de adhesión celular se optimizará para que el número y los tipos de células se aumenten y enriquezcan aún más, lo que se espera que forme un tejido funcional o una red vascular. Además, la biotinta se coimprimirá aún más con las células para formar unidades estructurales heterogéneas funcionales. Las microcápsulas, micropartículas y otras estructuras también se pueden cargar dentro de los microportadores para formar un modelo de liberación sostenida de fármacos para uso clínico. En resumen, se ha desarrollado un método para la construcción de microunidades tisulares, que se espera que se amplíen para formar microtejidos funcionales in vitro .
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Fundación de Ciencias Naturales de Beijing (3212007), el Programa de Investigación Científica de la Iniciativa de la Universidad de Tsinghua (20197050024), el Fondo Spring Breeze de la Universidad de Tsinghua (20201080760), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (51805294), el Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (2018YFA0703004) y el Proyecto 111 (B17026).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| A549 cells | ATCC | CCL-185 | Human non-small cell lung cancer cell line |
| Bright field microscope | Olympus | DP70 | |
| Confocal microscope | Nikon | TI-FL | |
| Fetal bovine serum, FBS | BI | 04-001-1ACS | |
| Gelatin | SIGMA | G1890 | |
| Glass micropipettes | sutter instrument | b150-110-10 | |
| GlutaMAX | GIBCO | 35050-061 | |
| H-DMEM | GIBCO | 11960-044 | Dulbecco's modified eagle medium |
| Horseradish peroxidase powder | SIGMA | P6782 | |
| Hydrophobic agent | 3M | PN7026 | Follow the manufacturer's instructions and use after dilution |
| Micro-forge device | narishige | MF-900 | |
| Non-essential amino acids, NEAA | GIBCO | 11140-050 | non-essential amino acids |
| Penicillin G and streptomycin | GIBCO | 15140-122 | |
| Petri dish | SIGMA | P5731-500EA | |
| Puller | sutter instrument | P-1000 | |
| Sodium alginate | SIGMA | A0682 | |
| Trypsin | GIBCO | 25200-056 | |
| Type I collagen solution from rat tail | SIGMA | C3867 |
References
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