Summary
Ici, nous présentons un nouveau protocole pour étudier et cartographier le dépôt ciblé de porteurs de drogue aux cellules endothéliales dans les modèles fabriqués, réels, tridimensionnels d’artère humaine sous l’écoulement physiologique. La méthode présentée peut servir de nouvelle plate-forme pour cibler des porteurs de drogue dans le système vasculaire.
Abstract
L’utilisation de modèles tridimensionnels (3D) d’artères humaines, conçus avec les dimensions et l’anatomie correctes, permet la modélisation appropriée de divers processus importants dans le système cardiovasculaire. Récemment, bien que plusieurs études biologiques aient été réalisées à l’aide de tels modèles 3D d’artères humaines, elles n’ont pas été appliquées pour étudier le ciblage vasculaire. Cet article présente une nouvelle méthode pour fabriquer des modèles artériels humains reconstruits de taille réelle à l’aide d’une technique d’impression 3D, les aligner sur des cellules endothéliales humaines (CE) et étudier le ciblage des particules sous flux physiologique. Ces modèles ont l’avantage de reproduire la taille physiologique et les conditions des vaisseaux sanguins dans le corps humain en utilisant des composants à faible coût. Cette technique peut servir de nouvelle plate-forme pour étudier et comprendre le ciblage des médicaments dans le système cardiovasculaire et peut améliorer la conception de nouvelles nanomédecines injectables. De plus, l’approche présentée peut fournir des outils importants pour l’étude de l’administration ciblée de différents agents pour les maladies cardiovasculaires dans des conditions physiologiques et de flux spécifiques au patient.
Introduction
Plusieurs approches ont récemment été appliquées en utilisant des modèles 3D d’artères humaines1,2,3,4,5. Ces modèles reproduisent l’anatomie physiologique et l’environnement de différentes artères dans le corps humain in vitro. Cependant, ils ont été principalement utilisés dans les études de biologie cellulaire. Les études actuelles sur le ciblage vasculaire des particules vers l’endothélium comprennent des simulations informatiques in silico 6,7,8,des modèles microfluidiques in vitro 9,10,11et des modèles animaux in vivo 12. Malgré les informations qu’ils ont fournies, ces modèles expérimentaux n’ont pas réussi à simuler avec précision le processus de ciblage qui se produit dans les artères humaines, dans lesquelles le flux sanguin et l’hémodynamique constituent des facteurs dominants. Par exemple, l’étude du ciblage des particules vers les régions athérosclérotiques dans la bifurcation de l’artère carotide, qui sont connues pour leur schéma d’écoulement de recirculation complexe et leur gradient de contrainte de cisaillement de la paroi, peut avoir un impact sur le trajet effectué par les particules avant qu’elles n’atteignent l’endothélium13,14,15,16. Par conséquent, ces études doivent être effectuées dans des conditions qui reproduisent l’environnement physiologique, c’est-à-direla taille, la dimension, l’anatomie et le profil d’écoulement.
Récemment, ce groupe de recherche a fabriqué des modèles artériels humains reconstruits en 3D pour étudier le dépôt et le ciblage des particules sur la vascularisation17. Les modèles étaient basés sur des répliques géométriques 3D de vaisseaux sanguins humains, qui ont ensuite été cultivés avec des CE humains qui ont ensuite tapoté leurs parois internes. De plus, lorsqu’ils sont soumis à un système de perfusion qui produit un flux physiologique, les modèles reproduisent avec précision les conditions physiologiques. Le système de perfusion a été conçu pour perfuser les fluides à débit constant, à l’aide d’une pompe péristaltique dans les configurations fermées et en circuit ouvert(Figure 1). Le système peut être utilisé comme circuit fermé pour cartographier le dépôt de particules et le ciblage vers les cellules ensemencées à l’intérieur du modèle carotide. En outre, il peut être utilisé comme circuit ouvert pour laver les particules non adhérentes à la fin des expériences et pour nettoyer et entretenir le système. Cet article présente des protocoles pour la fabrication de modèles 3D de la bifurcation carotide humaine, la conception du système de perfusion et la cartographie du dépôt de particules ciblées à l’intérieur des modèles.
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Protocol
REMARQUE: Ce protocole décrit la fabrication d’un modèle 3D de l’artère carotide et peut être appliqué pour générer toute autre artère d’intérêt en modifiant simplement les paramètres géométriques.
1. Conception et fabrication d’une bifurcation 3D du modèle de l’artère carotide humaine
- Choisissez des images de patients ou des géométries précédemment étudiées de la bifurcation humaine de l’artère carotide, et créez un modèle de conception assistée par ordinateur du moule qui doit être imprimé.
REMARQUE: La bifurcation de l’artère carotide a une entrée et deux sorties. Il est important de concevoir un cadre de moule 3D autour de l’artère et des supports d’impression temporaires entre le cadre et le moule de l’artère(Figure 2A-C). - Imprimez les géométries à l’aide d’une imprimante 3D. Coupez les supports d’impression temporaires et utilisez du papier de verre pour polir et lisser les moules, en particulier dans les zones où les supports ont été coupés. Rincez le modèle poncé avec de l’alcool isopropylique pour éliminer la poussière plastique et laissez sécher complètement dans une hotte chimique pendant 2-3 h.
NOTE : Ici, les moules imprimés étaient en résine transparente v4(figure 2D,E). - Pour dissoudre facilement le plastique, vaporisez les moules avec de la laque transparente à l’intérieur d’une hotte chimique et laissez sécher à l’air pendant 1 h. Répétez ce 3x.
REMARQUE: Ici, 2X Ultra Cover Clear Spray a été utilisé, mais tout autre type devrait convenir tant qu’il ne s’agit pas de laque en bois. Confirmez qu’il n’y a plus de plastique exposé car le plastique peut réagir avec le silicone et l’empêcher de se solidifier correctement. La qualité de la surface pulvérisée déterminera la qualité de la surface du modèle silicone final. - Coupez des lames /bandes rectangulaires transparentes de plastique lisse des mêmes dimensions que le cadre du moule, et collez-les à l’aide de la laque sur le cadre de tous les côtés et d’un côté du cadre, de sorte qu’il sera scellé en bas et ouvert en haut. Appliquez la laque à l’aide d’un pinceau à l’intérieur d’une hotte chimique et laissez les lames sécher complètement pendant au moins 24 h(figure 2F).
- Pour préparer le mélange de caoutchouc de silicone, ajoutez du silicone liquide avec son agent de durcissement (rapport de masse 1:10) dans une plaque en plastique et remuez bien pour assurer un mélange complet. Pour le modèle carotide, ajouter 54 g de silicone et 6 g de son agent de durcissement.
- Refroidir le mélange pendant 15 min à 4 °C, puis le dégazer dans un dessicateur sous vide jusqu’à ce que toutes les bulles d’air aient été éliminées. Placez le moule dans le dessicateur (avec le côté ouvert vers le haut), versez lentement le mélange de silicone dans le moule et retirez à nouveau les bulles d’air jusqu’à ce que le mélange soit clair.
- Laissez le moule reposer avec le silicone pendant la nuit à température ambiante (si possible, laissez-le dans le dessicateur sans vide). Si le mélange n’a pas complètement séché, incuber à 60 °C pendant encore quelques heures.
- Une fois le mélange complètement sec, retirez les lames transparentes et plongez le modèle dans de l’acétone absolue pendant 48 h dans une hotte chimique jusqu’à ce que le plastique soit complètement dissous. Retirez tous les restes de plastique avec un bâton en bois. Pour évaporer l’acétone piégée à l’intérieur du modèle, incuber à 60 °C pendant au moins 4 jours avant l’ensemencement cellulaire.
2. Culture cellulaire et ensemencement dans des modèles
- Préparer trois connecteurs pour le modèle carotide : un pour l’entrée et deux pour les sorties (voir la table des matériaux). Stériliser le modèle et les connecteurs par irradiation ultraviolette dans une hotte biologique pendant 20 min.
- Enrober les modèles de 4 mL de fibronectine à 100 μg/mL (dans 1 solution saline tamponnée au phosphate (PBS)) pendant 2 h à 37 °C ou pendant une nuit à 4 °C. Injecter la solution de fibronectine dans le modèle à travers l’entrée à l’aide d’une seringue en plastique de 5 ou 10 mL. Retirez la fibronectine par la sortie et lavez le modèle avec un milieu EC.
- Suspendre 2,5 × 10cellules/mL de cellules endothéliales de veine ombilicale humaine (HUVECs, passage < 6), et remplir le modèle avec 4 mL de la suspension cellulaire à l’aide d’une seringue en plastique de 5 ou 10 mL(Figure 3A). Placer le modèle sur un rotateur à l’intérieur d’un incubateur (37 °C) à une vitesse de 1 tr/min pendant 48 h pour assurer un ensemencement homogène. Assurez-vous que le modèle est bien fixé au rotateur(Figure 3B). Changer le milieu après 24 h à l’intérieur d’une hotte biologique, et revenir au rotateur à l’intérieur de l’incubateur pour un autre 24 h.
REMARQUE: Après 24 h, les cellules sont ensemencées et peuvent être iimages à l’aide d’un microscope. - Retirez le modèle du rotateur et lavez-le avec 1x PBS à l’aide d’une seringue en plastique de 10 mL. Pour fixer les cellules, incuber les cellules avec 4 mL de paraformaldéhyde à 4% (PFA) sur le modèle pendant 15 min à l’intérieur d’une hotte chimique, puis rincer 3x avec du PBS. Ajouter 4 mL de PBS et les conserver à 4 °C jusqu’à l’expérience(figure 3C). Colorer les cellules à l’intérieur du modèle à l’aide de protocoles de coloration standard(p. ex., coloration nucléaire avec du 4′,6-diamidino-2-phénylétoïne (DAPI), figure 3D).
3. Conception du système de perfusion
- Le système de perfusion a deux entrées et deux tubes de sortie. Fusionner les deux entrées en un seul tube d’identification de 4 mm et à nouveau en deux tubes d’identification de 6 mm, qui se connectent à la pompe péristaltique. Fusionner les deux tubes ID de 6 mm sortant de la pompe péristaltique en un seul tube de 4 mm, et le connecter à un amortisseur d’oscillation pour éliminer toute oscillation de la pompe. Utilisez une bouteille à bouche étroite de 250 mL avec un couvercle à trois orifices comme amortisseur.
- Connectez un orifice à l’entrée de la pompe, fermez le second avec un bouchon utilisé pour la ventilation sous pression en cas d’urgence et étendez le troisième orifice (qui est la sortie) jusqu’au fond de la bouteille.
- Connectez l’amortisseur à l’entrée du modèle carotide cultivé à l’aide du tube de sortie. Fusionner les deux prises du modèle en un seul tube, qui sera la sortie du système (Tous les tubes sont de 4 mm ID).
- Diviser le tube de sortie en deux tubes de sortie (un pour le circuit fermé et l’autre pour le conteneur à déchets dans le circuit ouvert). Fixez une pince en plastique à chaque tube.
REMARQUE : La combinaison de pinces ouvertes/fermées déterminera si le système est dans une configuration de circuit fermé ou ouvert. Comme le montre la figure 1,si les pinces a et d sont proches alors que b et c sont ouvertes, le système est un circuit fermé ; l’inverse amène le système à la configuration du circuit ouvert. - Préparer trois contenants : un pouvant contenir 300 mL de liquide (pour circuit fermé) et deux autres de 1 L chacun : un pour le lavage et l’autre pour les déchets (pour circuit ouvert).
4. Configuration en circuit fermé : expérience de perfusion et imagerie
- Ajouter 300 mL de PBS au conteneur en circuit fermé, ce qui est suffisant pour remplir l’ensemble du système, y compris le tube et le modèle. Placez un tube d’entrée et un tube de sortie (pinces ouvertes b et c) à l’intérieur du récipient.
- Remplissez le récipient de lavage de 1 L avec de l’eau distillée (pour le lavage à la fin de l’expérience) et laissez l’autre récipient à déchets de 1 L vide. Placer les autres tubes d’entrée et de sortie (serres fermées a et d) dans les récipients de lavage et de déchets, respectivement.
- Sortir le modèle carotide à culture cellulaire fixe du stockage à 4 °C et vider le PBS. Raccorder l’entrée et les sorties de la carotide comme décrit aux étapes 3.3-3.4. Ne laissez pas le modèle sec pendant une longue période. Une fois le modèle connecté, activez la pompe pour perfuser le fluide.
- Placez le modèle carotide au microscope. Ouvrez le tube avant l’entrée et après la sortie du modèle carotide. Réglez la pompe péristaltique à 10 tr / min et allumez-la. Augmentez la vitesse par incréments de 5 tr / min, toutes les 4-5 minutes. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites.
- À 100 tr/min, ce qui équivaut au débit maximal de la forme d’onde physiologique de l’artère carotide humaine (~400 mL/min), ajouter des particules fluorescentes de polystyrène carboxylé (PS) (2 μm, à une concentration de 1,6 μg/mL) aux 300 mL de PBS dans le contenant en circuit fermé. Imagez la région d’intérêt tous les 10 s pendant 1,5 h (images fixes ou vidéo selon les besoins).
5. Configuration en circuit ouvert : l’étape de lavage
- Ouvrez les pinces des tubes de lavage et de déchets dans les récipients de 1 L (pinces a et d), et fermez immédiatement les pinces des tubes d’entrée et de sortie dans le récipient de 300 mL (pinces b et c) pour changer le système d’une configuration de circuit fermé à ouvert.
- Laissez la majeure partie de l’eau s’écouler du récipient de lavage vers le conteneur à déchets à 100 tr / min. Avant qu’il ne soit complètement transféré, appuyez sur l’arrêt de la pompe péristaltique et fermez les pinces du tube avant l’entrée et après la sortie du modèle carotide.
- À l’aide des filtres appropriés, capturez des images du modèle dans la région d’intérêt pour montrer le dépôt et l’adhérence des particules aux cellules. Déconnectez le modèle carotide. Ajoutez soigneusement et lentement 4 mL de PBS avec une seringue de 10 mL à travers l’entrée du modèle.
- Connectez un « modèle factice » (qui est également un modèle carotide 3D en caoutchouc de silicone utilisé uniquement pour le lavage, sans cellules cultivées) au lieu du modèle carotide, et rincez le système. Ajoutez encore 1 L d’eau et lavez à nouveau le système jusqu’à ce que toute l’eau soit transférée du récipient de lavage aux déchets. Éteignez la pompe péristaltique.
6. Acquisition et analyse des données
- Acquérir un film numérique de dépôt de particules dans la région d’intérêt avec les images prises pendant l’expérience, à l’aide d’un code logiciel personnalisé (voir la table des matériaux).
- Pour cartographier le dépôt des particules le long du modèle, carreler plusieurs images pour couvrir la région d’intérêt examinée(Figure 4A,B).
REMARQUE: Un code logiciel personnalisé peut être écrit pour quantifier le nombre de particules adhérentes sur un site d’intérêt (un exemple de fichier a été fourni en tant qu’informations supplémentaires)17.
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Representative Results
Cet article présente un nouveau protocole pour cartographier le dépôt de particules à l’intérieur de modèles d’artères humaines 3D de taille réelle, qui pourraient fournir une nouvelle plate-forme pour la recherche sur l’administration de médicaments. À l’aide d’une technique d’impression 3D, un modèle de l’artère de bifurcation carotide humaine a été fabriqué(figure 2). Le modèle était en caoutchouc de silicone et ensemencé avec des CE humains (Figure 3). Il est important de savoir si ce protocole a permis la réplication des conditions physiologiques, en particulier en ce qui concerne la dynamique des fluides. Un système de perfusion a été conçu pour infuser des particules à la bifurcation carotide sous l’écoulement constant à l’ampleur de la forme d’onde physiologique caractéristique de la carotide. La figure 1 présente le système de perfusion, qui se compose de la pompe péristaltique, d’un amortisseur d’oscillation, du modèle de bifurcation cultivée, d’un tube et de récipients de fluide.
Pour cartographier le dépôt et l’adhérence des particules perfusées, le modèle artériel a été écrémé sous stéréomicroscope, à la fois à la fin de l’expérience et après lavage (étape 5.3). Les images ont été capturées à l’aide d’un objectif 2x et tuilées ensemble pour former une image entière du modèle. Ensuite, le nombre de particules adhérentes a été calculé à l’aide d’un code logiciel personnalisé. Pour examiner la formation du motif de recirculation à la bifurcation, des billes de verre fluorescentes de 10 μm ont été infusées dans le modèle. La figure 4A montre la recirculation, ce qui suggère que les conditions à l’intérieur du modèle imitent les conditions physiologiques.
Pour cartographier le dépôt de particules à l’intérieur du modèle, 2 particules de PS carboxylées fluorescentes ont été infusées, et leur adhérence aux CE a été irée(figure 4B,C). Ces particules adhéraient différemment à diverses régions le long du modèle - une adhérence plus élevée a été observée hors de la zone de recirculation, où la contrainte de cisaillement de la paroi est élevée. Ces résultats ont été discutés précédemment pour montrer que l’adhérence des particules est fonction de la géométrie du modèle, des caractéristiques de surface des particules et de la contrainte de cisaillement17. Ces cartes de dépôt sont relativement simples et peuvent être obtenues rapidement pour le dépistage de l’affinité des porteurs de médicaments et le ciblage dans des conditions physiologiques dans des modèles spécifiques au patient.
Figure 1: Le système de perfusion. Un système de perfusion a été conçu pour perfuser des fluides sous flux constant. Il est composé (1) d’une pompe péristaltique, (2) d’un amortisseur d’oscillation, (3) du modèle artériel 3D cultivé, et de trois récipients en verre : deux d’une capacité de 1 L (4 et 6) et un troisième pouvant contenir 300 mL de fluide (5). Le système peut fonctionner dans deux configurations: (i) un circuit ouvert, dans lequel les pinces a + d sont ouvertes et b + c sont fermées, ou (ii) un circuit fermé, dans lequel les pinces a + d sont fermées et b + c sont ouvertes. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2: Procédé de fabrication d’un modèle de bifurcation de l’artère carotide 3D. (A-C) La bifurcation carotide humaine, le cadre de moule autour de l’artère et les supports d’impression temporaires ont été conçus. (D, E) Les géométries ont été imprimées à l’aide d’une imprimante 3D. (F) Les supports d’impression temporaires ont été coupés et le modèle a été poncé et pulvérisé avec de la laque. Ensuite, des lames rectangulaires transparentes ont été collées au cadre de tous les côtés. Le caoutchouc de silicone a été coulé lorsque la colle était sèche. Abréviation : 3D = tridimensionnel. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3: Ensemencement des CE à l’intérieur de modèles 3D de l’artère carotide. (A)Modèle 3D réel de la bifurcation carotide humaine en caoutchouc de silicone. Le modèle a été cultivé avec des CE humains et rempli de milieu cellulaire. (B) Le modèle cultivé a été placé sur un rotateur à 37 °C pendant 48 h. (C) Images des CE cultivés à l’intérieur du modèle 3D en champ lumineux et (D) avec DAPI pour la coloration nucléaire en bleu. Barres d’échelle = 10 μm. Abréviations : CE = cellules endothéliales; DAPI = 4′,6-diamidino-2-phénylindole; 3D = tridimensionnel. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4: Perfusage et cartographie de l’adhérence des particules. (A)Image en ligne de stries des rationalisations et de la recirculation (rectangle pointillé) générées lors de la perfusion de particules de verre fluorescentes de 10 μm à un débit constant de 400 mL/min à travers le modèle. (B) Carte des dépôts des particules de PS carboxylées fluorescentes de 2 μm (en rouge) à l’intérieur du modèle cultivé en 3D. Barre d’échelle = 2 mm.(C)Adhérence des particules (en rouge) aux CE cultivés (en bleu-DAPI) à l’intérieur du modèle à un grossissement de 10x. Barre d’échelle = 10 μm. Abréviations : PS = polystyrène; 3D = tridimensionnel; CE = cellules endothéliales; DAPI = 4′,6-diamidino-2-phénylindole. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Renseignements supplémentaires : Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Les approches actuelles pour étudier le ciblage vasculaire des particules ne parviennent pas à reproduire les conditions physiologiques présentes dans le corps humain. Présenté ici est un protocole pour fabriquer des modèles 3D-reconstruits des artères humaines pour étudier le ciblage de particules aux ECs tapissant l’artère sous le flux physiologique appliqué utilisant un système de perfusion personnalisé. Lors du choix du matériau pour l’impression 3D, il est préférable d’utiliser un plastique transparent pour éviter le transfert de pigments vers le modèle en silicone, qui doit être aussi transparent que possible. De plus, il est important de choisir un matériau qui ne se dissout pas dans l’acétone, mais devient plutôt doux et cassant et peut ensuite être facilement retiré du modèle.
Les modèles 3D présentés sont en caoutchouc de silicone, un silicone transparent, mélangé à son agent de durcissement. Il est important de s’assurer que le mélange est toujours à température ambiante ou en dessous, sinon la réticulation entre le silicone et l’agent de durcissement commencera avant le dégazage et la coulée sur les moules. Bien que le polydiméthylsiloxane puisse également être utilisé pour fabriquer de tels modèles (rapport 1:10 avec son réticulation), le caoutchouc de silicone est plus durable. Après avoir imité le modèle dans de l’acétone pour dissoudre le plastique, il est crucial de l’incuber à 60 °C pendant au moins 4 jours pour assurer l’évaporation complète de tout résidu d’acétone. Si de l’acétone reste piégée à l’intérieur du modèle, les cellules ne se développeront pas correctement. Changer le milieu après 24 h et la fixation des cellules après 48 h sont les deux étapes qui impliquent l’injection manuelle de liquide à l’aide d’une seringue de 10 mL. Il est donc important de perfuser lentement, sinon les cellules pourraient être lavées.
Le système de perfusion a deux entrées et deux tubes de sortie. Chaque tube dispose d’une pince à tube en plastique pour le contrôle du débit. La plupart du système de tubes est composé de tubes dimétriques intérieurs (ID) de 4 mm, à l’exception des tubes qui sont serrés dans la pompe, qui sont des tubes ID de 6 mm. L’ID des tubes serrés dans la pompe déterminera le débit maximal qui peut être atteint dans le système. Ce système de perfusion peut également générer une forme d’onde pulsatile en superposant des oscillations sur le débit moyen constant17 en reliant la sortie de l’amortisseur à un ensemble oscillateur, qui superpose la partie oscillatoire d’une forme d’onde désirée sur le débit constant produit par la pompe péristaltique. Cette configuration permet de fonctionner en flux oscillatoire ou dans des conditions de flux constant lorsque l’oscillateur est éteint.
En ce document, le système de perfusion a été personnalisé basé sur des expériences avec la bifurcation humaine 3D d’artère carotide. Par conséquent, si d’autres modèles artériels ou d’autres tubes sont utilisés, les quantités de liquides et le débit peuvent nécessiter des ajustements. Dans de tels cas, le système et le débit devront être étalonnés, tout en assurant un détachement de cellule des parois du modèle. Il est très important d’augmenter progressivement le débit dans la pompe péristaltique pour garantir que les cellules ne sont pas emportées avec le débit. De plus, il est crucial de s’assurer que l’ensemble du système, y compris le tube, le modèle, ainsi que le récipient sont remplis de fluides(par exemple,dans ce cas, il a été rempli d’un volume total de 300 mL de fluide). De plus, avant et après chaque expérience, le système doit être lavé avec de l’eau distillée dans une configuration en circuit ouvert.
Le sang peut également être perfusé dans les modèles à l’aide du système de perfusion17. Dans ce cas, une prudence accrue doit être exercée pour éviter toute fuite, surtout si du sang humain est utilisé. De plus, l’étape de lavage est cruciale car l’eau de Javel doit être perfusée à la fin de l’expérience pour assurer un lavage complet du sang. Après l’eau de Javel, l’eau doit être perfusée comme mentionné dans le protocole. Il est important de noter que dans cet article, des particules de PS carboxylées ont été utilisées, qui ont une composition uniforme et une distribution de taille étroite. De plus, ces particules adhèrent aux cellules principalement par des interactions électrostatiques. Cependant, d’autres nanoporteurs de médicaments peuvent être utilisés, et un ciblage spécifique doit également être examiné avec des particules marqués par ligand, par exemple,vers la molécule d’adhérence anti-intercellulaire 1 et la molécule d’adhésion cellulaire endothéliale antiplaquettaire 1, ce qui augmentera l’accumulation de particules vers les CE sur le site d’intérêt.
De plus, dans ce protocole, les CE ont été fixés avant de connecter les modèles au système de perfusion et d’injecter les particules. L’adhésion des particules aux cellules fixes représente la première étape du processus de liaison et, par conséquent, des expériences avec des cellules vivantes doivent être effectuées, où l’internalisation des particules peut se produire au cours des étapes ultérieures du processus d’adhésion. Ce protocole peut être utilisé pour fabriquer des modèles artériels 3D pour l’étude des porteurs de médicaments dans des conditions physiologiques. L’approche décrite peut aider à l’étude de la prestation des agents dans des conditions spécifiques au patient.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par l’Israel Science Foundation (subvention ISF # 902/18). La bourse de Maria Khoury a été soutenue par le programme doctoral féminin de la baronne Ariane de Rothschild.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D printer | FormLabs | PKG-F2-REFURB | |
| Acetone, absolute (AR grade) | |||
| Connectors | Nordson Medical | FTLL013-1 | Female Luer |
| FTLL230-1 | Female Luer | ||
| FTLL360-1 | Female Luer | ||
| LP4-1 | Male Luer Integral Lock | ||
| Damper | Thermo-Fisher Scientific | DS2127-0250 | Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle |
| Damper Cover | Thermo-Fisher Scientific | 2162-0531 | Nalgene Filling/Venting Closures |
| Elastosil Elastosil RT 601 A | Wacker | 60003805 | |
| Elastosil RT 601 B | Wacker | 60003817 | The crosslinker |
| Endothelial Cell Media | ScienCell | 1001 | |
| Fibrontectin | Sigma Aldrich | F0895-5mg | |
| HUVEC | Lonza | CC-2519 | |
| Isopropyl alcohol, AR grade 99.5% | Remove plastic dust from the sanded model | ||
| Lacquer | Rust-Oleum | 2X-Ultra cover Gloss Clear | |
| Matlab | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | |
| Microscope | Nikon | SMZ25 | |
| Microscope Camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| Peristaltic pump | Watson Marlow | 530U IP31 | With 2 pumpheads: 313D |
| Plastic tube clamp | Quickun | 1-2240-stopvalve-2pcs | |
| Polystyrene Particles | Thermo-Fisher Scientific | F8827 | Diameter = 2 µm |
| Printer resin | FormLabs | RS-F2-GPCL-04 | |
| Rotator | ELMI Ltd. | Intelli-Mixer RM-2 | |
| Solidworks | SolidWorks Corp., Dassault Systèmes | https://www.solidworks.com/ | |
| Tubing | Watson Marlow | 933.0064.016 | Tubing for the pump: 6.4 mm ID |
| All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID | |||
References
- Chiu, J. J., et al. Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells. Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).
- Martorell, J., et al. Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations. Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).
- Karino, T., Goldsmith, H. L. Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).
- Goldsmith, H. L., Karino, T. Platelets in a region of disturbed flow. Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).
- Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease. Biomedical Engineering Online. 8, 30 (2009).
- Peng, B., et al. Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics. Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942 (2015).
- Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).
- Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).
- Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers. Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).
- Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases. Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).
- Cooley, M., et al. Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale. Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).
- Jiang, X. Y., et al. Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).
- Zarins, C. K., et al. Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress. Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).
- Chien, S. Effects of disturbed flow on endothelial cells. Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).
- Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
- Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).
- Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries. Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).
