Verwendung eines murinen Modells psychosozialen Stresses in der Schwangerschaft als translational relevantes Paradigma für psychiatrische Störungen bei Müttern und Säuglingen

Die Mechanismen, die einer erhöhten Anfälligkeit für neuropsychiatrische Störungen bei Müttern und Säuglingen nach nachteiligen mütterlichen Expositionen in der peripartalen Periode zugrunde liegen, bleiben weitgehend unbekannt. Während der Schwangerschaft und des Übergangs in die postpartale Periode treten erhebliche mütterliche physiologische Veränderungen auf, einschließlich mehrerer neuroendokriner Anpassungen, von denen angenommen wird, dass sie nicht nur für die Neuroentwicklung gesunder Nachkommen, sondern auch für die Erhaltung der psychischen Gesundheit der Mutter von entscheidender Bedeutung sind^1,2. Auf der Ebene der mütterlichen Hypothalamus-Hypophysen-Nebennieren-Achse (HPA) werden Anpassungen sowohl in der zirkadianen als auch in der stressinduzierten Glukokortikoidfreisetzung beobachtet, einschließlich eines abgeflachten Rhythmus der tagaktiven HPA-Achsenaktivität und einer gedämpften HPA-Achsenreaktion auf akute Stressoren^3,4,5. Angesichts der Tatsache, dass eine erhöhte HPA-Achsenaktivität bei einer Untergruppe von Frauen mit postpartaler affektiver Dysregulation berichtet wird, einschließlich erhöhter Konzentrationen zirkulierender Glukokortikoide und gehemmtem negativem Feedback^6,7,8, wird angenommen, dass die Exposition gegenüber Stressoren, die zu einer erhöhten postpartalen Stressreaktivität führen und mütterliche HPA-Achsenanpassungen verhindern, die Anfälligkeit für neuropsychiatrische Störungen erhöhen.

Um die Auswirkungen von Stress auf die affektive Dysregulation bei Müttern und Säuglingen aufzuklären, wurden mehrere Nagetiermodelle von Stress in der peripartalen Periode erstellt. Die meisten dieser Modelle sind durch die Anwendung von physischen Stressoren gekennzeichnet, die zu homöostatischen Herausforderungen und Veränderungen des physiologischen Status des Muttertiers⁹führen, wie chronischer Zurückhaltungsstress¹⁰ und Schwimmstress während der^{Schwangerschaft 11}oder postpartale Schockexposition¹². Obwohl gezeigt wurde, dass diese Paradigmen zur Entstehung von postpartalen depressiven Verhaltensweisen und Veränderungen in der mütterlichen Pflege^{führen 10,11,12}, wurden sie durch ihre Unfähigkeit, die psychosoziale Natur von Stressoren, die häufig von menschlichen Müttern erlebt werden, genau zu erfassen, eingeschränkt. Dies wird besonders wichtig, wenn versucht wird, die neuroendokrinen Folgen von chronischem Stress in der peripartalen Periode aufzudecken, da angenommen wird, dass die Verarbeitung verschiedener Arten von Stressoren durch unterschiedliche neuronale Netze vermittelt wird, die die HPA-Achsenaktivierung orchestrieren⁹.

Um diese Einschränkung zu überwinden, haben mehrere Gruppen Stressparadigmen entwickelt, die psychosoziale Beleidigungen oder eine Kombination aus physischen und psychosozialen Stressoren verwenden. Das mütterliche Trennungsmodell, bei dem Muttertiere während der postpartalen Periode^{13 , 14}für mehrere Stunden pro Tag von ihren Welpen getrennt^werden,und das chronische soziale Stressmodell, bei dem die Muttertiere in Gegenwart ihrer^{Würfe 15 , 16 einem}männlichen Eindringling ausgesetzt^sind,konnten das Auftreten von Anomalien in der mütterlichen Pflege und depressiven Phänotypen im Zusammenhang mit physischen Stressparadigmen reproduzieren. Das Paradigma des chronischen Ultramild-Stresses, bei dem schwangere weibliche Mäuse einer Vielzahl von psychosozialen Beleidigungen ausgesetzt sind, einschließlich Käfigneigung und Beleuchtung über Nacht, sowie erheblichen physiologischen Beleidigungen wie Zurückhaltungsstress und Nahrungseinschränkung, hat weiter gezeigt, dass die Exposition gegenüber einer gemischten Natur von Stressoren zu Anomalien im mütterlichen Verhalten führt, einschließlich Beeinträchtigungen der mütterlichen Aggression. sowie Dysregulation in der circadianen Aktivität der HPA-Achse^17,18. In Übereinstimmung mit diesen Ergebnissen führt ein alternierendes Zurückhaltungsstress- und Überfüllungsmodell während der Schwangerschaft zu Erhöhungen des postpartalen mütterlichen zirkadianen Corticosteronspiegels sowie zu Veränderungen in der mütterlichen Versorgung, obwohl keine Unterschiede in der HPA-Achsenreaktivität nach postpartaler Exposition gegenüber neuartigen akuten Beleidigungen beobachtet werden¹.

Eine Erweiterung dieser Arbeit, die ein Schwangerschaftsstressparadigma erzeugt, das mehrere psychosoziale Beleidigungen verwendet, die auf unvorhersehbare Weise präsentiert werden, und den Einsatz physiologischer Stressoren minimiert. Studien haben bereits gezeigt, dass dieses chronische psychosoziale Stressparadigma (CGS) zur Entwicklung einer dysfunktionalen mütterlichen HPA-Achse führt, einschließlich einer erhöhten Stressreaktivität in der frühen postpartalen Periode¹⁹. Diese Veränderungen sind mit Anomalien im mütterlichen Verhalten verbunden, einschließlich Veränderungen in der Qualität der mütterlichen Versorgung, die von Welpen erhalten werden, und das Auftreten von anhedonischen und angstähnlichen Verhaltensweisen¹⁹, Merkmale, die mit perinataler Stimmung und Angststörungen übereinstimmen^20,21. Darüber hinaus nimmt die Gewichtszunahme der Nachkommen während der postnatalen Periode nach der In-utero-Exposition gegenüber CGS¹⁹ab, was darauf hindeutet, dass CGS in zukünftigen Generationen anhaltende negative Programmeffekte haben kann.

Ziel bei der Entwicklung des CGS-Paradigmas war es, in erster Linie klinisch relevante Stressoren zu verwenden, die die Art, Intensität und Häufigkeit von Beleidigungen, die oft mit neuroendokriner Dysregulation und der Entwicklung von perinatalen Stimmungs- und Angststörungen verbunden sind, genau erfassen. Hier bietet die Studie ein detailliertes Protokoll, wie schwangere weibliche Mäuse CGS unterzogen werden können, sowie nachgelagerte Bewertungen, mit denen die Gültigkeit des Modells getestet werden kann.

Alle beschriebenen Tierversuche wurden vom Animal Care and Use Committee am Cincinnati Children's Medical Center genehmigt und entsprachen den Richtlinien der National Institutes of Health. Ad libitum Zugang zu Standard-Nagetier-Chow und Wasser wurde den Mäusen zu jeder Zeit zur Verfügung gestellt, auch während des CGS-Paradigmas. Mäuse wurden in einem Hell-Dunkel-Zyklus von 14 h / 10 h (Lichter um 06:00 Uhr) untergebracht, sofern nicht anders angegeben (d. H. Exposition gegenüber Lichtern über Nacht).

1. Vorbereitung auf zeitaufgenommene Paarungen

1. Mindestens 2 Wochen vor der Einrichtung der zeitlichen Paarung werden die erwachsenen weiblichen Mäuse zusammen in einem Standard-Mauskäfig (18,4 cm x 29,2 cm x 12,7 cm) untergebracht, vier Mäuse pro Käfig. Beschriften Sie jede weibliche Maus über eine Ohrmarke mit einer bestimmten ID-Nummer.
   HINWEIS: C57BL6 weibliche Mäuse ohne vorherige Schwangerschaft und im Alter zwischen 3 und 6 Monaten wurden für dieses Protokoll verwendet.
2. Mindestens 1 Woche vor der Einrichtung von zeitlich abgestimmten Paarungen die erwachsenen männlichen Mäuse einzeln beherbergen, die für die Paarung verwendet werden sollen.

2. Einrichten von zeit zeitigen Paarungen

1. Richten Sie die zeitierten Paarungen um 18:00 Uhr ein. Nehmen Sie zwei weibliche Mäuse und legen Sie sie in einen Käfig, in dem sich eine einzeln untergebrachte männliche Maus befindet. Trennen Sie die zeitgemessierten Paarungen am nächsten Morgen um 08:00 Uhr.

3. Überprüfung des Kopulationspfropfens, der als Schwangerschaftstag 0,5 (G0,5) bezeichnet wird

1. Überprüfen Sie unmittelbar nach dem Trennen der zeitlich angeordneten Paarungen das Vorhandensein eines Kopulationspfropfens bei den weiblichen Mäusen. Das Vorhandensein eines Kopulationssteckers markiert G0,5. Lassen Sie die Maus das Drahtgitter im Käfig halten und heben Sie es vorsichtig am Schwanz an, um die Vaginalöffnung zu visualisieren.
   HINWEIS: Das Vorhandensein eines Kopulationspfropfens weist darauf hin, dass sexuelle Aktivität stattgefunden hat, garantiert jedoch keine Schwangerschaft. Wenn Sie versuchen, die Anzahl der benötigten experimentellen Mäuse zu berechnen, erwarten Sie, dass 50% der Mäuse von zeitgesteuerten Paarungen und einer Schwangerschaft verstopft werden, um eine Inzidenz von 60% -70% zu erreichen.
2. Verwenden Sie eine einfache visuelle Untersuchung, um das Vorhandensein eines Kopulationspfropfens (eine undurchsichtige weißlich gehärtete Masse innerhalb oder leicht aus der Vaginalöffnung herausragend) zu identifizieren. Wenn der Kopulationsstopfen durch einfache visuelle Untersuchung nicht leicht zu identifizieren ist, führen Sie vorsichtig eine stumpfe Endsonde in die Vaginalöffnung ein. Identifizieren Sie die Pfropfen, die sich weiter hinten in der Vagina befinden, durch den Widerstand des Sondeneinführungs.
3. Trennen Sie die weiblichen Mäuse mit Kopulationspfropfen und Gruppenhaus in Standard-Mauskäfigen, 3 bis 4 Mäuse pro Käfig.

4. Vorbereitung auf das CGS-Paradigma

1. Weisen Sie Käfige, die weibliche Mäuse mit kopatorischen Plugs beherbergen, nach dem Zufallsprinzip zwei Gruppen auf G5.5 zu: Kontroll- und CGS-Gruppe. Versuchen Sie, Käfige zu randomisieren, um eine ungefähr gleiche Anzahl von Mäusen pro Gruppe zu haben. Übertragen Sie die Mäuse in saubere Standard-Mauskäfige und beschriften Sie sie mit einem "Nicht stören"-Schild. Bezeichnen Sie diese Käfige als "Heimkäfige", damit Mäuse sie am Ende jedes Stressors platzieren können.
2. Legen Sie einen separaten Raum in der Mauseinrichtung fest, um das CGS-Paradigma auszuführen. Entwerfen Sie ein 11-tägiges Stressor-Regime, das von G6.5 bis G17.5 reicht, um jeden der 7-Tage-Stressoren [Exposition gegenüber Fremdkörpern (Murmeln oder Legos), Geruchsexposition von Raubtieren (schmutzige Rattenbettwäsche), 30 ° Käfigneigung, häufiger Wechsel der Bettwäsche, Bettungsentfernung, Bewegung auf Shaker] zweimal täglich zu nutzen und jeden der 3 Nachtstressoren (Nachtlichter an, Käfigpartnerwechsel, Exposition gegenüber nasser Einstreu) über Nacht auf zufällige Weise. Einen möglichen Beispielzeitplan und ein Schema der unten beschriebenen Experimente finden Sie in Abbildung 1.
   HINWEIS: Jeder Tägliche Stressor sollte in den Lichtzyklus von Mäusen fallen (Lichter an 06:00 h-20:00 h) und 2 h dauern, mit mindestens 2 h Pause zwischen Stressoren. Jeder Nachtstressor sollte zu Beginn des Dunkelzyklus (Licht aus 20:00 Uhr) aufgestellt und zu Beginn des Lichtzyklus getrennt werden (Lichter auf 06:00 Uhr).

5. Ausführen des CGS-Paradigmas

1. Richten Sie spezifische Stressoren auf einem statischen Standardkäfig mit gefilterter Oberseite und Wasserflasche in dem Raum ein, der für das CGS-Paradigma vorgesehen ist. Bereiten Sie die Anzahl der statischen Käfige vor, die für das Experiment benötigt werden, abhängig von der Anzahl der Mauskäfige, die während der Randomisierung CGS unterzogen werden sollen. Bevor Sie mit jedem Stressor beginnen, übertragen Sie die Mauskäfige der CGS-Gruppe aus dem Gehäuseraum in den CGS-Raum.
   HINWEIS: Führen Sie die Handhabung / Übertragung von Mäusen vom Heimkäfig zum Versuchskäfig und zurück in Laminar-Flow-Hauben durch.
2. Wenden Sie die folgenden Stressoren gemäß dem vordefinierten Regime an (siehe Schritt 4.2).
   1. Exposition gegenüber Fremdkörpern (Murmeln oder Legos): Legen Sie sechs Murmeln (14 mm Durchmesser) oder sechs Legos (verschiedene Formen, nicht mehr als 4 cm Höhe) zufällig in einen sauberen statischen Käfig mit Mausbettwäsche, ohne die Maus nestlets einzubeziehen. Legen Sie die Mäuse zusammen mit ihren Heimischen Käfigkollegen für 2 h in den statischen Käfig mit Fremdkörpern. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
      HINWEIS: Reinigen Sie die Fremdkörper nach Gebrauch.
   2. Raubtiergeruchsexposition (schmutzige Rattenbettwäsche): 1 cm tief in die Tiefe der frischen schmutzigen Rattenbettwäsche von weiblichen Ratten in einen sauberen statischen Käfig ohne Mausbettwäsche legen, ohne die Mauseinbettungen einzubeziehen. Legen Sie die Mäuse zusammen mit ihren Heimkäfig-Gegenstücken für 2 h in den statischen Käfig mit schmutziger Ratteneinstreu. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
   3. 30° Käfigneigung: Legen Sie die Mäuse mit ihren Heimkäfig-Gegenstücken in einen sauberen statischen Käfig mit Mauseinstreu, ohne die Maus nestlets einzubeziehen. Neigen Sie den Käfig für 2 h um 30° gegen die Wand. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
   4. Häufige Bettwechsel: Legen Sie die Mäuse mit ihren Heimkäfig-Gegenstücken in einen sauberen statischen Käfig mit Mauseinstreu, ohne die Maus-Nestlets einzubeziehen. Ersetzen Sie die Mausbettwäsche alle 10 Minuten für 2 Stunden durch saubere Mausbettwäsche. Legen Sie die Mäuse während des Wechsels der Mauseinstreu vorsichtig in einen anderen sauberen Käfig, um einen direkten Kontakt mit den Mäusen zu vermeiden. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
   5. Einstreuentfernung: Legen Sie die Mäuse zusammen mit ihren Heimkäfigkollegen für 2 h in einen leeren, sauberen statischen Käfig (ohne Mauseinstreu oder Schmiedungen). Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
   6. Bewegung auf Shaker: Legen Sie die Mäuse mit ihren Heimischen Käfig-Gegenstücken in einen sauberen statischen Käfig mit Mausbettung, ohne die Maus-Nestlets einzubeziehen. Stellen Sie den statischen Käfig auf einen reziproken Laborschüttler, der für 2 h auf 140 Hübe pro Minute eingestellt ist. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
   7. Nächtliche Lichteinwirkung: Legen Sie die Mäuse mit ihren Heimkäfig-Gegenstücken in einen sauberen statischen Käfig mit Mausbettung, ohne die Maus nestlets einzubeziehen. Lassen Sie die Lichter über Nacht eingeschaltet (20:00 h-06:00 h), um den Dunkelzyklus zu stören. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
   8. Käfigpartnerwechsel: Übertragen Sie die Maus in einen sauberen statischen Käfig mit Mausbettwäsche, der von einer anderen Gruppe von zwei weiblichen Mäusen (intakte Weibchen, die nicht Teil der Behandlungs- oder Kontrollgruppe sind) untergebracht wird. Halten Sie die Maus über Nacht im statischen Käfig mit unbekannten Käfigkameraden. Bringen Sie die Maus am Ende des Stressors in ihren Heimkäfig mit ihren spezifischen Heimkäfig-Gegenstücken zurück.
   9. Exposition gegenüber nasser Einstreu: Füllen Sie den statischen Käfig mit Mausbettwäsche mit sauberem Wasser, das bei 24 °C gehalten wird, bis die Einstreu mit Wasser gesättigt ist. Legen Sie die Mäuse zusammen mit ihren Heimkäfigkollegen über Nacht in den statischen Käfig mit nasser Einstreu. Bringen Sie die Mäuse am Ende des Stressors mit den gleichen Gegenstücken in ihren Heimkäfig zurück.
3. Halten Sie während des CGS-Paradigmas die Kontrollmäuse ungestört in ihren Heimkäfigen im Wohnraum.
4. Ersetzen Sie die gebrauchten Heimkäfige durch neue Heimkäfige auf G10.5. Auf G17.5, am Ende des Stressors über Nacht, werden alle versuchsexperimentellen Mäuse einzeln untergebracht, um sich auf die Geburt und die nachgelagerten funktionsbezogenen Bewertungen vorzubereiten.

6. Überwachung der experimentellen Mäuse während des CGS-Paradigmas

1. Überwachen Sie die Mäuse alle 1 h während der Stressor-Anwendung, außer während der Stressoren über Nacht.
2. Schließen Sie die Mäuse, die Belastungszeichen wie Wunden, Lethargie oder körperliche Anomalien aufweisen, aus dem Experiment aus. Wenden Sie sich bei Bedarf an das tierärztliche Personal.

7. Messung der prozentualen Körpergewichtszunahme während der Schwangerschaft bei den Versuchsmäusen (optional)

1. Auf G6.5 die Mäuse einzeln wiegen, bevor Sie Stressoren ausgesetzt werden. Auf G17.5, am Ende des Stressors über Nacht, wiegen Sie die Mäuse einzeln. Wiegen Sie die Kontrollmäuse zu den entsprechenden Gestationszeitpunkten.
2. Messen Sie die prozentuale Körpergewichtszunahme während der Schwangerschaft, indem Sie das Gewicht des ersten Tages des CGS-Paradigmas (G6,5) auf 100% festlegen.

8. Messung der postpartalen relativen Nebennierengewichte bei Versuchsmäusen (optional)

1. Wiegen Sie am postpartalen Tag 2 (PP2) die Steuerung und die CGS-Dämme einzeln. Euthanisieren Sie die Dämme durch Kohlendioxid-Inhalation, gefolgt von zervikaler Dislokation in einem Abzug.
2. Legen Sie die Mäuse auf eine Dissektionsplatte, sterilisieren Sie den Bauchbereich mit 70% Ethanol und öffnen Sie die Bauchhöhle mit einer Schere, um einen vertikalen Schnitt zu machen. Isolieren Sie die Nebennieren, die sich neben dem vorderen Pol der Nieren befinden, mit einer Zinnen bilateral. Sezieren Sie sorgfältig das Fettgewebe, das die Nebennieren unter einem Seziermikroskop umgibt.
3. Wiegen Sie die bilateralen Nebennieren einzeln. Berechnen Sie die relativen Nebennierengewichte in Milligramm pro Gramm (Gesamtgewicht der rechten und linken Nebennieren/Körpergewicht).

9. Messung der postpartalen Hypothalamus-Hypophysen-Nebennierenachse (HPA) bei den experimentellen Mäusen (optional)

1. In Vorbereitung auf HPA-Achsenmessungen euthanasieren Sie Würfe am postpartalen Tag 0 (PP0) auf 6 Welpen pro Wurf. Verwenden Sie Kohlendioxid-Inhalation, gefolgt von enthaupten mit chirurgischer Schere als sekundäre Methode der Euthanasie.
2. Am postpartalen Tag 2 (PP2) halten Sie die Kontrolle und die CGS-Dämme in einem gut belüfteten 50-ml-Polypropylen-Konusrohr für 20 Minuten einzeln zurück. Entfernen Sie die Maus unmittelbar nach der Zurückhaltungsbelastung aus dem konischen Schlauch und halten Sie die Maus mit der nicht dominanten Hand zurück, indem Sie die lose Haut über die Schultern und nach vorne an die Ohren halten, um die Haut über dem Unterkiefer straff zu halten.
3. Punktion der Submandibulären Vene mit einer Lanzette leicht hinter dem Unterkiefer, aber vor dem Gehörgang. Sammeln Sie bis zu 100 μL mütterliches Blut in einem Serumseparatorröhrchen. Nach der Probenentnahme sanften Druck mit Gaze auf die Einstichstelle ausüben, um die Blutung zu stoppen. Bringen Sie die Dämme in den Hauskäfig zurück, sobald die Blutung aufhört.
4. Zentrifugieren Sie das Serumseparatorröhrchen bei 21.130 x g für 6 min und entfernen Sie das Serum vorsichtig. Lagern Sie das Serum bei -20 °C für den späteren Gebrauch. Messen Sie die Serumkorticosteronkonzentration mit einem ELISA-Kit nach dem Protokoll des Herstellers.

10. Messung der postpartalen Verhaltensänderungen bei den Versuchsmäusen (optional)

1. Um sich auf die Verhaltensanalyse vorzubereiten, keulen Sie Würfe auf 6 Welpen pro Wurf auf PP0.
2. Führen Sie eine Analyse der Fragmentierung der mütterlichen Pflege von PP2 bis PP5 durch. Setzen Sie die Dämme an jedem Tag während des Lichtzyklus für eine 5-minütige Gewöhnungszeit dem Testraum aus, bevor Sie das mütterliche Verhalten für einen Zeitraum von 30 Minuten auf Video aufnehmen.
   1. Beurteilen Sie die Fragmentierung der mütterlichen Pflege, indem Sie die durchschnittliche Länge eines einzelnen Leck- / Pflegekampfes und die Gesamtzahl der von Mutterdämmen durchgeführten Kämpfe^{messen 19}.
      HINWEIS: Leck- / Pflegeverhalten ist definiert als ein Verhalten, bei dem der Damm mit seiner Zunge Kontakt mit dem Körper des Welpen herstellt oder der Welpe vom Muttertier mit seinen Vorpfeupen behandelt wird. Ein Kampf ist definiert als eine ununterbrochene Zeitspanne, in der der Damm mit dem Lecken / Pflegen seiner Welpen beschäftigt ist.
3. Führen Sie die Analyse der Anhedonie mittels Saccharose-Präferenztest (SPT) von PP0 bis PP6 durch. Setzen Sie die Dämme einer 100-ml-Flasche sauberem Wasser und einer 100-ml-Flasche mit 4% igem Saccharoselösung in ihrem Hauskäfig aus. Messen Sie die Menge an Wasser und Saccharose, die täglich verbraucht wird (in ml). Tauschen Sie die Flaschenplatzierung im Heimkäfig aus. Berechnen Sie die Saccharosepräferenz anhand der Durchschnittswerte der letzten 4 Tage: Präferenz % = [(Saccharoseverbrauch / Saccharose + Wasserverbrauch) x 100].
4. Führen Sie eine Analyse des angstähnlichen Verhaltens über ein erhöhtes Nulllabyrinth (EZM) auf PP8 durch. Platzieren Sie die Dämme einzeln auf dem EZM-Gerät, das aus zwei geschlossenen Quadranten und zwei offenen Quadranten besteht, die vom Boden angehoben sind. Lassen Sie die Dämme das Labyrinth 5 Minuten lang ungestört erkunden. Quantifizieren Sie die im offenen Quadranten verbrachte Zeit und die Anzahl der Einträge in den offenen Quadranten.

11. Messung der Gewichtsveränderungen der postnatalen Nachkommen (optional)

1. Um sich auf die Gewichtsanalyse der Nachkommen vorzubereiten, keulen Sie Würfe am Tag der Geburt (postnataler Tag 0, PN0) auf 6 Welpen pro Wurf.
2. Zeichnen Sie das Gewicht der Welpen auf PN0 und zu verschiedenen Zeitpunkten während der postnatalen Periode auf (PN2, 7, 15, 21).

Die Exposition der trächtigen weiblichen Mäuse gegenüber CGS führt zu Veränderungen chronischer stressrelevanter Parameter, einschließlich einer Verringerung der Körpergewichtszunahme während der Schwangerschaft (Abbildung 2A) und erhöhten Nebennierengewichten in der frühen postpartalen Periode (Abbildung 2B)19. Wichtig ist, dass die Exposition gegenüber CGS zu postpartalen Anomalien in der mütterlichen neuroendokrinen Funktion führt. CGS-Muttertiere weisen eine hyperaktive HPA-Achse auf, wie die erhöhten Serumkorticosteronspiegel nach der Anwendung einer neuartigen akuten Beleidigung belegen (Abbildung 3)19.

Die Exposition der trächtigen weiblichen Mäuse gegenüber CGS führt in der frühen postpartalen Periode zu Verhaltensanomalien, die die Entstehung eines depressiven Phänotyps widerzuspiegeln scheinen. CGS-Muttertiere zeigen Veränderungen in der mütterlichen Versorgung, was sich in einer Zunahme des Grades der Fragmentierung der mütterlichen Signale widerspiegelt, die von den Welpen empfangen werden. Die durchschnittliche Dauer von Leck-/Pflegeanfällen ist reduziert und mit einer Zunahme der mittleren Anzahl von Anfällen nach CGS verbunden, was auf zahlreiche kurze Episoden von Pflegeverhalten hinweist (Abbildung 4A, B)19. Die Saccharosepräferenz ist auch bei CGS-Dämmen im Vergleich zu Kontrolldämmen gedrückt, was auf das Vorhandensein von Anhedonie hindeutet (Abbildung 4C)19. Schließlich zeigen die CGS-Dämme auch ein erhöhtes angstbedingtes Verhalten, gemessen an einer Verringerung der Zeit, die in den offenen Quadranten des EZM im Vergleich zu Kontrolldämmen verbracht wird (Abbildung 4D)19.

Bei den Nachkommen führt die Exposition gegenüber CGS in-utero zu einer verminderten Gewichtszunahme während der postnatalen Periode, vom postnatalen Tag 7 bis 21, obwohl bei der Geburt keine Veränderungen beobachtet werden. Diese Verringerung der Körpergewichtszunahme ist bei Nachkommen beider Geschlechter vorhanden (Abbildung 5)19. Bemerkenswert ist, dass das CGS-Paradigma keinen Einfluss auf die Schwangerschaftslänge, die Wurfgröße oder das Geschlechterverhältnis pro Wurf hatte (Daten nicht gezeigt)19.

Abbildung 1: Schematische Darstellung des CGS-Paradigmas und der funktionalen Bewertungen zur Validierung. Diese Zahl wurde von Zoubovsky, S.P. et al.19modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Veränderungen der chronischen stressbedingten Parameter in den Mutterdämmen nach CGS-Exposition. (A) Veränderungen des Körpergewichts von G6,5-G17,5, Kontrolle = 17, CGS = 17. (B) Relative mütterliche Nebennierengewichte bei PP2, Kontrolle = 20, CGS = 15. *p < 0,05, ****p < 0,0001. Diese Zahl wurde von Zoubovsky, S.P. et al.19modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3:Mütterliche HPA-Achsenmessungen nach CGS-Exposition. Mütterliche Serumkorticosteronspiegel gemessen nach 20 Minuten Zurückhaltungsstress auf PP2, Kontrolle = 8, CGS = 5. Daten dargestellt als Mittelwert + REM. *p < 0,05. Diese Zahl wurde von Zoubovsky, S.P. et al.19modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Verhaltensänderungen in der frühen postpartalen Periode bei Mutterdämmen nach CGS-Exposition. (A) Mittlere Dauer und (B) Anzahl der leckenden/pflegenden Kämpfe, die von PP2-PP5 aufgezeichnet wurden, Kontrolle = 17, CGS = 17. (C) Prozentuale Saccharosepräferenz bei SPT, Kontrolle = 17, CGS = 19. (D) Gesamtzeit, die während des 5-minütigen Zeitraums im offenen Quadranten des EZM verbracht wurde, Kontrolle = 17, CGS = 19. Die Daten werden als Mittelwert + REM *p < 0,05, **p < 0,01 dargestellt. Diese Zahl wurde von Zoubovsky, S.P. et al.19modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 5: Veränderungen des Körpergewichts der Nachkommen während der postnatalen Entwicklung nach in-utero-Exposition gegenüber CGS. Das Körpergewicht der Nachkommen gemessen von PN0 bis PN21, Kontrolle = 17 Würfe, CGS = 17 Würfe. *p < 0,05, ****p < 0,0001. Diese Zahl wurde von Zoubovsky, S.P. et al.19modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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