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Methodenartikel

Erzeugung von zwei sackförmigen Elastase-verdauten Aneurysmen mit unterschiedlicher Hämodynamik bei einem Kaninchen

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DOI:

10.3791/62518

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15. April 2021

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1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Experimental Surgery Facility, Department for Biomedical Research, Faculty of Medicine, University of Bern

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zur Erstellung eines Kaninchenmodells mit zwei Elastase-verdauten Aneurysmen mit unterschiedlicher Hämodynamik (Stumpf- und Bifurkationskonstellation). Dies ermöglicht die Erprobung neuartiger endovaskulärer Geräte in Aneurysmen mit unterschiedlicher Angioarchitektur und hämodynamischen Bedingungen innerhalb eines einzelnen Tieres.

Zusammenfassung

Präklinische Tiermodelle mit hämodynamischen, morphologischen und histologischen Merkmalen, die den humanen intrakraniellen Aneurysmen ähneln, spielen eine Schlüsselrolle für das Verständnis der pathophysiologischen Prozesse und die Entwicklung und Erprobung neuer therapeutischer Strategien. Diese Studie zielt darauf ab, ein neues Kaninchen-Aneurysma-Modell zu beschreiben, das die Erzeugung von zwei Elastase-verdauten sackförmigen Aneurysmen mit unterschiedlichen hämodynamischen Bedingungen innerhalb desselben Tieres ermöglicht.

Fünf weibliche neuseeländische weiße Kaninchen mit einem Durchschnittsgewicht von 4,0 (± 0,3) kg und einem Durchschnittsalter von 25 (±5) Wochen wurden einer mikrochirurgischen Stumpf- und Bifurkationsaneurysmabildung unterzogen. Ein Aneurysma (Stumpf) wurde durch Exposition der rechten Halsschlagader (CCA) an seinem Ursprung am brachiozephalen Stamm erzeugt. Ein temporärer Clip wurde am CCA-Ursprung und ein weiterer 2 cm darüber angebracht. Dieses Segment wurde mit einer lokalen Injektion von 100 U Elastase für 20 min behandelt. Ein zweites Aneurysma (Bifurkation) wurde erzeugt, indem ein Elastase-behandelter arterieller Beutel in die End-to-Side-Anastomose der rechten CCA zur linken CCA vernäht wurde. Die Durchgängigkeit wurde unmittelbar nach der Erstellung durch Fluoreszenzangiographie kontrolliert.

Die durchschnittliche Operationsdauer betrug 221 min. Die Entstehung von zwei Aneurysmen im selben Tier war bei allen Kaninchen ohne Komplikationen erfolgreich. Alle Aneurysmen wurden unmittelbar nach der Operation patentiert, mit Ausnahme eines Bifurkationsaneurysmas, das eine extreme Gewebereaktion aufgrund von Elastase-Inkubation und einer sofortigen intraluminalen Thrombose zeigte. Während der Operation und der Nachbeobachtung von bis zu einem Monat wurde keine Mortalität beobachtet. Die Morbidität beschränkte sich auf ein vorübergehendes vestibuläres Syndrom (ein Kaninchen), das sich innerhalb eines Tages spontan erholte.

Hier wird zum ersten Mal die Machbarkeit demonstriert, ein Kaninchenmodell mit zwei Aneurysmen mit stumpf- und bifurkationshämodynamischen Eigenschaften und stark degenerierten Wandbedingungen zu erstellen. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung des natürlichen Verlaufs und möglicher Behandlungsstrategien auf der Grundlage der Aneurysmabiologie unter verschiedenen Strömungsbedingungen.

Einleitung

Das intrakranielle Aneurysma ist eine schwere Erkrankung mit einer Mortalitätsrate nach einer Ruptur von 50% und einer langfristigen Behinderung bei 10-20% der Patienten1. In den letzten zehn Jahren gab es eine rasante Entwicklung endovaskulärer Behandlungsmöglichkeiten, aber gleichzeitig auch eine steigende Rezidivrate mit bis zu 33% der Aneurysma-Rekanalisation nach dem Coiling 2,3. Zum besseren Verständnis der Pathophysiologie, die Aneurysma-Okklusion und Rekanalisation zugrunde liegt, sowie für die Entwicklung und Erprobung neuer endovaskulärer Geräte besteht derzeit ein Bedarf an zuverlässigen präklinischen Modellen, deren hämodynamische, morphologische und histologische Merkmale denen von humanen intrakraniellen Aneurysmen ähneln 4,5,6 . Bis heute gibt es kein definiertes Modell als Standard für präklinische Studien, und den Forschern steht eine breite Palette von Arten und Techniken zur Verfügung 7,8.

Das Kaninchen ist jedoch aufgrund der Größe und hämodynamischen Ähnlichkeiten zwischen seinen Halsarterien und den menschlichen Hirngefäßen sowie seiner ähnlichen Gerinnungs- und Thrombolyseprofile von besonderem Interesse. Mehrere Modelle mit elastase-verdauten sackförmigen Aneurysmen an den gemeinsamen Halsschlagadern (CCAs) haben qualitative und quantitative Ähnlichkeiten mit humanen intrakraniellen Aneurysmen in Bezug auf Strömungsbedingungen, geometrische Merkmale und Wandeigenschaften gezeigt 9,10,11,12. Diese Studie zielt darauf ab, eine Technik zu beschreiben, um ein neues Kaninchen-Aneurysma-Modell mit Stumpf- und Bifurkation-Elastase-verdauten Aneurysmen im selben Tier zu erstellen. Die Operationstechniken sind inspiriert von denen von Hoh et al.13 und Wanderer et al.14 mit leichten Modifikationen, um eine gute Standardisierung und Reproduzierbarkeit zu gewährleisten und eine niedrige Mortalität und Morbidität zu gewährleisten.

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Protokoll

HINWEIS: Das Experiment wurde vom Lokalen Komitee für Tierpflege des Kantons Bern, Schweiz genehmigt (Antragsnummer BE108/16), und alle Tierpflege und -verfahren wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien und den 3R-Prinzipien 15,16 durchgeführt. Die Daten werden gemäß den ARRIVE-Richtlinien gemeldet. Das perioperative Management wurde von einem zertifizierten tierärztlichen Anästhesisten durchgeführt. Für die Studie wurden weibliche neuseeländische weiße Kaninchen mit einem Durchschnittsgewicht von 4,0 (± 0,3) kg und einem Durchschnittsalter von 25 (±5) Wochen bei einer Raumtemperatur von 22-24 ° C mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Wasser, Pellets und Heu untergebracht.

1. Präoperative Phase und Anästhesie

  1. Führen Sie eine klinische Untersuchung durch, wie von der Association of Veterinary Anesthetists und dem European and American College of Veterinary Anesthesia and Analgesia empfohlen, um zu bestätigen, dass die Kaninchen gesund sind, indem Sie jedes Tier wiegen, die Schleimhaut bewerten, die Kapillarnachfüllzeit und Pulsqualität dokumentieren und eine Lungen- und Herzauskultation sowie eine Bauchpalpation durchführen.
  2. Basierend auf dem klinischen Befund weisen Sie jedem Kaninchen eine Klassifizierung der American Society of Anesthesiologists (ASA) zu17. Führen Sie eine Operation nur bei Tieren mit einem ASA I-Score durch.
  3. Rasieren Sie beide äußeren Ohren und tragen Sie Prilocain-Lidocain-Creme auf Ohrarterien und Venen auf. Erreichen Sie eine tiefe Sedierung mit einer Kombination aus Ketamin 20 mg/kg, Dexmedetomidin 0,1 mg/kg und Methadon 0,3 mg/kg subkutan injiziert (SC). Lassen Sie die Tiere 15 min ungestört. Geben Sie zusätzliche Sauerstoffversorgung (3 L / min) durch eine gelöste Gesichtsmaske und überwachen Sie mit einem Pulsoximeter.
  4. Legen Sie eine 22 G Kanüle in die linke aurikuläre Zentralarterie sowie in eine Ohrvene. Eine Vollnarkose mit Propofol 1-2 mg/kg intravenös (IV) bis zur Wirkung (Verlust des Schluckreflexes) induzieren. Fahren Sie mit der endo-trachealen Intubation über einen Silikonschlauch (3 mm Innendurchmesser) fort.
  5. Rasieren Sie die Stirn, um die pädiatrischen elektroenzephalographischen (EEG) Sensoren zu platzieren. Rasieren Sie das Operationsfeld und injizieren Sie Ropivacainhydrochlorid 0,75 % intradermal.
  6. Stellen Sie das Kaninchen im Rückenliegen auf den Operationstisch, installieren Sie eine vollständige Überwachung und verbinden Sie den Endo-Trachealtubus mit einem widerstandsarmen pädiatrischen Kreissystem. Beibehaltung der Anästhesie mit Verabreichung von Isofluran in Sauerstoff, wobei eine maximale Endtidalkonzentration (Et) von 1,3 % angestrebt wird.
  7. Bieten Sie eine kontinuierliche Infusion von Ringerlaktat 5 ml / kg / h durch den venösen Zugang. Sicherstellung der klinischen und instrumentellen Überwachung bis zur Extubation mittels Pulsoximetrie, Doppler- und invasivem Blutdruck, 3-Kanal-Elektrokardiogramm, EEG, Rektaltemperatur sowie ein- und ausgeatmeten Gasen.
  8. Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit Povidonjod aus dem Manubrium sterni in die Kieferwinkel und tragen Sie die sterile Drapierung auf. Während der Operation eine Analgesie mit Lidocain (Infusion mit konstanter Rate (CRI) von 50 μg/kg/min) und Fentanyl (CRI von 3-10 μg/kg/h) durchführen. Führen Sie eine spontane oder unterstützte Beatmung durch. Permissive Hyperkapnie zulassen.
  9. Führen Sie während der Operation mindestens eine arterielle Blutgasanalyse durch. Im Falle einer Hypotonie (mittlerer arterieller Druck unter 60 mmHg) behandeln Sie es mit Noradrenalin, titriert bis zur Wirkung. Verwenden Sie ein Heizkissen oder ein Heizlufterwärmungssystem, um Unterkühlung zu verhindern (Ziel: Rektaltemperatur 37,5-38,5 °C).
    HINWEIS: Da der invasive arterielle Blutdruck an der linken Ohrarterie gemessen wird, stoppt das Abschneiden der linken CCA den Blutfluss und unterdrückt die Kurve. Der Blutdruck muss dann bis zum Wiederöffnen des Gefäßes mit der Doppler-Technik gemessen werden.

2. Chirurgie

  1. Annähern
    1. Machen Sie einen mittleren Hautschnitt vom Zungenbein bis zu einem Punkt 1,5 cm kaudal zum Manubrium sterni mit einem Skalpell. Bereiten Sie das Unterhaut- und Fettgewebe aus dem medialen Schnitt vor, während Sie eine sorgfältige Hämostase durchführen.
    2. Befreien Sie den Musculus sternocephalicus vom anhaftenden Bindegewebe und wenden Sie Lidocain topisch an (2-4 mg / kg, vorzugsweise Lidocain 1%), um Myoklonus zu vermeiden. Belichten Sie den rechten CCA medial des Sternocephalicus-Muskels und halten Sie ihn mit feuchten Tupfern nass.
    3. Bereiten Sie nun die lateralen und proximalen Teile des Musculus sternocephalicus vor und ziehen Sie ihn medial mit einer Gefäßschleife zurück, um den CCA freizulegen. Identifizieren Sie die äußere Halsvene und schützen Sie sie mit einem feuchten Mikrotupfer.
    4. Sezieren Sie das Bindegewebe vorsichtig entlang der proximalen CCA bis zur Bifurkation des brachiozephalen Rumpfes, um die Arterie freizulegen. In Gegenwart von kleinen Zweigen, die aus der Arterie kommen, koagulieren Sie sie mit dem Kauterizer.
      HINWEIS: Achten Sie darauf, Nervenschäden zu vermeiden.
  2. Stumpfaneurysmabildung und Gewebeentnahme für das Bifurkationsaneurysma
    1. Bevor Sie die richtige CCA abschneiden, messen Sie die Gerinnungszeit (ACT) und geben Sie Natriumheparin (80 EI / kg) systemisch über die Ohrvene (durchgeführt vom Anästhesieteam), um thromboembolische Ereignisse zu vermeiden.
    2. Tragen Sie nun 2 temporäre Clips auf: den ersten am Ursprung des CCA und den zweiten 2 cm distal davon (Abbildung 1A). Legen Sie ein Gummikissen unter das Gefäß und spülen Sie es mit Papaverin HCL (40 mg / ml; 1:1 gelöst in 0,9% Kochsalzlösung) zur Vasodilatation ab.
    3. Entfernen Sie die Adventitia vorsichtig mit einer Mikroschere. Führen Sie eine Arterriotomie unterhalb des distalen Clips mit einem 22 G IV-Katheter durch und führen Sie den Katheter kaudal bis zum proximalen Clip ein (Abbildung 1A,B).
    4. Spülen Sie das Segment intraluminal mit heparinisiertem NaCl (500 U / 100 ml in 0,9% Kochsalzlösung), bis kein Blut mehr sichtbar ist, und fixieren Sie den Katheter schließlich mit einer Ligatur (4-0). Injizieren Sie nun durch den Katheter 0,1-0,2 ml Elastase (100 IE zuvor gelöst in 5 ml Tris-Buffer) in das Arteriensegment und inkubieren Sie für 20 min (Abbildung 1B).
    5. Beginnen Sie mit der Dissektion auf der linken Seite, um die linke CCA freizulegen (siehe Abschnitt 2.3). Nach 20 Minuten Inkubationszeit mit Elastase die Elastaselösung reinigen und die Spritze wechseln, um das Arteriensegment etwa 10 Mal mit 0,9% NaCl zu spülen.
    6. Wenden Sie 2 Ligaturen (6-0) an: die erste 5 mm distal des proximalen Clips und die zweite nur proximal, unter der Arteriotomie (Abbildung 1C). Schneiden Sie das Gefäß ~3 mm über der ersten Ligatur und noch einmal zwischen die zweite Ligatur und den distalen Clip. Halten Sie dieses autologe Transplantat in einer heparinisierten Lösung (500 U/100 ml in 0,9% Kochsalzlösung) bis zur Bildung des Bifurkationsaneurysmas (Abbildung 1D). Öffnen Sie schließlich vorsichtig den ersten proximalen Clip und messen Sie das Aneurysma (Länge, Breite und Tiefe).
  3. Bifurkationsaneurysma-Erstellung
    1. Bereiten Sie die linke Seite vor, indem Sie den Musculus sternocephalicus medial sezieren, um ~ 2 cm des linken CCA freizulegen. Tragen Sie Lidocain topisch auf den Muskel auf, um Myoklonus zu vermeiden.
    2. Unterlegen Sie die Halsschlagader mit einem Mullball und einem kleinen Tupfer mit einem Stück Handschuh. Tragen Sie etwas Papaverin auf. HCl topisch (40 mg/ml; 1:1 gelöst in 0,9% Kochsalzlösung). Arbeiten Sie unter mikroskopischer Sicht weiter: Bereiten Sie den Aneurysmabeutel vor und entfernen Sie die Adventitia. Messen Sie den Aneurysmabeutel (Länge, Breite, Tiefe).
    3. Spülen Sie den offenen Teil des rechten CCA mit heparinisiertem NaCl und ersetzen Sie bei Bedarf den Clip auf ~ 1 cm, um freie Manipulationen für die Naht zu ermöglichen. Entfernen Sie die Adventitia vorsichtig und machen Sie einen ~ 2 mm Längsschnitt seitlich im Stumpf des rechten CCA.
    4. Tragen Sie nun zwei temporäre Clips auf der linken CCA auf, um ein Segment von ~1 cm abzugrenzen und die Adventitia dazwischen zu entfernen. Führen Sie eine Arteriotomie mit einer 23 G Nadel durch. Spülen Sie das Segment mit heparinisiertem NaCl (500 U/100 ml in 0,9% Kochsalzlösung). Vergrößern Sie die Arteriotomie mit einer Mikroschere auf ~4-5 mm, um das Vernähen des rechten CCA und des Aneurysmabeutels zu ermöglichen (Abbildung 1E). Bewässern Sie die Gefäße während des gesamten Nahtvorgangs und schützen Sie sie mit nassen Mikroswaps.
    5. Führen Sie die Anastomose mit 9-0 nicht resorbierbarer Naht durch.
      1. Vernähen Sie die proximale Rückwand der rechten Halsschlagader mit 5 Stichen, beginnend am proximalen Rand der Arteriotomie auf der linken CCA. Vernähen Sie dann die Rückseite des Aneurysmabeutels mit 4-5 Stichen, beginnend am distalen Rand der Arteriotomie auf der linken CCA.
      2. Fahren Sie mit der distalen Rückseite auf Höhe des Fischmaulschnitts fort, um mit der vertikalen Rückseite des Aneurysmatransplantats mit 3 Stichen zu nähen. Nähen Sie die Vorderseite des Fischmaulschnitts mit 3 Stichen, beginnend nach oben und nach unten.
      3. Beenden Sie mit der vorderen Naht zwischen der linken CCA und der Vorderseite des Aneurysmatransplantats und der rechten CCA mit ~ 6 Stichen. Vor Beendigung der Anastomose spülen Sie die Gefäße intraluminal mit heparinisierter 0,9% iger Kochsalzlösung aus.
    6. Bevor Sie die Klemme entfernen, messen Sie die gerinnungshemmende Zeit (ACT) noch einmal und verabreichen Sie systemisch eine angepasste Dosis Heparin (Ziel: 2-3 mal Ausgangs-ACT).
    7. Entfernen Sie den Clip auf dem rechten CCA, während Sie etwas Druck auf die Anastomose mit Mikrotupfern zur Hämostase ausüben. Fahren Sie dann fort, indem Sie den distalen Clip aus dem linken CCA entfernen. Wenn keine größeren Blutungen auftreten, nehmen Sie den proximalen Clip auf der linken CCA heraus, um den Blutfluss zu ermöglichen. Wenn es eine Blutung aus der Anastomose gibt, üben Sie etwas Druck mit dem Mullball und Tupfer aus; Warten Sie ein paar Minuten. Wenn es weiterhin besteht, ersetzen Sie die Clips und führen Sie erneute Stiche durch.
      HINWEIS: Ein Blutverlust von mehr als 20-30 ml kann die Erholungsphase gefährden.
  4. Durchgängigkeitskontrolle und Dokumentation
    1. Nach dem Öffnen aller Gefäße die Ergebnisse fotografisch dokumentieren und messen (Abbildung 1F und Abbildung 2A,B).
    2. Bestätigen Sie die Wiederherstellung des Flusses im distalen CCA durch die invasive arterielle Blutdruckkurve (gemessen an der Ohrarterie, einem direkten Zweig der äußeren Halsschlagader), die sich ebenfalls wieder normalisieren sollte.
    3. Führen Sie eine Fluoreszenzangiographie durch, indem Sie 1 ml Fluorescein IV mit 2 Bandpassfiltern, einer Videokamera und einem Fahrradscheinwerfer verabreichen. Siehe frühere Veröffentlichungen für die Beschreibung des gesamten Verfahrens18,19.
  5. Schließung
    1. Passen Sie das Fettpolster an der Anastomose wieder an und nähen Sie es mit einer resorbierbaren 4-0-Naht. Schließlich Naht Subcutis und Haut mit Einzelstichen mit 4-0 resorbierbarer Naht.

3. Postoperative Phase

  1. Am Ende der Operation Isofluran und systemische Analgesie ohne Reversion absetzen, um die analgetische Wirkung aufrechtzuerhalten. Stellen Sie sicher, dass die Kontrolle des Schluckreflexes wiederhergestellt ist, bevor Sie eine Trachealextubation durchführen.
  2. Meloxicam 0,5 mg/kg IV zur Sicherstellung der Analgesie, Aspirin (ASS) 10 mg/kg IV zur Vorbeugung sofortiger thrombotischer Ereignisse, Vitamin B12 100 μg SC und Clamoxyl 20 mg/kg IV als Antibiotikaprophylaxe verabreichen.
  3. Sorgen Sie für zusätzliche Sauerstoffversorgung und Erwärmung, bis das Kaninchen spontan die sternale Liege wiedererlangt. Führen Sie eine Notfallanalgesie mit Methadon durch, wenn Anzeichen von Schmerzen beobachtet werden. Führen Sie die postoperative Nachsorge und Pflege 4 mal täglich für die ersten 3 präoperativen Tage durch, in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Beurteilung und Behandlung von Schmerzen bei Nagetieren und Kaninchen23,24.
  4. Stellen Sie eine postoperative Analgesie mit Fentanylpflaster (12 μg/h) auf das Außenohr, Meloxicam 1x/SC für 3 Tage und Methadon als Notfalltherapie sowie einem Scoresheet zur Schmerzbeurteilung (Supplementary File) sicher.

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Ergebnisse

Die Bildung eines Stumpf- und eines Bifurkationsaneurysmas war bei allen 5 neuseeländischen weißen Kaninchen ohne intraoperative Komplikationen erfolgreich. Während der Operation oder während der Nachbeobachtungszeit von 24 ± 2 Tagen wurde keine Mortalität beobachtet. Bei einem Kaninchen traten postoperative Komplikationen mit einem vestibulären Syndrom und einer Erblindung der rechten Seite auf. Das Tier erholte sich nach 24 h vollständig und spontan. Diese Komplikation beeinträchtigte nicht seine normalen Aktivitäten (...

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Diskussion

Die gebräuchlichste Technik zur Entstehung von Aneurysmen beinhaltet die Erzeugung eines Stumpfaneurysmas am Ursprung des richtigen CCA, entweder durch eine offene oder eine endovaskuläre Methode. Das Modell wurde als stabiles, nicht wachsendes Aneurysma validiert, das mit der Zeit20,21 offen bleibt. Die zweite mögliche Technik beinhaltet die mikrochirurgische Erzeugung eines arteriellen Bifurkationsaneurysmas durch Anastomose der rechten CCA auf der linken und N...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keinen Interessenkonflikt.

Danksagungen

Die Autoren danken Prof. Hans Rudolf Widmer, Dr. Luca Remonda und Prof. Javier Fandino für ihre wissenschaftliche Unterstützung und ihren technischen Beitrag zu dieser Arbeit. Ein besonderer Dank geht an Olgica Beslac für ihre Beratung während der Eingriffe und Kay Nettelbeck für seine Unterstützung. Darüber hinaus danken wir Daniela Casoni DVM, PhD und med. vet. Luisana Garcia, PD Dr. Alessandra Bergadano und Dr. Carlotta Detotto für ihre engagierte tierärztliche Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
4-0 resorbierbares NahtmaterialEthicon Inc., USAVCP292ZH
4-0 resorbierbares NahtmaterialEthicon Inc., USAVCP304H
6-0 nicht resorbierbares NahtmaterialB. Braun, DeutschlandC0766070
9-0 nicht resorbierbares NahtmaterialB. Braun, DeutschlandG1111140
AdrenalineAmino AG1445419Generika
AmiodaronHelvepharm AG5078567jedes generische
AnästhesiegerätDrä Aspirin
Sanofi-Aventis (Suisse) SA622693jedes Generikum
AtropinLabatec Pharma SA6577083jedes generische
Bandpassfilter blauThorlabsFD1Bjedes andere
Bandpassfilter grünThorlabsFGV9jedes andere
Biemer Gefäßclip (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SchweizFD560Rjede andere
bipolare Pinzettejede andere
(Neugeborene)jede andere
Blutdruckmanschette (Neugeborene)jede andere
Bycilces Spotlightjede andere
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808jede generische
DexmedetomidinEver Pharma136740-1beliebiges Generikum
ElastaseSigma AldrichE7885
Elektrokardiogramm-Elektroden
EphedrinAmino AG1435734
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044
Fentanyl (intravenöse Anwendung)Janssen-Cilag AG98683
Fentanyl (transdermal)Mepha Pharma AG4008286
FluoresceineCuratis AG5030376
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725
Heizkissen oder Heiz-Zwangsluft-Wärmesystem
Isotonische Natriumchloridlösung (0,9%)Fresenius KABI336769
KetaminPfizer PFE Switzerland GmbH342261
Lid RetractorApproach
LidocaineStreuli Pharma AG747466
Longuettes
MetacamBoehringer IngelheimP7626406Medication
MethadonStreuli Pharma AG1084546Sedaton
Mikro-Pinzetten  gebogenUlrich Swiss, SchweizU52-015-15
Mikrozange gerade 2xUlrich Swiss, SchweizU52-010-15
MikroschereUlrich Swiss , SchweizU52-327-15
MidazolamAccord Healthcare AG7752484
Nadel 23 GArteriotomie
Nadelhalter
O2-Gesichtsmaske
Operationsmikroskop Wild Heerbrugg
PapaverinBichseltopische Anwendung
Povidon JodMundipharma Medical Companyjedes Generikum
Prilocain-Lidocain CremeEmla
PropofolB. Braun Medical AG, SchweizAllgemeinanästhesie
Pulsoxymeter
Rektale Temperatursonde (Neugeborene)
Ringer LactateBioren Sintetica SAInfusion
RopivacainAspen Pharma Schweiz GmbH1882249Lokalanästhesie
ScalpellSwann-Morton210
Rasierer
Weichteilzange
Weichgewebspreizer
Schwammschalen
Sterile Mikrotupfer
Stethoskop
OP-Tuch
Chirurgische
Spritzen 1 mL, 2 mL und 5 mL
Tris-BufferSigma Aldrich93302Elastase-Lösung
Gefäßclip-ApplikatorB. Braun, DeutschlandFT495T
Venen- und Arterienkatheter 22 G
GefäßschlaufeAnsatz
Videokamera oder Smartphone
VitarubinStreuli Pharma AG6847559
Yasargil Titan Standard Clip (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SchweizFT242T
Bispektralindex für Kleintiereaus EdelstahlSchere

Referenzen

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