Methodenartikel

Basophiler Aktivierungstest zur Allergiediagnostik

DOI:

10.3791/62600

⸱

31. Mai 2021

 ,  ,  , 
1Allergy Unit, Hospital Regional Universitario de Málaga, 2Allergy Research Group, Instituto de Investigación Biomédica de Málaga-IBIMA, 3Universidad de Málaga, Departamento de Biología celular, Genética y Fisiología, Universidad de Málaga, 4Departamento de Medicina, Universidad de Málaga, 5Nanostructures for Diagnosing and Treatment of Allergic Diseases Laboratory, Andalusian Center for Nanomedicine and Biotechnology-BIONAND

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Der basophile Aktivierungstest ist ein ergänzender in-vitro-diagnostischer Test zur Bewertung von IgE-vermittelten allergischen Reaktionen basierend auf dem Nachweis einer basophilen Aktivierung in Gegenwart eines spezifischen Stimulus durch die Messung von Aktivierungsmarkern durch Durchflusszytometrie.

Zusammenfassung

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Der Basophilenaktivierungstest (BAT) ist ein ergänzender In-vitro-Diagnosetest , der zusätzlich zur klinischen Anamnese, zum Hauttest (ST) und zur spezifischen IgE-Bestimmung (sIgE) bei der Beurteilung von IgE-vermittelten allergischen Reaktionen auf Lebensmittel, Insektengift, Medikamente sowie einige Formen chronischer Urtikaria verwendet werden kann. Die Rolle dieser Technik in den Diagnosealgorithmen ist jedoch sehr variabel und nicht gut bestimmt.

Die BVT basiert auf der Bestimmung der basophilen Reaktion auf die IgE-Aktivierung durch Allergen-/Wirkstoffvernetzung durch die Messung von Aktivierungsmarkern (wie CD63, CD203c) mittels Durchflusszytometrie. Dieser Test kann ein nützliches und ergänzendes Werkzeug sein, um kontrollierte Provokationstests zur Bestätigung der Allergiediagnose zu vermeiden, insbesondere bei Probanden mit schweren lebensbedrohlichen Reaktionen. Im Allgemeinen sollte die Leistung der BVT in Betracht gezogen werden, wenn i) das Allergen/Arzneimittel falsch positive Ergebnisse bei ST liefert; ii) es gibt keine Allergen-/Arzneimittelquelle, die für die ST- oder sIgE-Bestimmung verwendet werden kann; iii) es besteht Diskrepanz zwischen der Anamnese und der ST- oder sIgE-Bestimmung; iv) Symptome deuten darauf hin, dass ST zu einer systemischen Reaktion führen kann; v) bevor ein CCT in Betracht gezogen wird, um das schuldige Allergen / Medikament zu bestätigen. Die Haupteinschränkungen des Tests beziehen sich auf die nicht optimale Empfindlichkeit, insbesondere bei Arzneimittelallergien, die Notwendigkeit, den Test nicht länger als 24 Stunden nach der Probenextraktion durchzuführen, und die fehlende Standardisierung zwischen Laboratorien in Bezug auf Verfahren, Konzentrationen und Zellmarker.

Einleitung

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Die IgE-vermittelte Allergiediagnose basiert auf der klinischen Anamnese, Hauttests (STs), der Quantifizierung von serumspezifischen IgE (sIgE) und, falls erforderlich und indiziert, kontrollierten Provokationstests (CCTs)1,2,3,4,5,6. Die klinische Anamnese kann jedoch unzuverlässig sein, da es an genauen Informationen mangeln kann und STs und CCTs keine risikofreien Verfahren sind, die bei Patienten mit schweren lebensbedrohlichen Reaktionen kontraindiziert werden können 1,2,3,4,5,6 . Diese Probleme, zusammen mit der Tatsache, dass die Bestimmung von sIgE durch validierte und kommerzielle Fluorenzym-Immunoassays nur für wenige Allergene und Medikamente verfügbar ist, haben die wichtige Rolle anderer funktioneller In-vitro-Assays wie dem Basophilenaktivierungstest (BAT) hervorgehoben.

Basophile sind wichtige Effektorzellen, die an IgE-vermittelten allergischen Reaktionen beteiligt sind, die bei Vernetzung benachbarter sIgE, die an hochaffine Rezeptoren (FcεRI) auf der Zelloberfläche gebunden sind, nach Allergen- / Arzneimittelexposition aktiviert werden. Die basophile Aktivierung löst die Zelldegranulation und Freisetzung von vorgeformten und neu synthetisierten Entzündungsmediatoren aus, die in intrazytoplasmatischen Sekretionsgranula 7,8,9 enthalten sind. BAT ist eine In-vitro-Methode, die versucht, die basophile Aktivierung in Gegenwart eines Stimulus (Allergen oder Arzneimittel) nachzuahmen und Veränderungen in der Expression basophiler Aktivierungsmarker durch Durchflusszytometrie 7,10 zu bestimmen. Es gibt verschiedene Strategien zur Identifizierung von Basophilen (IgE+, CCR3+, CRTH2+, CD203c+) und zur Messung der Zellaktivierung (hauptsächlich Hochregulierung von CD63 und CD203c) mit Kombinationen von fluorochrommarkierten Antikörpern 7,10. CD63, der beste klinisch validierte Aktivierungsmarker 11,12,13,14, ist ein Membranprotein, das an den sekretorischen Granula verankert ist, die Histamin enthalten, das nach Zellaktivierung und Fusion des Granulats mit der Membran auf der basophilen Oberfläche exprimiert wird 15,16,17,18,19,20,21 . CD203c ist ein Oberflächenmarker, der konstitutiv auf Basophilen exprimiert und nach FcεRI-Stimulation hochreguliert wird, was auch zuverlässige Ergebnisse in BAT 15,22,23,24,25 gezeigt hat. Außerdem scheint es mit CD6326 zu koexprimieren.

In den letzten Jahrzehnten hat sich BVT als nützlich bei der Diagnose von IgE-vermittelten allergischen Reaktionen erwiesen, die durch verschiedene Auslöser wie Medikamente, Nahrungsmittel oder Inhalationsmittel induziert werden, sowie bei einigen Formen der chronischen Urtikaria, wie unten beschrieben. Die Position dieser Technik in den Diagnosealgorithmen ist jedoch sehr variabel und nicht gut bestimmt.

Überempfindlichkeit gegen Medikamente
BAT hat sich als ergänzender Test für ausgewählte Arzneimittel und Patienten als nützlich erwiesen, insbesondere für diejenigen, bei denen schwere Reaktionen auftreten, da der diagnostische Wert von ST für die meisten Arzneimittel nicht gut etabliert ist, da sie für eine begrenzte Anzahl von Arzneimitteln validiert und standardisiert sind27,28,29,30. Darüber hinaus ist die Quantifizierung von sIgE nur für eine begrenzte Anzahl von Arzneimitteln verfügbar, mit geringerer Empfindlichkeit als ST 27,28,29,30,31,32. Daher beruht die Diagnose einer Arzneimittelüberempfindlichkeit in der Regel auf einem Drogenprovokationstest, der bei Probanden mit schweren lebensbedrohlichen Reaktionen kontraindiziert sein kann33.

Vielversprechende Ergebnisse wurden für die Anwendung von BAT bei ausgewählten Patienten berichtet, die über sofortige Überempfindlichkeitsreaktionen auf verschiedene Arzneimittel wie Betalactame (BLs)20,34,35,36,37,38,39, neuromuskuläre Blocker (NMBAs)19,22,40,41,42, 43,44,45, Fluorchinolone (FQs)46,47,48,49, Pyrazolone 50,51,52, Radiokontrastmittel (RCM)53,54,55,56 und Platinverbindungen57,58,59 . Es wurde berichtet, dass BAT eine Sensitivität und Spezifität zwischen 51,7-66,9 % bzw. 89,2-97,8 % aufweist; und positive und negative prädiktive Werte werden zwischen 93,4% und 66,3% bzw.27,31 beschrieben. Darüber hinaus wurde BAT als prädiktiver Biomarker für Durchbruchreaktionen während der Desensibilisierung mit Platinverbindungen vorgeschlagen, da die CD203c-Expression im Vergleich zu CD63 bei Patienten mit hohem Risiko für Nebenwirkungen während der Desensibilisierung von Arzneimitteln erhöht ist57.

Es ist anzumerken, dass BVT bei Arzneimittelüberempfindlichkeit nur dann nützlich ist, wenn die Reaktion eine basophile Degranulation beinhaltet; Daher ist es nicht nützlich bei Reaktionen, die aus einer enzymatischen Hemmung der Cyclooxygenase 142 resultieren.

Lebensmittelallergie
BVT hat sich als potenzielles Diagnoseinstrument für Nahrungsmittelallergien herausgestellt, da die Bestimmung von Serum-sIgE für den gesamten Allergenextrakt oder einzelne Allergene oft mehrdeutig ist und eine orale Nahrungsprovokation zur Bestätigung der Diagnose erfordert, was ähnlich wie bei der Arzneimittelüberempfindlichkeit ein kostspieliges und nicht risikofreies Verfahren ist60. Mehrere Studien haben relevante Ergebnisse mit Kuhmilch 61,62, Ei 61,63, Weizen 64,65,66,67,68, Erdnuss 63,69,70,71,72, Haselnuss 73,74,75,76 gezeigt ,77, Schalentiere78, Pfirsich 79,80,81, Apfel21, Sellerie und Karotte82,83.

Der Hauptmehrwert von BAT bei der Diagnose von Nahrungsmittelallergien im Vergleich zu STs und sIgE im Serum besteht darin, dass es eine höhere Spezifität und ähnliche Sensitivität aufweist. Daher ist BAT ein nützliches Instrument, um klinisch allergische Patienten von sensibilisierten, aber toleranten Probanden zu unterscheiden, die sowohl eine hohe Spezifität (75-100%) als auch eine hohe Sensitivität (77-98%) aufweisen63,69,84. Sensitivitäts- und Spezifitätswerte hängen vom Allergen und anderen Faktoren wie Phänotypen (z. B. orales Allergiesyndrom versus Anaphylaxie), Alter und geografisch bedingten Sensibilisierungsmustern ab63,85.

BVT unter Verwendung einzelner Allergenkomponenten kann möglicherweise die diagnostische Genauigkeit für einige Lebensmittelallergeneverbessern 61,80. Es gibt Studien mit Samenspeicherproteinen (z. B. Ara h 1, Ara h 2, Ara h 3 und Ara h 6 aus Erdnüssen)86; Lipidtransferproteine (z.B. Pru p 3 aus Pfirsich und Ara h 9 aus Erdnüssen)80,86; und Bet v 1 Homologe (z. B. Ara h 8 aus Erdnuss)87. Andere mögliche Nutzen beziehen sich auf die Identifizierung des Täterallergens in Fällen von Pollen-Nahrungsmittel-Allergie-Syndrom 21,87,88, Allergie gegen rotes Fleisch 89 oder lebensmittelabhängiger belastungsinduzierter Anaphylaxie66.

Interessanterweise kann die BVT Aufschluss über den Schweregrad und die Schwelle allergischer Reaktionen geben, da Patienten mit schwereren Reaktionen einen größeren Anteil an aktivierten Basophilen aufweisen, wie in Studien mit Erdnuss- und Kuhmilchallergikern beobachtetwurde 84,90,91; und Patienten, die auf Spuren des Allergens reagieren, zeigen eine größere basophile Empfindlichkeit 84,90,92. Diese Daten deuten darauf hin, dass BAT nützlich sein kann, um allergische Hochrisikopatienten zu identifizieren, die eine engere Nachsorge und eine intensivere Aufklärung benötigen93. Darüber hinaus wurde berichtet, dass BVT die Reaktionen auf Lebensmittelherausforderungen 70,91,92,94 und die Reaktivitätsschwellen 90,95 vorhersagen kann, um festzustellen, wann Lebensmittel sicher (wieder) eingeführt werden können 84. Diese Ergebnisse sind jedoch in einigen Studien umstritten63,96 und weitere Forschung sind erforderlich.

Andererseits wurde BVT verwendet, um das Abklingen von Nahrungsmittelallergien, entweder auf natürliche Weise oder unter immunmodulatorischen Behandlungen, im Laufe der Zeit zu überwachen, was bisher nur durch orale Nahrungsmittelprovokation mit den damit verbundenen Risiken und Kosten bewertet wurde. 84,97,98,99,100,101,102,103,104,105,106 ,107,108. Darüber hinaus wurde es auch verwendet, um die Wirkung von Omalizumab bei Nahrungsmittelallergien zu überwachen, da die basophile Aktivierung während der Behandlung mit Omalizumab abnimmt, aber nach Beendigung der Behandlung zunimmt109.

Inhalationsallergie
BAT ist selten vorteilhaft bei Inhalationsallergien, da die Diagnose routinemäßig durch sIgE-Quantifizierung und ST gestellt werden kann. In Fällen von lokaler allergischer Rhinitis (nicht nachweisbare sIgE-Werte und negative STs mit positiven nasalen Provokationstests) hat die BVT jedoch in 50% der Fälle eine Diagnose ermöglicht110. Es wurde ferner über eine Korrelation zwischen der basophilen Empfindlichkeit und dem Ansprechen auf nasale/bronchiale Provokationstests sowie zwischen dem Schweregrad des Asthmas und der Wirksamkeit der Behandlung mit Omalizumab111,112 berichtet.

BAT wurde auch verwendet, um die Allergenimmuntherapie für Hausstaubmilben und Pollen zu überwachen, da die basophile Empfindlichkeit während der Immuntherapie abnimmt, wahrscheinlich aufgrund der Interferenz der blockierenden IgG-Antikörper 113,114,115,116,117.

Hymenoptera-Giftallergie
Die Diagnose einer Hymenoptera-Giftallergie basiert routinemäßig auf ST und Serum-sIgE. BAT hat eine hohe Sensitivität (85-100%) und Spezifität (83-100%) gezeigt und es wurde berichtet, dass es in Fällen nützlich ist, die zu mehrdeutigen Ergebnissen führen, oder bei Patienten mit einer suggestiven klinischen Vorgeschichte einer Giftallergie, aber nicht nachweisbarem sIgE und negativem ST118,119. Die BVT scheint jedoch keinen Schweregrad für diese Reaktionen vorherzusagen120,121.

Bis zu 60% der Patienten zeigen sIgE sowohl für Wespen- als auch für Bienengift, und die Identifizierung eines dominanten Allergens ist entscheidend für eine adäquate Immuntherapie. In diesen Fällen hat sich die BVT als nützlich bei der Identifizierung des dominanten Allergens 119,122,123,124 erwiesen. Obwohl sIgE zu den Hauptallergenen von Bienen- und Wespengiften den Nutzen von BAT bei Patienten mit doppelter Positivität für beide Gifte verringern kann, liefert es nützliche Informationen, hauptsächlich bei Probanden mit negativen Ergebnissen bei sIgE-Bestimmungen123.

Einige Studien deuten darauf hin, dass BAT als prädiktiver Biomarker für Nebenwirkungen während der Aufbauphase der Giftimmuntherapie nützlich sein kann, da diese Behandlungsoption die basophile Empfindlichkeit verringert. Die Reaktivität nimmt jedoch nicht ab und dieses BAT-Dienstprogramm ist heutzutage umstritten 13,120,125,126,127,128,129,130.

Urtikaria und Angioödem
Eine Untergruppe von Patienten mit chronischer Urtikaria hat eine autoinmune Pathophysiologie aufgrund von IgE-Autoantikörpern gegen Autoallergene und IgG-Autoantikörpern, die auf FcεRI- oder IgE-FcεRI-Komplexe abzielen, die auf der Mastzelloberfläche131,132 vorhanden sind. In der klinischen Praxis stützt sich die Diagnose dieser Art von chronischer Urtikaria auf positive autologe Serum-ST, die das Risiko einer versehentlichen Infektion birgt. BAT wurde als In-vitro-Test zur Diagnose und Überwachung von Patienten mit Verdacht auf chronische Urtikaria vorgeschlagen. Es wurde berichtet, dass sowohl die CD63- als auch die CD203c-Expression auf der Oberfläche von Basophilen nach Stimulation mit Seren von Patienten mit chronischer Urtikaria erhöht war, was den Nachweis der aktiven Autoantikörper 133,134,135,136,137 zeigt. Kürzlich wurde berichtet, dass Patienten mit positiver BAT häufig den aktivsten Krankheitszustand aufweisen, der anhand des Urtikaria-Aktivitätsscores beurteilt wird, und höhere Dosen von Antihistaminika zusammen mit Drittlinienbehandlungen (Ciclosporin A oder Omalizumab) benötigen als Patienten mit negativem BAT138.

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Protokoll

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Die Protokolldurchführung wurde gemäß den Prinzipien der Deklaration von Helsinki durchgeführt und von der lokalen Ethikkommission (Comité de Ética para la Investigación Provincial de Málaga, Spanien) genehmigt. Alle Probanden wurden mündlich über die Forschungsstudie informiert und unterschrieben die entsprechende Einwilligungserklärung.

HINWEIS: Das vorliegende Protokoll beschreibt das BAT-Verfahren, das die Autoren täglich anwenden. Dies ist jedoch keine standardisierte Methode und es gibt Unterschiede zu Verfahren, die von anderen Autoren veröffentlicht wurden. Die wichtigsten Protokollmodifikationen beziehen sich auf die Verwendung von IL-3 im Stimulationspuffer, die Inkubationszeit mit dem Stimulus, die Methode zum Stoppen der basophilen Degranulation und die Durchflusszytometriestrategien. Darüber hinaus enthalten verschiedene kommerziell erhältliche Kits für BVT spezifische, vom Hersteller empfohlene Protokolle.

1. Probenvorbereitung

  1. Sammeln Sie peripheres Blut in 9 ml heparinisierten Röhrchen und halten Sie die Probe bei Raumtemperatur (RT) in einem Rotor, bis sie für das experimentelle Protokoll erforderlich ist.
  2. Kennzeichnen Sie 5-ml-Zytometerröhrchen für Negativkontrollen (2 Röhrchen), Positivkontrollen (2 Röhrchen) und unterschiedliche Konzentrationen von Allergenen/Arzneimitteln (1 Röhrchen pro getesteter Allergen-/Arzneimittelkonzentration). Legen Sie die Schläuche in ein Gestell, wo die Schläuche perfekt passen, ohne zu verrutschen.
  3. Einen Stimulationspuffer in doppelt destilliertem Wasser herstellen, das 2% (v/v) HEPES, 78 mg/L NaCl, 3,7 mg/L KCl, 7,8 mg/L CaCl2, 3,3 mg/L MgCl2, 1 g/L HSA enthält. Stellen Sie den pH-Wert auf 7,4 ein und fügen Sie IL-3 bei 2 ng / ml hinzu. Normalerweise 100 ml vorbereiten und in 2,5 ml Aliquots teilen, um bei -20 °C eingefroren zu werden.
  4. Positivkontrollen in PBS-Tween-20 0,05% (v/v) (PBS-T): Positivkontrolle 1, N-Formylmethionyl-Leucyl-phenylalanin (fMLP) (4 μM), um die Qualität der Basophilen zu bestätigen; Positivkontrolle 2, Anti-IgE (0,05 mg/ml) als IgE-vermittelte Positivkontrolle.
  5. Bereiten Sie das Allergen / Medikament in PBS-T bei 2x der gewünschten Endkonzentration vor.
    ANMERKUNG: Die optimalen zu verwendenden Allergen-/Arzneimittelkonzentrationen müssen zuvor unter Verwendung eines breiten Konzentrationsbereichs, durch Dosis-Wirkungs-Kurven und durch Zytotoxizitätsstudien nach denselben Protokollschritten139 bestimmt werden.

2. Zubereitung der Färbemischung

  1. Geben Sie monoklonale Antikörper, die mit Fluorochrom markiert sind, nach der vom Hersteller empfohlenen Antikörperkonzentration oder durch vorherige Antikörpertitration in den Stimulationspuffer. In diesem Protokoll fügen wir 1 μL jedes Antikörpers hinzu (CCR3-APC und CD203c-PE zur basophilen Identifizierung; CD63-FITC zur basophilen Aktivierung)140 pro 20 μL Stimulationspuffer.
    HINWEIS: Schützen Sie die Zubereitung der Färbemischung vor Licht.
  2. Fügen Sie 23 μL Färbemischung zu jedem Röhrchen hinzu.

3. Blutstimulation

  1. Fügen Sie 100 μL PBS-T zu den Röhrchen 1 und 2 (Negativkontrolle), 100 μL fMLP zu Röhre 3, 100 μL Anti-IgE zu Röhre 4 und 100 μL der verschiedenen Allergen-/Arzneimittelkonzentrationen zu den folgenden Röhrchen hinzu. 10 min bei 37 °C in einem Thermostatbad mit mittlerem Rühren inkubieren, um Reagenzien vorzuwärmen.
  2. Fügen Sie vorsichtig 100 μL Blut in jedes Röhrchen hinzu, um Hämolyse zu vermeiden. Die Schläuche vorsichtig durchwirbeln und 25 min bei 37 °C in einem Thermostatbad mit mittlerem Rühren inkubieren.
  3. Stoppen Sie die Degranulation und halten Sie die Röhrchen mindestens 5 min bei 4 °C.
    HINWEIS: Das Protokoll kann hier bei 4 °C für 30-45 min pausiert werden, fallserforderlich 141,142,143.

4. Erythrozyten lysieren

  1. Fügen Sie 2 ml 1x Lysepuffer zu jedem Röhrchen hinzu, um Erythrozyten zu lysieren. Jedes Röhrchen vorvertreiben und 5 min bei RT inkubieren.
    HINWEIS: In diesem Schritt werden Zellen aufgrund von Fixiermitteln (Formaldehyd), die im Puffer enthalten sind, fixiert.
  2. Zentrifugieren bei 300 x g bei 4 °C für 5 min. Dekantieren Sie den Überstand und kippen Sie das Gestell in ein Waschbecken. Zellen verbleiben am Boden der Röhrchen.
  3. Fügen Sie 3 ml PBS-T zu jedem Röhrchen hinzu, um die Zellen zu waschen. Wirbeln Sie jede Röhre.
  4. Zentrifugieren bei 300 x g bei 4 °C für 5 min. Dekantieren Sie den Überstand und kippen Sie das Gestell in ein Waschbecken.
    HINWEIS: Bewahren Sie die Proben bis zur Erfassung des Durchflusszytometers bei 4 °C vor Licht geschützt auf.

5. Erfassung der Durchflusszytometrie

  1. Erfassen Sie Proben mit einem Durchflusszytometer (z. B. BD FACSCalibur Durchflusszytometer). Verbinden Sie das Durchflusszytometer mit der Computersoftware und warten Sie, bis das Zytometer bereit ist. Laden Sie die Vorlagen- und Geräteeinstellungen (Tabelle 1).
  2. Starten Sie die Probenerfassung.
  3. Verwenden Sie die folgenden Zytometerstrategien zur Auswahl aktivierter Basophiler139.
    1. Gate der Lymphozyten aus dem Diagramm Seitenstreuung (SSC) - Vorwärtsstreuung (FSC).
    2. Gate die Basophilen aus der Lymphozytenpopulation als CCR3+CD203c+ Zellen. Erwerben Sie mindestens 500 Basophile pro Röhre.
    3. Zeigen Sie ein CCR3 - CD63-Diagramm an, um die Aktivierung mit CD63 als Aktivierungsmarker zu analysieren. Stellen Sie den negativen Schwellenwert CD63 mit den negativen Kontrollröhrchen auf ca. 2,5% ein.
    4. Erfassen Sie alle Proben.

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Ergebnisse

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BVT, die mit Allergenen oder Arzneimitteln durchgeführt wird, ermöglicht die Untersuchung von IgE-abhängigen Überempfindlichkeitsreaktionen. Die basophile Reaktivität sollte in mindestens zwei optimalen Konzentrationen gemessen werden, um die besten Ergebnisse zu erzielen34 und die Aktivierung wird durch die Hochregulierung von CD63 auf der Zelloberfläche visualisiert. Im Falle von Allergenen sollte darüber hinaus zur Bestätigung der basophilen Reaktivität die basophile Empfindlichkeit analysiert ...

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Diskussion

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BAT ist ein ergänzender in-vitro-diagnostischer Test zur Beurteilung von IgE-vermittelten allergischen Reaktionen, der sich bei der Diagnose von Reaktionen, die durch verschiedene Auslöser wie Medikamente, Lebensmittel oder Inhalationsmittel ausgelöst werden, sowie bei einigen Formen chronischer Urtikaria als nützlich erwiesen hat. Im Allgemeinen sollte die BAT-Leistung in Betracht gezogen werden, wenn i) das Allergen/Arzneimittel falsch positive Ergebnisse bei ST liefert; ii) das Allergen/Arzneimittel steht nic...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir danken Claudia Corazza für ihre unschätzbare Unterstützung in englischer Sprache. Diese Arbeit wurde vom Institute of Health ''Carlos III'' (ISCIII) des MINECO unterstützt (Zuschuss kofinanziert durch EFRE: "Una manera de hacer Europa"; Fördernummern PI20/01715; PI18/00095; PI17/01410; PI17/01318; PI17/01237 und RETIC ARADYAL RD16/0006/0001; Andalusisches Regionalministerium für Gesundheit (Förder-Nr. PI-0127-2020, PIO-0176-2018; PE-0172-2018; PE-0039-2018; PC-0098-2017; PI-0075-2017; PI-0241-2016). ID ist ein klinischer Prüfarzt (B-0001-2017) und AA hat einen Senior Postdoc-Vertrag (RH-0099-2020), beide unterstützt vom andalusischen Regionalgesundheitsministerium (kofinanziert durch ESF: "Andalucía se mueve con Europa").

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
5 mL Reagenzglas aus Polystyrol mit rundem Boden, ohne Kappe, unsterilCorning352008
APC Anti-Human-CD193 (CCR3) AntikörperBioLegend 310708
BD FACSCalibur DurchflusszytometerBD Biosciences
CalciumchloridSigma-AldrichC1016
FITC Anti-Human-CD63-AntikörperBioLegend353006
HEPES (1 m)Thermo-Fisher15630106
Lysing Solution 10x konzentriertBD Biosciences349202
MagnesiumchloridSigma-AldrichM8266
N-Formyl-Met-Leu-PheSigma-AldrichF3506
PE Anti-Human-CD203c (E-NPP3) AntikörperBioLegend 324606
KaliumchloridSigma-AldrichP9541
Gereinigtes Maus-Anti-Human-IgEBD Biosciences555857
Rekombinantes humanes IL-3R& D Systems203-IL
MantelflüssigkeitBD Biosciences342003
NatriumchloridSigma-AldrichS3014
TUBE 9 mL LH Lithium HeparinGreiner Bio-One455084
Tween 20Sigma-AldrichP1379

Referenzen

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  1. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  2. Romano, A., et al. Towards a more precise diagnosis of hypersensitivity to beta-lactams - an EAACI position paper. Allergy. 75 (6), 1300-1315 (2020).
  3. Garvey, L. H., et al. An EAACI position paper on the investigation of perioperative immediate hypersensitivity reactions. Allergy. 74 (10), 1872-1884 (2019).
  4. Gomes, E. R., et al. Drug hypersensitivity in children: report from the pediatric task force of the EAACI Drug Allergy Interest Group. Allergy. 71 (2), 149-161 (2016).
  5. Ansotegui, I. J., et al. IgE allergy diagnostics and other relevant tests in allergy, a World Allergy Organization position paper. World Allergy Organization Journal. 13 (2), 100080(2020).
  6. Jeebhay, M. F., et al. Food processing and occupational respiratory allergy- An EAACI position paper. Allergy. 74 (10), 1852-1871 (2019).
  7. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted allergy diagnosis: current applications and future perspectives. Allergy. 61 (9), 1028-1039 (2006).
  8. Bochner, B. S. Systemic activation of basophils and eosinophils: markers and consequences. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 106 (5), Suppl 292-302 (2000).
  9. Ghannadan, M., et al. Detection of novel CD antigens on the surface of human mast cells and basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 127 (4), 299-307 (2002).
  10. Hoffmann, H. J., et al. The clinical utility of basophil activation testing in diagnosis and monitoring of allergic disease. Allergy. 70 (11), 1393-1405 (2015).
  11. Sainte-Laudy, J., Sabbah, A., Drouet, M., Lauret, M. G., Loiry, M. Diagnosis of venom allergy by flow cytometry. Correlation with clinical history, skin tests, specific IgE, histamine and leukotriene C4 release. Clinical & Experimental Allergy. 30 (8), 1166-1171 (2000).
  12. Sturm, G. J., et al. The CD63 basophil activation test in Hymenoptera venom allergy: a prospective study. Allergy. 59 (10), 1110-1117 (2004).
  13. Erdmann, S. M., et al. The basophil activation test in wasp venom allergy: sensitivity, specificity and monitoring specific immunotherapy. Allergy. 59 (10), 1102-1109 (2004).
  14. De Weck, A. L., et al. Diagnostic tests based on human basophils: more potentials and perspectives than pitfalls. International Archives of Allergy and Immunology. 146 (3), 177-189 (2008).
  15. Buhring, H. J., Streble, A., Valent, P. The basophil-specific ectoenzyme E-NPP3 (CD203c) as a marker for cell activation and allergy diagnosis. International Archives of Allergy and Immunology. 133 (4), 317-329 (2004).
  16. Knol, E. F., Mul, F. P., Jansen, H., Calafat, J., Roos, D. Monitoring human basophil activation via CD63 monoclonal antibody 435. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 88 (3), Pt 1 328-338 (1991).
  17. Fureder, W., Agis, H., Sperr, W. R., Lechner, K., Valent, P. The surface membrane antigen phenotype of human blood basophils. Allergy. 49 (10), 861-865 (1994).
  18. Sanz, M. L., et al. Allergen-induced basophil activation: CD63 cell expression detected by flow cytometry in patients allergic to Dermatophagoides pteronyssinus and Lolium perenne. Clinical & Experimental Allergy. 31 (7), 1007-1013 (2001).
  19. Monneret, G., et al. Monitoring of basophil activation using CD63 and CCR3 in allergy to muscle relaxant drugs. Clin Immunol. 102 (2), 192-199 (2002).
  20. Sanz, M. L., et al. Flow cytometric basophil activation test by detection of CD63 expression in patients with immediate-type reactions to betalactam antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 32 (2), 277-286 (2002).
  21. Ebo, D. G., et al. Flow cytometric analysis of in vitro activated basophils, specific IgE and skin tests in the diagnosis of pollen-associated food allergy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 64 (1), 28-33 (2005).
  22. Sudheer, P. S., Hall, J. E., Read, G. F., Rowbottom, A. W., Williams, P. E. Flow cytometric investigation of peri-anaesthetic anaphylaxis using CD63 and CD203c. Anaesthesia. 60 (3), 251-256 (2005).
  23. Binder, M., Fierlbeck, G., King, T., Valent, P., Buhring, H. J. Individual hymenoptera venom compounds induce upregulation of the basophil activation marker ectonucleotide pyrophosphatase/phosphodiesterase 3 (CD203c) in sensitized patients. International Archives of Allergy and Immunology. 129 (2), 160-168 (2002).
  24. Hauswirth, A. W., et al. Recombinant allergens promote expression of CD203c on basophils in sensitized individuals. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 110 (1), 102-109 (2002).
  25. Boumiza, R., et al. Marked improvement of the basophil activation test by detecting CD203c instead of CD63. Clinical & Experimental Allergy. 33 (2), 259-265 (2003).
  26. Macglashan, D. Expression of CD203c and CD63 in human basophils: relationship to differential regulation of piecemeal and anaphylactic degranulation processes. Clinical & Experimental Allergy. 40 (9), 1365-1377 (2010).
  27. Mayorga, C., Dona, I., Perez-Inestrosa, E., Fernandez, T. D., Torres, M. J. The Value of In Vitro Tests to DiminishDrug Challenges. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), (2017).
  28. Brockow, K., et al. General considerations for skin test procedures in the diagnosis of drug hypersensitivity. Allergy. 57 (1), 45-51 (2002).
  29. Brockow, K., et al. Skin test concentrations for systemically administered drugs -- an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 68 (6), 702-712 (2013).
  30. Torres, M. J., et al. Approach to the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: similarities and differences between Europe and North America. Clinical and Translational Allergy. 7, 7(2017).
  31. Mayorga, C., et al. In vitro tests for drug hypersensitivity reactions: an ENDA/EAACI Drug Allergy Interest Group position paper. Allergy. 71 (8), 1103-1134 (2016).
  32. Mayorga, C., et al. Controversies in drug allergy: In vitro testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (1), 56-65 (2019).
  33. Aberer, W., et al. Drug provocation testing in the diagnosis of drug hypersensitivity reactions: general considerations. Allergy. 58 (9), 854-863 (2003).
  34. De Week, A. L., et al. Diagnosis of immediate-type beta-lactam allergy in vitro by flow-cytometric basophil activation test and sulfidoleukotriene production: a multicenter study. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (2), 91-109 (2009).
  35. Abuaf, N., et al. Comparison of two basophil activation markers CD63 and CD203c in the diagnosis of amoxicillin allergy. Clinical & Experimental Allergy. 38 (6), 921-928 (2008).
  36. Torres, M. J., et al. The diagnostic interpretation of basophil activation test in immediate allergic reactions to betalactams. Clinical & Experimental Allergy. 34 (11), 1768-1775 (2004).
  37. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  38. Eberlein, B., et al. A new basophil activation test using CD63 and CCR3 in allergy to antibiotics. Clinical & Experimental Allergy. 40 (3), 411-418 (2010).
  39. Sanchez-Morillas, L., et al. Selective allergic reactions to clavulanic acid: a report of 9 cases. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 126 (1), 177-179 (2010).
  40. Leysen, J., et al. Allergy to rocuronium: from clinical suspicion to correct diagnosis. Allergy. 66 (8), 1014-1019 (2011).
  41. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted diagnostic management of anaphylaxis from rocuronium bromide. Allergy. 61 (8), 935-939 (2006).
  42. Kvedariene, V., et al. Diagnosis of neuromuscular blocking agent hypersensitivity reactions using cytofluorimetric analysis of basophils. Allergy. 61 (3), 311-315 (2006).
  43. Hagau, N., Gherman-Ionica, N., Sfichi, M., Petrisor, C. Threshold for basophil activation test positivity in neuromuscular blocking agents hypersensitivity reactions. Allergy Asthma Clin Immunol. 9 (1), 42(2013).
  44. Uyttebroek, A. P., et al. Flowcytometric diagnosis of atracurium-induced anaphylaxis. Allergy. 69 (10), 1324-1332 (2014).
  45. Abuaf, N., et al. Validation of a flow cytometric assay detecting in vitro basophil activation for the diagnosis of muscle relaxant allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 104 (2), Pt 1 411-418 (1999).
  46. Aranda, A., et al. In vitro evaluation of IgE-mediated hypersensitivity reactions to quinolones. Allergy. 66 (2), 247-254 (2011).
  47. Fernandez, T. D., et al. Hypersensitivity to fluoroquinolones: The expression of basophil activation markers depends on the clinical entity and the culprit fluoroquinolone. Medicine (Baltimore). 95 (23), 3679(2016).
  48. Mayorga, C., et al. Fluoroquinolone photodegradation influences specific basophil activation. International Archives of Allergy and Immunology. 160 (4), 377-382 (2013).
  49. Rouzaire, P., et al. Negativity of the basophil activation test in quinolone hypersensitivity: a breakthrough for provocation test decision-making. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 299-302 (2012).
  50. Hagau, N., Longrois, D., Petrisor, C. Threshold for positivity and optimal dipyrone concentration in flow cytometry-assisted basophil activation test. Allergy, Asthma & Immunology Research. 5 (6), 383-388 (2013).
  51. Gamboa, P. M., et al. Use of CD63 expression as a marker of in vitro basophil activation and leukotriene determination in metamizol allergic patients. Allergy. 58 (4), 312-317 (2003).
  52. Gomez, E., et al. Immunoglobulin E-mediated immediate allergic reactions to dipyrone: value of basophil activation test in the identification of patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1217-1224 (2009).
  53. Pinnobphun, P., Buranapraditkun, S., Kampitak, T., Hirankarn, N., Klaewsongkram, J. The diagnostic value of basophil activation test in patients with an immediate hypersensitivity reaction to radiocontrast media. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 106 (5), 387-393 (2011).
  54. Salas, M., et al. Diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (9), 1203-1206 (2013).
  55. Chirumbolo, S. Basophil activation test (BAT) in the diagnosis of immediate hypersensitivity reactions to radiocontrast media. Allergy. 68 (12), 1627-1628 (2013).
  56. Dona, I., et al. Hypersensitivity Reactions to Multiple Iodinated Contrast Media. Frontiers in Pharmacology. 11, 575437(2020).
  57. Giavina-Bianchi, P., Galvao, V. R., Picard, M., Caiado, J., Castells, M. C. Basophil Activation Test is a Relevant Biomarker of the Outcome of Rapid Desensitization in Platinum Compounds-Allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 5 (3), 728-736 (2017).
  58. Iwamoto, T., et al. Evaluation of basophil CD203c as a predictor of carboplatin-related hypersensitivity reaction in patients with gynecologic cancer. Biological and Pharmaceutical Bulletin. 35 (9), 1487-1495 (2012).
  59. Iwamoto, T., et al. Carboplatin-induced severe hypersensitivity reaction: role of IgE-dependent basophil activation and FcepsilonRI. Cancer Science. 105 (11), 1472-1479 (2014).
  60. Muraro, A., et al. EAACI food allergy and anaphylaxis guidelines: diagnosis and management of food allergy. Allergy. 69 (8), 1008-1025 (2014).
  61. Sato, S., et al. Basophil activation marker CD203c is useful in the diagnosis of hen's egg and cow's milk allergies in children. International Archives of Allergy and Immunology. 152, Suppl 1 54-61 (2010).
  62. Ciepiela, O., et al. Basophil activation test based on the expression of CD203c in the diagnostics of cow milk allergy in children. European Journal of Medical Research. 15, Suppl 2 21-26 (2010).
  63. Ocmant, A., et al. Basophil activation tests for the diagnosis of food allergy in children. Clinical & Experimental Allergy. 39 (8), 1234-1245 (2009).
  64. Carroccio, A., et al. A comparison between two different in vitro basophil activation tests for gluten- and cow's milk protein sensitivity in irritable bowel syndrome (IBS)-like patients. Clinical Chemistry and Laboratory Medicine. 51 (6), 1257-1263 (2013).
  65. Tokuda, R., et al. Antigen-induced expression of CD203c on basophils predicts IgE-mediated wheat allergy. Allergology International. 58 (2), 193-199 (2009).
  66. Chinuki, Y., et al. CD203c expression-based basophil activation test for diagnosis of wheat-dependent exercise-induced anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (5), 1404-1406 (2012).
  67. Carroccio, A., et al. Non-celiac wheat sensitivity diagnosed by double-blind placebo-controlled challenge: exploring a new clinical entity. Am J Gastroenterol. 107 (12), 1898-1906 (2012).
  68. Carroccio, A., et al. A cytologic assay for diagnosis of food hypersensitivity in patients with irritable bowel syndrome. Clin Gastroenterol Hepatol. 8 (3), 254-260 (2010).
  69. Santos, A. F., et al. Basophil activation test discriminates between allergy and tolerance in peanut-sensitized children. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 645-652 (2014).
  70. Glaumann, S., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, IgE-sensitization and DBPCFC in peanut-sensitized children. Allergy. 67 (2), 242-247 (2012).
  71. Javaloyes, G., et al. Performance of different in vitro techniques in the molecular diagnosis of peanut allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 22 (7), 508-513 (2012).
  72. Glaumann, S., Nopp, A., Johansson, S. G., Borres, M. P., Nilsson, C. Oral peanut challenge identifies an allergy but the peanut allergen threshold sensitivity is not reproducible. PLoS One. 8 (1), 53465(2013).
  73. Elizur, A., et al. NUT Co Reactivity - ACquiring Knowledge for Elimination Recommendations (NUT CRACKER) study. Allergy. 73 (3), 593-601 (2018).
  74. Cucu, T., De Meulenaer, B., Bridts, C., Devreese, B., Ebo, D. Impact of thermal processing and the Maillard reaction on the basophil activation of hazelnut allergic patients. Food Chem Toxicol. 50 (5), 1722-1728 (2012).
  75. Worm, M., et al. Impact of native, heat-processed and encapsulated hazelnuts on the allergic response in hazelnut-allergic patients. Clinical & Experimental Allergy. 39 (1), 159-166 (2009).
  76. Brandstrom, J., et al. Basophil allergen threshold sensitivity and component-resolved diagnostics improve hazelnut allergy diagnosis. Clinical & Experimental Allergy. 45 (9), 1412-1418 (2015).
  77. Lotzsch, B., Dolle, S., Vieths, S., Worm, M. Exploratory analysis of CD63 and CD203c expression in basophils from hazelnut sensitized and allergic individuals. Clinical and Translational Allergy. 6, 45(2016).
  78. Ebo, D. G., Bridts, C. H., Hagendorens, M. M., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Scampi allergy: from fancy name-giving to correct diagnosis. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 18 (3), 228-230 (2008).
  79. Gamboa, P. M., et al. Component-resolved in vitro diagnosis in peach-allergic patients. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 19 (1), 13-20 (2009).
  80. Gamboa, P. M., et al. Two different profiles of peach allergy in the north of Spain. Allergy. 62 (4), 408-414 (2007).
  81. Diaz-Perales, A., et al. Recombinant Pru p 3 and natural Pru p 3, a major peach allergen, show equivalent immunologic reactivity: a new tool for the diagnosis of fruit allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 111 (3), 628-633 (2003).
  82. Erdmann, S. M., Heussen, N., Moll-Slodowy, S., Merk, H. F., Sachs, B. CD63 expression on basophils as a tool for the diagnosis of pollen-associated food allergy: sensitivity and specificity. Clinical & Experimental Allergy. 33 (5), 607-614 (2003).
  83. Erdmann, S. M., et al. In vitro analysis of birch-pollen-associated food allergy by use of recombinant allergens in the basophil activation test. International Archives of Allergy and Immunology. 136 (3), 230-238 (2005).
  84. Rubio, A., et al. Benefit of the basophil activation test in deciding when to reintroduce cow's milk in allergic children. Allergy. 66 (1), 92-100 (2011).
  85. Decuyper, I. i, et al. Performance of basophil activation test and specific IgG4 as diagnostic tools in nonspecific lipid transfer protein allergy: Antwerp-Barcelona comparison. Allergy. 75 (3), 616-624 (2020).
  86. Mayorga, C., et al. Basophil response to peanut allergens in Mediterranean peanut-allergic patients. Allergy. 69 (7), 964-968 (2014).
  87. Glaumann, S., et al. Evaluation of basophil allergen threshold sensitivity (CD-sens) to peanut and Ara h 8 in children IgE-sensitized to Ara h 8. Clinical and Molecular Allergy. 13 (1), 5(2015).
  88. Wolbing, F., et al. The clinical relevance of birch pollen profilin cross-reactivity in sensitized patients. Allergy. 72 (4), 562-569 (2017).
  89. Commins, S. P., et al. Delayed clinical and ex vivo response to mammalian meat in patients with IgE to galactose-alpha-1,3-galactose. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (1), 108-115 (2014).
  90. Santos, A. F., et al. Distinct parameters of the basophil activation test reflect the severity and threshold of allergic reactions to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 135 (1), 179-186 (2015).
  91. Song, Y., et al. Correlations between basophil activation, allergen-specific IgE with outcome and severity of oral food challenges. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 114 (4), 319-326 (2015).
  92. Chinthrajah, R. S., et al. Development of a tool predicting severity of allergic reaction during peanut challenge. Annals of Allergy, Asthma & Immunology. 121 (1), 69-76 (2018).
  93. Santos, A. F., Shreffler, W. G. Road map for the clinical application of the basophil activation test in food allergy. Clinical & Experimental Allergy. 47 (9), 1115-1124 (2017).
  94. Santos, A. F., et al. Biomarkers of severity and threshold of allergic reactions during oral peanut challenges. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 146 (2), 344-355 (2020).
  95. Reier-Nilsen, T., et al. Predicting reactivity threshold in children with anaphylaxis to peanut. Clinical & Experimental Allergy. 48 (4), 415-423 (2018).
  96. Chapuis, A., et al. h 2 basophil activation test does not predict clinical reactivity to peanut. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (5), 1772-1774 (2018).
  97. Patil, S. U., et al. Early decrease in basophil sensitivity to Ara h 2 precedes sustained unresponsiveness after peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1310-1319 (2019).
  98. Chinthrajah, R. S., et al. Sustained outcomes in oral immunotherapy for peanut allergy (POISED study): a large, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet. 394 (10207), 1437-1449 (2019).
  99. Kim, E. H., et al. Long-term sublingual immunotherapy for peanut allergy in children: Clinical and immunologic evidence of desensitization. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (5), 1320-1326 (2019).
  100. Tsai, M., Mukai, K., Chinthrajah, R. S., Nadeau, K. C., Galli, S. J. Sustained successful peanut oral immunotherapy associated with low basophil activation and peanut-specific IgE. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 145 (3), 885-896 (2020).
  101. Nachshon, L., et al. Efficacy and Safety of Sesame Oral Immunotherapy-A Real-World, Single-Center Study. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 7 (8), 2775-2781 (2019).
  102. Goldberg, M. R., et al. Efficacy of baked milk oral immunotherapy in baked milk-reactive allergic patients. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 136 (6), 1601-1606 (2015).
  103. Keet, C. A., et al. The safety and efficacy of sublingual and oral immunotherapy for milk allergy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 129 (2), 448-455 (2012).
  104. Matsui, T., et al. Changes in passively-sensitized basophil activation to alphaS1-casein after oral immunotherapy. Immunity, Inflammation and Disease. 8 (2), 188-197 (2020).
  105. Giavi, S., et al. Oral immunotherapy with low allergenic hydrolysed egg in egg allergic children. Allergy. 71 (11), 1575-1584 (2016).
  106. Jones, S. M., et al. Clinical efficacy and immune regulation with peanut oral immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 124 (2), 292-300 (2009).
  107. Burks, A. W., et al. Oral immunotherapy for treatment of egg allergy in children. New England Journal of Medicine. 367 (3), 233-243 (2012).
  108. Elizur, A., et al. Clinical and laboratory 2-year outcome of oral immunotherapy in patients with cow's milk allergy. Allergy. 71 (2), 275-278 (2016).
  109. Gernez, Y., et al. Basophil CD203c levels are increased at baseline and can be used to monitor omalizumab treatment in subjects with nut allergy. International Archives of Allergy and Immunology. 154 (4), 318-327 (2011).
  110. Gomez, E., et al. Role of the basophil activation test in the diagnosis of local allergic rhinitis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 975-976 (2013).
  111. Nopp, A., et al. Basophil allergen threshold sensitivity: a useful approach to anti-IgE treatment efficacy evaluation. Allergy. 61 (3), 298-302 (2006).
  112. Dahlen, B., et al. Basophil allergen threshold sensitivity, CD-sens, is a measure of allergen sensitivity in asthma. Clinical & Experimental Allergy. 41 (8), 1091-1097 (2011).
  113. Lalek, N., Kosnik, M., Silar, M., Korosec, P. Immunoglobulin G-dependent changes in basophil allergen threshold sensitivity during birch pollen immunotherapy. Clinical & Experimental Allergy. 40 (8), 1186-1193 (2010).
  114. Schmid, J. M., Wurtzen, P. A., Dahl, R., Hoffmann, H. J. Early improvement in basophil sensitivity predicts symptom relief with grass pollen immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 134 (3), 741-744 (2014).
  115. Sharif, H., et al. Immunologic mechanisms of a short-course of Lolium perenne peptide immunotherapy: A randomized, double-blind, placebo-controlled trial. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 144 (3), 738-749 (2019).
  116. Kim, S. H., et al. Changes in basophil activation during immunotherapy with house dust mite and mugwort in patients with allergic rhinitis. Asia Pacific Allergy. 8 (1), 6(2018).
  117. Feng, M., et al. Allergen Immunotherapy-Induced Immunoglobulin G4 Reduces Basophil Activation in House Dust Mite-Allergic Asthma Patients. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 30(2020).
  118. Korosec, P., et al. Clinical routine utility of basophil activation testing for diagnosis of hymenoptera-allergic patients with emphasis on individuals with negative venom-specific IgE antibodies. International Archives of Allergy and Immunology. 161 (4), 363-368 (2013).
  119. Ebo, D. G., Hagendorens, M. M., Bridts, C. H., De Clerck, L. S., Stevens, W. J. Hymenoptera venom allergy: taking the sting out of difficult cases. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 17 (6), 357-360 (2007).
  120. Ebo, D. G., et al. Flow-assisted quantification of in vitro activated basophils in the diagnosis of wasp venom allergy and follow-up of wasp venom immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 72 (3), 196-203 (2007).
  121. Ott, H., Tenbrock, K., Baron, J., Merk, H., Lehmann, S. Basophil activation test for the diagnosis of hymenoptera venom allergy in childhood: a pilot study. Klin Padiatr. 223 (1), 27-32 (2011).
  122. Eberlein-Konig, B., Rakoski, J., Behrendt, H., Ring, J. Use of CD63 expression as marker of in vitro basophil activation in identifying the culprit in insect venom allergy. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 14 (1), 10-16 (2004).
  123. Eberlein, B., Krischan, L., Darsow, U., Ollert, M., Ring, J. Double positivity to bee and wasp venom: improved diagnostic procedure by recombinant allergen-based IgE testing and basophil activation test including data about cross-reactive carbohydrate determinants. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 130 (1), 155-161 (2012).
  124. Sturm, G. J., et al. Inconsistent results of diagnostic tools hamper the differentiation between bee and vespid venom allergy. PLoS One. 6 (6), 20842(2011).
  125. Zitnik, S. E., et al. Monitoring honeybee venom immunotherapy in children with the basophil activation test. Pediatric Allergy and Immunology. 23 (2), 166-172 (2012).
  126. Kosnik, M., Silar, M., Bajrovic, N., Music, E., Korosec, P. High sensitivity of basophils predicts side-effects in venom immunotherapy. Allergy. 60 (11), 1401-1406 (2005).
  127. Celesnik, N., et al. Short-term venom immunotherapy induces desensitization of FcepsilonRI-mediated basophil response. Allergy. 67 (12), 1594-1600 (2012).
  128. Nullens, S., et al. Basophilic histamine content and release during venom immunotherapy: insights by flow cytometry. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 84 (3), 173-178 (2013).
  129. Bidad, K., Nawijn, M. C., Van Oosterhout, A. J., Van Der Heide, S., Elberink, J. N. Basophil activation test in the diagnosis and monitoring of mastocytosis patients with wasp venom allergy on immunotherapy. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 86 (3), 183-190 (2014).
  130. Eberlein-Konig, B., Schmidt-Leidescher, C., Behrendt, H., Ring, J. Predicting side-effects in venom immunotherapy by basophil activation. Allergy. 61 (7), 897(2006).
  131. Kikuchi, Y., Kaplan, A. P. Mechanisms of autoimmune activation of basophils in chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 107 (6), 1056-1062 (2001).
  132. Huston, D. P., Sabato, V. Decoding the Enigma of Urticaria and Angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology Practice. 6 (4), 1171-1175 (2018).
  133. Netchiporouk, E., et al. Positive CD63 Basophil Activation Tests Are Common in Children with Chronic Spontaneous Urticaria and Linked to High Disease Activity. International Archives of Allergy and Immunology. 171 (2), 81-88 (2016).
  134. Irinyi, B., et al. Extended diagnostic value of autologous serum skin test and basophil CD63 expression assay in chronic urticaria. British Journal of Dermatology. 168 (3), 656-658 (2013).
  135. Chen, Q., et al. Basophil CD63 expression in chronic spontaneous urticaria: correlation with allergic sensitization, serum autoreactivity and basophil reactivity. Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology. 31 (3), 463-468 (2017).
  136. Wedi, B., Novacovic, V., Koerner, M., Kapp, A. Chronic urticaria serum induces histamine release, leukotriene production, and basophil CD63 surface expression--inhibitory effects ofanti-inflammatory drugs. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 105 (3), 552-560 (2000).
  137. Yasnowsky, K. M., et al. Chronic urticaria sera increase basophil CD203c expression. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 117 (6), 1430-1434 (2006).
  138. Curto-Barredo, L., et al. Basophil Activation Test identifies the patients with Chronic Spontaneous Urticaria suffering the most active disease. Immunity, Inflammation and Disease. 4 (4), 441-445 (2016).
  139. Santos, A. F., Alpan, O., Hoffmann, H. J. Basophil activation test: Mechanisms and considerations for use in clinical trials and clinical practice. Allergy. , (2021).
  140. Boumiza, R., Debard, A. L., Monneret, G. The basophil activation test by flow cytometry: recent developments in clinical studies, standardization and emerging perspectives. Clinical and Molecular Allergy. 3, 9(2005).
  141. Aljadi, Z., et al. Activation of basophils is a new and sensitive marker of biocompatibility in hemodialysis. Artif Organs. 38 (11), 945-953 (2014).
  142. Rasmussen, P., Spillner, E., Hoffmann, H. J. Inhibiting phosphatase SHIP-1 enhances suboptimal IgE-mediated activation of human blood basophils but inhibits IgE-mediated activation of cultured human mast cells. Immunology Letters. 210, 40-46 (2019).
  143. Mueller-Wirth, N., et al. IgE-mediated chlorhexidine allergy-Cross-reactivity with other biguanide disinfectants. Allergy. 75 (12), 3237-3247 (2020).
  144. Johansson, S. G., et al. Passive IgE-sensitization by blood transfusion. Allergy. 60 (9), 1192-1199 (2005).
  145. Ariza, A., et al. Basophil activation after nonsteroidal anti-inflammatory drugs stimulation in patients with immediate hypersensitivity reactions to these drugs. Cytometry A. 85 (5), 400-407 (2014).
  146. Sturm, G. J., et al. The basophil activation test in the diagnosis of allergy: technical issues and critical factors. Allergy. 64 (9), 1319-1326 (2009).
  147. Iqbal, K., Bhargava, K., Skov, P. S., Falkencrone, S., Grattan, C. E. A positive serum basophil histamine release assay is a marker for ciclosporin-responsiveness in patients with chronic spontaneous urticaria. Clinical and Translational Allergy. 2 (1), 19(2012).
  148. Korosec, P., et al. high-affinity IgE receptors, and CCL2 in human anaphylaxis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 140 (3), 750-758 (2017).
  149. Fernandez, T. D., et al. Negativization rates of IgE radioimmunoassay and basophil activation test in immediate reactions to penicillins. Allergy. 64 (2), 242-248 (2009).
  150. Kwok, M., Lack, G., Santos, A. F. Improved standardisation of the whole blood basophil activation test to peanut. Clinical and Translational Allergy. 8 (26), Suppl 2 15-16 (2017).
  151. Mukai, K., et al. Assessing basophil activation by using flow cytometry and mass cytometry in blood stored 24 hours before analysis. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 139 (3), 889-899 (2017).
  152. Sousa, N., Martinez-Aranguren, R., Fernandez-Benitez, M., Ribeiro, F., Sanz, M. L. Comparison of basophil activation test results in blood preserved in acid citrate dextrose and EDTA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology. 20 (6), 535-536 (2010).
  153. Knol, E. F., Koenderman, L., Mul, F. P., Verhoeven, A. J., Roos, D. Differential activation of human basophils by anti-IgE and formyl-methionyl-leucyl-phenylalanine. Indications for protein kinase C-dependent and -independent activation pathways. European Journal of Immunology. 21 (4), 881-885 (1991).
  154. Macglashan, D. W. Basophil activation testing. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 132 (4), 777-787 (2013).
  155. Macglashan, D., Moore, G., Muchhal, U. Regulation of IgE-mediated signalling in human basophils by CD32b and its role in Syk down-regulation: basic mechanisms in allergic disease. Clinical & Experimental Allergy. 44 (5), 713-723 (2014).
  156. Macglashan, D. Subthreshold desensitization of human basophils re-capitulates the loss of Syk and FcepsilonRI expression characterized by other methods of desensitization. Clinical & Experimental Allergy. 42 (7), 1060-1070 (2012).
  157. Grochowy, G., Hermiston, M. L., Kuhny, M., Weiss, A., Huber, M. Requirement for CD45 in fine-tuning mast cell responses mediated by different ligand-receptor systems. Cell Signaling. 21 (8), 1277-1286 (2009).
  158. Schroeder, J. T., Chichester, K. L., Bieneman, A. P. Human basophils secrete IL-3: evidence of autocrine priming for phenotypic and functional responses in allergic disease. Journal of Immunology. 182 (4), 2432-2438 (2009).
  159. Ocmant, A., et al. Flow cytometry for basophil activation markers: the measurement of CD203c up-regulation is as reliable as CD63 expression in the diagnosis of cat allergy. Journal of Immunology Methods. 320 (1-2), 40-48 (2007).
  160. Gentinetta, T., et al. Individual IL-3 priming is crucial for consistent in vitro activation of donor basophils in patients with chronic urticaria. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 128 (6), 1227-1234 (2011).
  161. Sturm, E. M., et al. CD203c-based basophil activation test in allergy diagnosis: characteristics and differences to CD63 upregulation. Cytometry Part B: Clinical Cytometry. 78 (5), 308-318 (2010).
  162. Hausmann, O. V., et al. Robust expression of CCR3 as a single basophil selection marker in flow cytometry. Allergy. 66 (1), 85-91 (2011).
  163. Nucera, E., et al. Utility of Basophil Activation Test for monitoring the acquisition of clinical tolerance after oral desensitization to cow's milk: Pilot study. United European Gastroenterol Journal. 3 (3), 272-276 (2015).
  164. Imoto, Y., et al. Peripheral basophil reactivity, CD203c expression by Cryj1 stimulation, is useful for diagnosing seasonal allergic rhinitis by Japanese cedar pollen. Immunity, Inflammation and Disease. 3 (3), 300-308 (2015).
  165. Konstantinou, G. N., et al. EAACI taskforce position paper: evidence for autoimmune urticaria and proposal for defining diagnostic criteria. Allergy. 68 (1), 27-36 (2013).
  166. Santos, A. F., Becares, N., Stephens, A., Turcanu, V., Lack, G. The expression of CD123 can decrease with basophil activation: implications for the gating strategy of the basophil activation test. Clinical and Translational Allergy. 6, 11(2016).
  167. Dijkstra, D., et al. Identification and quantification of basophils in the airways of asthmatics following segmental allergen challenge. Cytometry A. 85 (7), 580-587 (2014).
  168. Dijkstra, D., Meyer-Bahlburg, A. Human Basophils Modulate Plasma Cell Differentiation and Maturation. Journal of Immunology. 198 (1), 229-238 (2017).
  169. Sihra, B. S., Kon, O. M., Grant, J. A., Kay, A. B. Expression of high-affinity IgE receptors (Fc epsilon RI) on peripheral blood basophils, monocytes, and eosinophils in atopic and nonatopic subjects: relationship to total serum IgE concentrations. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 99 (5), 699-706 (1997).
  170. Dehlink, E., Baker, A. H., Yen, E., Nurko, S., Fiebiger, E. Relationships between levels of serum IgE, cell-bound IgE, and IgE-receptors on peripheral blood cells in a pediatric population. PLoS One. 5 (8), 12204(2010).
  171. Hoffmann, H. J., Frandsen, P. M., Christensen, L. H., Schiotz, P. O., Dahl, R. Cultured human mast cells are heterogeneous for expression of the high-affinity IgE receptor FcepsilonRI. International Archives of Allergy and Immunology. 157 (3), 246-250 (2012).
  172. Ebo, D. G., et al. Analyzing histamine release by flow cytometry (HistaFlow): a novel instrument to study the degranulation patterns of basophils. Journal of Immunology Methods. 375 (1-2), 30-38 (2012).
  173. Macglashan, D. Marked differences in the signaling requirements for expression of CD203c and CD11b versus CD63 expression and histamine release in human basophils. International Archives of Allergy and Immunology. 159 (3), 243-252 (2012).
  174. Torres, M. J., et al. Clavulanic acid can be the component in amoxicillin-clavulanic acid responsible for immediate hypersensitivity reactions. Journal of Allergy and Clinical Immunology. 125 (2), 502-505 (2010).
  175. Ariza, A., et al. Pyrazolones metabolites are relevant for identifying selective anaphylaxis to metamizole. Scientific Reports. 6, 23845(2016).

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