Dieses Protokoll stellt eine Technik zur hochauflösenden Kartierung von Replikationsstellen in strukturell konserviertem Chromatin in situ vor, die eine Kombination aus voreingebetteter EdU-Streptatvid-Nanogold-Markierung und ChromEMT verwendet.
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Dieses Protokoll stellt eine Technik zur hochauflösenden Kartierung von Replikationsstellen in strukturell konserviertem Chromatin in situ vor, die eine Kombination aus voreingebetteter EdU-Streptatvid-Nanogold-Markierung und ChromEMT verwendet.
Die Prinzipien der DNA-Faltung im Zellkern und ihre dynamischen Transformationen, die während der Erfüllung grundlegender genetischer Funktionen (Transkription, Replikation, Segregation usw.) auftreten, sind nach wie vor wenig verstanden, was zum Teil auf das Fehlen experimenteller Ansätze zur hochauflösenden Visualisierung spezifischer Chromatinorte in strukturell konservierten Kernen zurückzuführen ist. Hier stellen wir ein Protokoll zur Visualisierung replitiver Domänen in Monolayer-Zellkultur in situ vor, indem wir die EdU-Markierung neu synthetisierter DNA mit anschließender Markierungsdetektion mit Ag-Amplifikation von Nanogoldpartikeln und ChromEM-Färbung von Chromatin kombinieren. Dieses Protokoll ermöglicht die kontrastreiche, hocheffiziente Voreinbettungsmarkierung, die mit der traditionellen Glutaraldehydfixierung kompatibel ist und die beste strukturelle Konservierung von Chromatin für die Probenverarbeitung bei Raumtemperatur bietet. Ein weiterer Vorteil der Prä-Embedding-Kennzeichnung ist die Möglichkeit, Zellen von Interesse für die Schnittaufnahme vorzuselektieren. Dies ist besonders wichtig für die Analyse heterogener Zellpopulationen sowie für die Kompatibilität mit elektronentomographischen Ansätzen zur hochauflösenden 3D-Analyse der Chromatinorganisation an Replikationsstellen und zur Analyse der postreplizierenden Chromatin-Neuanordnung und Schwesterchromatid-Segregation in der Interphase.
Die DNA-Replikation ist ein grundlegender biologischer Prozess, der für das originalgetreue Kopieren und Übertragen der genetischen Information während der Zellteilung erforderlich ist. Bei höheren Eukaryoten unterliegt die DNA-Replikation einer engen räumlich-zeitlichen Regulation, die sich in einer sequentiellen Aktivierung der Replikationsursprüngemanifestiert 1. Benachbarte Replikationsursprünge, die synchron ausgelöst werden, bilden Cluster von replicons2. Auf der Ebene der optischen Mikroskopie werden Stellen der laufenden DNA-Replikation als Replikationsherde unterschiedlicher Anzahl und Größe nachgewiesen. Replik....
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Das Protokoll ist für adhärente Zellen optimiert und wurde an HeLa-, HT1080- und CHO-Zelllinien getestet.
1. Zellmarkierung und -fixierung
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Replikationsherde in Säugetierzellkernen zeigen je nach S-Phasen-Progression unterschiedliche Verteilungsmuster innerhalb des Kerns. Diese Muster korrelieren mit der transkriptionellen Aktivität der replizierten Loci. Da die hier vorgestellte Methode ein ziemlich starkes Fixationsverfahren verwendet, ist es ziemlich einfach, die repliktive Pulsmarkierung für den spezifischen Nachweis von Chromatin-Loci in verschiedenen Transkriptionszuständen zu verwenden, selbst unter Bedingungen, die eine beste strukturelle Konservieru.......
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Die hier beschriebene Methode hat mehrere Vorteile gegenüber zuvor veröffentlichten Protokollen. Erstens eliminiert die Verwendung der Click-Chemie zur Markierung replizierter DNA die Notwendigkeit der DNA-Denaturierung, die für den BrdU-Nachweis mit Antikörpern erforderlich ist, wodurch die Chromatin-Ultrastruktur besser erhalten wird.
Zweitens minimiert die Verwendung von Biotin als sekundärer Ligand, der nach der Glutaraldehydfixierung und dem ordnungsgemäßen Abschrecken von ungebundenen A.......
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Die Autoren haben nichts zu verraten
Diese Arbeit wurde zum Teil von RSF (Grant #17-15-01290) und RFBR (Grant #19-015-00273) unterstützt. Die Autoren danken dem Lomonosov Moscow State University Development Program (PNR 5.13) und dem Nikon Center of Excellence in korrelativer Bildgebung am Belozersky Institute of Physico-Chemical Biology für den Zugang zu bildgebenden Instrumenten.
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| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Reagenz | |||
| 5-ethynyl-2'-deoxyuridin (EdU) | Thermo Fisher | A10044 | |
| 2-(4-Morpholino)ethansulfonsäure (MES) | Fisher Scientific | BP300-100 | |
| AlexaFluor 555-azid | Termo Fisher | A20012 | |
| Biotin-azid | Lumiprobe | C3730 | |
| Rinderserumalbumin | Boval | LY-0080 | |
| DDSA | SPI-CHEM | 26544-38-7 | |
| DMP-30 | SPI-CHEM | 90-72-2 | |
| DRAQ5 | Thermo Scientific | 62251 | |
| Epoxidharzmonomer | SPI-CHEM | 90529-77-4 | |
| Glutaraldehyd (25%, EM-Qualität) | TED PELLA, INC | 18426 | |
| Gummi arabicum | ACROS Organics | 258850010 | |
| Magnesiumchlorid | Panreac | 141396.1209 | |
| NaBH4 | SIGMA-ALDRICH | 213462 | |
| NMA | SPI-CHEM | 25134-21-8 | |
| N-Propylgallat | SIGMA-ALDRICH | P3130 | |
| PBS | MP Biomedicals | 2810305 | |
| Silberlactat | ALDRICH | 359750-5G | |
| Streptavidin-AlexaFluor 488 Konjugat | Termo Fisher | S11223 | |
| Streptavidin-Nanogold Konjugat | Nanosonden | 2016 | |
| Tetrachloraurinsäure | SIGMA-ALDRICH | HT1004 | |
| Tris(hydroxymethyl)aminomethan (Tris) | CHEM-IMPEX INT'L | 298 | |
| Triton X-100 | Fluka Chemica | 93420 | |
| Instruments | |||
| Carbon Coater | Hitachi | ||
| Kupfer Single Slot Gitter | Ted Pella | 1GC10H | |
| Cy5 Fluoreszenzfilter Set (Ex620/60 DM660 Em700/75) | Nikon | Cy5 HQ | Alternativen: Zeiss, Leica, Olympus |
| Diamond Messer Ultra Wet 45o | Diatome | DU | Alternativen: Ted Pella |
| Leuchtstoffmikroskop | Nikon | Ti-E | Alternativen: Zeiss, Leica, Olympus |
| High-tilt Probenhalter | Jeol | ||
| Rotator | Biosan | Multi Bio RS-24 | |
| Transmissionselektronenmikroskop mit 200 kV im EFTEM-Modus, mit High-Tilt-Goniometer | Jeol | JEM-2100 | Alternativen: FEI, Hitachi |
| Pinzette | Ted Pella | 523 | |
| Ultramikrotom | Leica | UltraCut-E | Alternativen: RMC |
| Software | |||
| Bildaufnahme | Open Source | SerialEM (https://bio3d.colorado.edu/SerialEM/) | |
| Bildverarbeitung | Open Source | IMOD (https://bio3d.colorado.edu/imod/) |
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