Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Durale Stimulation und periorbitale von Frey-Tests bei Mäusen als präklinisches Modell von Kopfschmerzen

9.6K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/62867

⸱

29. Juli 2021

 ,  ,  , 
1School of Brain and Behavioral Sciences and Center for Advanced Pain Studies, University of Texas at Dallas

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das bemerkenswerteste Symptom der Migräne sind starke Kopfschmerzen, und es wird angenommen, dass dies durch sensorische Neuronen vermittelt wird, die die Hirnhäute innervieren. Hier stellen wir eine Methode vor, um Substanzen auf minimal-invasive Weise lokal auf die Dura aufzutragen, während die Überempfindlichkeit des Gesichts als Ausgang verwendet wird.

Zusammenfassung

Es wird angenommen, dass die kranialen Hirnhäute, bestehend aus Dura mater, Spinnentier und Pia mater, in erster Linie strukturelle Funktionen für das Nervensystem erfüllen. Sie schützen beispielsweise das Gehirn vor dem Schädel und verankern/organisieren die vaskuläre und neuronale Versorgung des Kortex. Die Hirnhäute sind jedoch auch an Erkrankungen des Nervensystems wie Migräne beteiligt, bei denen die während einer Migräne auftretenden Schmerzen auf lokale sterile Entzündungen und die anschließende Aktivierung lokaler nozizeptiver Afferenzen zurückzuführen sind. Von den Schichten in den Hirnhäuten ist die Dura mater von besonderem Interesse in der Pathophysiologie der Migräne. Es ist stark vaskularisiert, beherbergt lokale nozizeptive Neuronen und beherbergt eine Vielzahl von ansässigen Zellen wie Immunzellen. Subtile Veränderungen in der lokalen meningealen Mikroumgebung können zur Aktivierung und Sensibilisierung von duralen perivaskulären Nozizeptoren führen, was zu Migräneschmerzen führt. Studien haben versucht zu untersuchen, wie durale Afferenzen aktiviert / sensibilisiert werden, indem entweder in vivo Elektrophysiologie, bildgebende Verfahren oder Verhaltensmodelle verwendet werden, aber diese erfordern in der Regel sehr invasive Operationen. Dieses Protokoll stellt eine Methode zur vergleichsweise nicht-invasiven Applikation von Verbindungen auf der Dura mater bei Mäusen und eine geeignete Methode zur Messung der kopfschmerzähnlichen taktilen Empfindlichkeit mittels periorbitaler von-Frey-Tests nach duraler Stimulation dar. Diese Methode erhält die Integrität der Dura und des Schädels und reduziert verwirrende Effekte von invasiven Techniken, indem Substanzen durch eine 0,65 mm modifizierte Kanüle an der Verbindung von unverschmolzenen sagittalen und lambdoiden Nähten injiziert werden. Dieses präklinische Modell wird es den Forschern ermöglichen, eine breite Palette von Duralreizen und ihre Rolle bei der pathologischen Progression von Migräne zu untersuchen, wie Nozizeptoraktivierung, Aktivierung von Immunzellen, Gefäßveränderungen und Schmerzverhalten, während gleichzeitig verletzungsfreie Bedingungen für den Schädel und die Hirnhäute aufrechterhalten werden.

Einleitung

Migräneschmerzen bleiben weltweit ein großes Problem der öffentlichen Gesundheit. Die Weltgesundheitsorganisation stuft sie als die sechsthäufigste Krankheit der Welt ein, die knapp 15% der Erdbevölkerung betrifft1 und eine erhebliche sozioökonomische Belastung für die Gesellschaft verursacht 2,3. Die Behandlungsmöglichkeiten und ihre Wirksamkeit waren suboptimal und bieten nur symptomatische Linderung und modifizieren nicht signifikant pathophysiologische Ereignisse, die dem Auftreten von Migräne zugrunde liegen 4,5. Der Mangel an Behandlungserfolg ist wahrscheinlich darauf zurückzuführen, dass Migräne eine multifaktorielle Störung ist, deren Pathologie kaum verstanden wird und zu einer begrenzten Anzahl von therapeutischen Zielen führt. Migräne ist auch in Tiermodellen vollständig zu erfassen, insbesondere angesichts der Tatsache, dass die Migränediagnose auf der Grundlage verbaler Kommunikation mit Patienten gestellt wird, die ihre Erfahrungen mit Migränemerkmalen wie Aura, Kopfschmerzen, Photophobie und Allodynie beschreiben. Ungeachtet dessen ist es wichtig zu beachten, dass die jüngsten Fortschritte bei der Migränebehandlung derzeit die Behandlung vieler neurologischer Erkrankungen übertreffen, die durch präklinische Modelle gut validiert wurden. Zum Beispiel waren monoklonale Antikörper und kleine Moleküle, die auf Calcitonin-Gen-verwandtes Peptid oder seinen Rezeptor abzielen, sehr erfolgreich bei der Verbesserung der Lebensqualität von Migränepatienten und können möglicherweise das klinische Management von Migräne verändern. Während es Fortschritte beim Verständnis dieser Störung gegeben hat, gibt es noch viel zu klären.

Basierend auf präklinischen Tiermodellen und Humanstudien ist es allgemein anerkannt, dass Migränekopfschmerzen durch eine abweichende Aktivierung von nozizeptiven Fasern in den Hirnhäuten ausgelöst werden, die durch die Trigeminus- und oberen zervikalen Dorsalwurzelganglien 6,7,8,9,10 signalisieren. Trotz dieser Theorie verwenden viele Studien immer noch die systemische Verabreichung von Medikamenten, um die zugrunde liegenden beitragenden Mechanismen bei Migräne zu verstehen. Während die systemische Dosierung von Medikamenten unser Verständnis erheblich gestärkt hat, beurteilen diese Ergebnisse nicht direkt, ob lokale Aktionen innerhalb des Zielgewebes von Interesse eine Rolle bei Migräne spielen. Umgekehrt haben mehrere Studien einen Ansatz zur Stimulierung der Dura verfolgt; Diese Experimente erfordern jedoch eine Kanülenimplantation über eine invasive Kraniotomie und verlängerte Erholungszeiten11,12. Aufgrund dieser Einschränkungen haben wir einen minimalinvasiven Ansatz entwickelt, um die Dura lokal zu stimulieren, wobei das Fehlen einer Kraniotomie die postoperative Genesung eliminiert und sofortige Tests an wachen Tierenermöglicht 12,13,14. Diese Injektionen werden unter leichter Isoflurananästhesie durchgeführt und an der Verbindung der sagittalen und lambdoiden Nähte bei Mäusen verabreicht.

Es wurden mehrere Ansätze entwickelt, um nozizeptive Verhaltensreaktionen bei Nagetierenzu bewerten 15. Kutane Allodynie wurde bei etwa 80% der Migränepatienten16,17 berichtet und stellt einen potenziellen translationalen Endpunkt für die Anwendung bei Nagetieren dar. In präklinischen Modellen wurde die Anwendung von Von-Frey-Filamenten auf die Plantarregion der Nagetierpfote verwendet, um das Schmerzverhalten in präklinischen Migränemodellen zu beurteilen. Die Haupteinschränkung dieses Ansatzes besteht darin, dass er die Kopfregion nicht testet. Die Gesichtsgrimassenbewertung wurde verwendet, um das Schmerzverhalten bei Nagetieren durch die Analyse von Gesichtsausdrücken nach der Induktion von Schmerzreizenzu erfassen 18,19. Zu den Einschränkungen gehört jedoch, dass nur Reaktionen auf akute Reize und nicht chronische orofaziale Schmerzzustände erfasst werden. Gesichtspflege und verminderte Aufzucht werden auch als Ergebnisse von Verhaltensreaktionen in präklinischen Modellen der Migräne betrachtet20,21. Zu den Einschränkungen der ersteren gehören Schwierigkeiten bei der Unterscheidung von Schmerzreaktionen von normaler Routinepflege und anderen Empfindungen wie Juckreiz. Im letzteren Fall nimmt das Aufzuchtverhalten nach der Einführung von Nagetieren in neuartigen Umgebungen typischerweise schnell ab. Obwohl jeder dieser Verhaltensendpunkte für das Verständnis verschiedener Mechanismen, die zu Schmerzzuständen beitragen, wertvoll ist, besteht ein kritischer Bedarf an präklinischen Modellen von Schmerzstörungen wie Migräne, um Endpunkte einzubeziehen, die spezifisch cephalische Überempfindlichkeitsreaktionen erfassen. Die Beurteilung der taktilen Überempfindlichkeit der periorbitalen Haut nach duraler Stimulation ist eine Methode, die einen besseren Einblick in Mechanismen geben kann, die zu Migräne beitragen, bei denen sensorische Symptome überwiegend cephalischer Natur sind. Hier beschreiben wir eine Methode zur Verabreichung von Substanzen auf die Mausdura als präklinisches Modell der Migräne. Im Anschluss an die durale Anwendung präsentieren wir auch eine detaillierte Methode zum Testen der periorbitalen taktilen Überempfindlichkeit mit kalibrierten Von-Frey-Filamenten, die in der Dixon-Up-Down-Methode angewendet werden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Verfahren wurden mit vorheriger Genehmigung des institutionellen Animal Care and Use Committee an der University of Texas in Dallas durchgeführt. ICR (CD-1) (30-35 g) und C57/BL6 (25-30 g) Mäuse im Alter von 6-8 Wochen wurden in dieser Studie verwendet.

1. Dural-Infuser

  1. Erstellen Sie die Maus-Infusers / Injektoren, indem Sie eine handelsübliche interne Kanüle und einen Infuser für einseitige Injektionen mit einer nichtmetallischen Quarzglas-Kunststoffkappe modifizieren, die verstellbar ist und in eine 28-G-Führungskanüle mit einem Innendurchmesser (I.D.) von 0,18 mm und einem Außendurchmesser (O.D.) von 0,35 mm eingesetzt wird (Abbildung 1A).
  2. Verwenden Sie einen Bremssattel oder ein anderes Messgerät, um die Kappe aus Quarzglas am Infuser auf eine Länge von 0,6 mm einzustellen; Gemessen von der Spitze des Infusers bis zum Rand der Silica-Kunststoffkappe.
    1. Achten Sie darauf, den Infuser beim Einstellen der Kunststoffkappe nicht zu verbiegen oder zu stumpf zu machen.
    2. Für andere Mausstämme, die zuvor nicht für durale Injektionen verwendet wurden, bestimmen Sie die optimale Infusionslänge, indem Sie die Länge auf 0,6 mm einstellen und Pilotinjektionen mit Tinte oder Farbstoff durchführen, wobei Sie die Infusionskörperlänge anpassen, bis beobachtet wird, dass sich der Farbstoff nur in der Dura mater und nicht auf dem Gehirn oder Schädel befindet.
  3. Befestigen Sie das lange Ende (oder das Ende, das nicht auf 0,6 mm gemessen wurde) des eingestellten Schlauchs an Kunststoffschläuchen (Pumpenschläuche, 2 Stufen, I.D. 0,19 mm, Länge 406 mm).
    1. Schneiden Sie den Schlauch auf eine Mindestlänge von 8 Zoll, um sicherzustellen, dass genügend Leine vorhanden ist, um ein Volumen von 5 μL aufzunehmen.
    2. Stellen Sie sicher, dass der Schlauch das Metallteil und die Oberseite des Kunststoffstopfens am Infuser bedeckt. Dies verhindert, dass sich Luftblasen in der Leitung ansammeln.
  4. Befestigen Sie das andere Ende des Schlauches an einer 10-μL-Glas-Mikrospritze (gasdicht; zementierte Nadel; 21 G mit einem 10-mm-Vorsprung), wobei Sie erneut darauf achten, dass der Metallteil der Spritze fest abgedichtet ist (Abbildung 1A).
  5. Sobald die Leitung angeschlossen ist, füllen Sie die Spritze mit 5 μL phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), synthetischer Interstitialflüssigkeit (SIF) oder anderen Fahrzeugen der Wahl, um die Bildung von Luftblasen zu verhindern.
    1. Wenn Luftblasen in der Leitung beobachtet werden, überfluten Sie die Leitung mit dem Fahrzeug, bis sich die Blasen aufgelöst haben.
      HINWEIS: Es kann hilfreich sein, die Spritze mit dem Fahrzeug zu füllen, bevor sie an der Leitung befestigt wird, und dann die Flüssigkeit durch die Leitung zu drücken, sobald sie angeschlossen ist.
  6. Nachdem die Leitung mit 5 μL des Fahrzeugs verfüllt ist und effizient arbeitet, laden Sie 5 μL des Arzneimittels / der Lösung in die Hamilton-Spritze (Tinte oder Farbstoff kann als Alternative zum Medikament / zur Lösung verwendet werden, wenn Sie diese Technik erlernen oder üben).
    1. Stellen Sie sicher, dass alle Fahrzeuglösungen, die auf die Dura verabreicht werden, bei einem pH-Wert von 7,4 gehalten und auf eine Osmolalität von 310 gemessen werden. Dies reduziert die potenzielle Aktivierung von säureempfindlichen Ionenkanälen und anderen osmosensitiven Kanälen innerhalb der Dura.
  7. Das maximale Volumen, das an Mäusen getestet wurde, die kein Austreten in das Gehirn verursachten, beträgt ungefähr 10 μL. Die Verhaltenseffekte nach Injektionen mit diesem Volumen wurden nicht getestet. Aus diesem Grund nur 5 μL der Lösung auf die Dura geben.
    HINWEIS: Diese Beobachtungen basieren auf den Mausstämmen / -alter / -gewichten von 6-8 Wochen alten CD1 / ICR-Mäusen.

2. Durale Injektionen

  1. Sobald die Spritze vorbereitet und das Medikament geladen ist, positionieren Sie eine Maus flach auf ihrem Bauch und betäuben Sie sie unter kurzem 3% Isofluran mit einer Sauerstoffflussrate von 0,5-1 l / min über den Nasenkonus.
    1. Nachdem die Maus keinen Quetschreflex mehr anzeigt, passen Sie die Anästhesie an und halten Sie sie bei einem Isofluran von 1,5% aufrecht.
  2. Nach der Betäubung sterile opthalmische Salbe auf die Augen auftragen und den Kopf des Tieres rasieren, dann desinfizieren Sie die Haut mit Povidon-Jod und Ethanol. Danach gelangen Sie in eine Position, die einer erfolgreichen Injektion förderlich ist.
  3. Verwenden Sie eine Hand, um den Kopf des Tieres zu stabilisieren und halten Sie den Infuser mit der anderen Hand.
  4. Sondieren und lokalisieren Sie vorsichtig die Verbindung der sagittalen und lambdoidalen Nähte am Schädel der Maus (Abbildung 1B, C).
    1. Um diese diskrete Verbindung durch die Haut zu lokalisieren, verwenden Sie die topographischen Merkmale des Schädels und untersuchen Sie vorsichtig die allgemeine Position der Verbindung mit dem Infuser.
    2. Überprüfen Sie die Position der Verbindung, indem Sie den Infuser entlang des Schädels neu positionieren und nach der genauen Position suchen.
  5. Sobald sich die Naht befindet und der Infuser an Ort und Stelle ist, wackeln Sie den Infuser sehr langsam und sanft hin und her, bis er durch die Haut dringt und in die Verbindung bis zum Kunststoffstopfen fällt.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie die gesamte 0,6-mm-Spitze des Infusers in die Verbindung einführen.
  6. Um die Genauigkeit zu überprüfen, verwenden Sie Tinte oder Farbstoff als Injektionslösung und euthanasieren und enthaupten Sie die Maus.
    1. Entfernen Sie die Totenkopfkappe, um den Farbstoff in der Dura mater sichtbar zu machen (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Farbstoff sollte nicht am Gehirn oder an der Außenseite des Schädels beobachtet werden. Ebenso sollten Mäuse in jedem Experiment post mortem überprüft werden, um die Genauigkeit der Injektion zu überprüfen und sicherzustellen, dass die Integrität der Dura mater unbeschädigt war.
  7. Entfernen Sie nach der Injektion die Maus aus der Narkose, warten Sie, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt hat, und kehren Sie dann in ihren Käfig zurück oder legen Sie sie in eine Testkammer, um mit den gewünschten Assays zu beginnen.
    HINWEIS: Erlauben Sie der Maus, sich mindestens 30 Minuten lang von der Anästhesie zu erholen, bevor Sie Verhaltensexperimente durchführen.

3. Periorbital von Frey

  1. Beginnen Sie die Studie mit einer Kohorte von etwa 16-20 Mäusen.
  2. Behandeln Sie am Tag vor der Gewöhnung jede Maus mindestens 5 Minuten lang.
  3. Etwa 24 h nach der Handhabung gewöhnen sich die Mäuse an die Prüfraumbedingungen und die von Frey-Prüfapparatur (Abbildung 2A).
    HINWEIS: Die Acrylprüfvorrichtung besteht aus einzelnen Fächern mit Deckeln, die ungefähr 3 Zoll x 3,5 Zoll x 5 Zoll (B x H x T) sind und von Aluminiumständern getragen werden, die über 0,25 in 19 G quadratverzinktem Stahlgewebedraht verbunden sind.
    1. Legen Sie die Mäuse in einen horizontal platzierten weißen 4-Unzen-Pappbecher, der geruchlos ist und kein Polyethylen oder Paraffinwachs enthält.
      HINWEIS: Diese Arten von Tassen werden bevorzugt, da sie bei Einnahme Magen-Darm-Störungen bei den Mäusen reduzieren (Abbildung 2B).
  4. Während sich die Tiere in ihren jeweiligen Kammern befinden, legen Sie ein Pellet der normalen Chow-Diät in die einzelne Kammer jeder Maus, um die Tiere zu beruhigen und unnötigen Stress für die Tiere zu vermeiden. Tun Sie dies 3 Tage lang vor einem von Frey-Verhaltenstest.
    1. Stellen Sie sicher, dass jedes Mal, wenn die Mäuse in der Kammer sind, Zugang zu Nahrung besteht.
    2. Nummerieren und weisen Sie jedes Tier dem gleichen Platz im Testrack zu. Legen Sie die Maus jeden Tag des Testzeitraums in dieselbe Tasse, um sicherzustellen, dass sich jedes Tier an seine Testumgebung gewöhnt.
      HINWEIS: Mäuse nagen an den Bechern und zerstören anschließend die Tassen. Sollte dies der Fall sein, ersetzen Sie die Tasse und beschriften Sie sie mit der entsprechenden Mausnummer.
  5. Nach den ersten 3 Tagen der Gewöhnung legen Sie die Mäuse in ihre einzelnen Kammern.
    1. Lassen Sie die Tiere sich vor einem von Frey-Test mindestens 1 Stunde lang an den Testraum und die Kammern gewöhnen, damit sich die Mäuse beruhigen können und anschließend leichter zu testen sind.
  6. Nachdem Sie sich am Testtag an den Raum gewöhnt haben, entfernen Sie eine Maus, während sie sich noch in ihrer Tasse befindet, aus der jeweiligen Kammer.
    1. Halten Sie die Tasse in der horizontalen Position, so dass die Maus sowohl auf Vorderpfoten als auch auf Hinterpfoten ist, um ihr Gewicht gleichmäßig verteilt zu halten.
      HINWEIS: Eine ungleiche Gewichtsverteilung kann die Reaktionen der Tiere verändern und sogar verhindern, dass Tiere reagieren.
  7. Stellen Sie die Tasse mit der Maus drinnen auf den Tisch unter dem Testrack auf dem saugfähigen Pad.
  8. Für periorbitale von-Frey-Tests legen Sie das 0,07 g Von-Frey-Filament direkt in die Mitte des Gesichts und zwischen die Augen.
  9. Üben Sie genügend Druck auf das Filament aus, damit sich das von Frey-Haar zu einer "C" -förmigen Formation biegt.
    1. Halten Sie den Kontakt mit der Region mindestens 3 s, aber nicht mehr als 5 s aufrecht oder bis die Maus ihren Kopf zieht und mit ihrer Pfote auf das Filament streift.
      HINWEIS: Wenn das Filament während des Tests verrutscht oder mehr als die Spitze des Filaments das Tier berührt, sollten Antworten nicht gezählt werden. Diese Reaktionen können als Reaktion auf den Pinsel erfolgen, der von verschiedenen Mechanorezeptoren aktiviert wird und daher möglicherweise keine genauen Ergebnisse widerspiegelt.
    2. Von Frey Filamente nach der Dixon "up-down" Methode22,23 auftragen.
      1. Tragen Sie zunächst das von Frey-Filament auf, das ein Gewicht von 0,07 g hat. Das niedrigstmögliche Filament und das am höchsten getestete Filament in dieser Studie sind Filamente mit Gewichten von 0,008 g bzw. 0,6 g.
      2. Verwenden Sie die Filamente mit einem Gewicht von 0,008 g, 0,02 g, 0,04 g, 0,07 g, 0,16 g, 0,4 g und 0,6 g, um diesen Assay durchzuführen.
      3. Wenn bei dieser Methode ein Tier nicht auf das Filament reagiert, wenden Sie das Filament des nächsthöheren Grammgewichts an.
      4. Wenn die Maus auf ein Filament reagiert, betrachten Sie diese Maus als Reaktion auf dieses Filament. Wenn dies der Fall ist, tragen Sie das Filament des nächstniedrigeren Grammgewichts auf.
      5. Wiederholen Sie dieses Muster, bis das Tier 4 Mal nach dem ersten Ansprechen getestet wurde oder festgestellt wird, dass das Tier nicht auf die im Assay getesteten Filamente anspricht.
        HINWEIS: Verzichten Sie auf zusätzlichen Druck, der vom Arm oder Handgelenk ausgeht. Eine Skala kann verwendet werden, um die Anwendung des Filaments zu üben.

4. Prüfung der Ausgangsentnahmeschwellen

  1. Stellen Sie vor dem Einschluss in ein Experiment sicher, dass die Mäuse eine Ausgangsentnahmeschwelle zwischen 0,5 und 0,6 g erreichen.
    1. Eine Maus erreicht den Ausgangswert, wenn sie nicht auf ein Filament reagiert, das in der in Schritt 3.9.2.2 genannten Serie getestet wurde (0,07 g, 0,16 g, 0,4 g und 0,6 g).
  2. Testen Sie Mäuse täglich, wenn Sie Ausgangsentnahmeschwellen festlegen.
    1. Tests ermöglichen es den Tieren, sich an die Testbedingungen und den Druck der von Frey-Filamente zu gewöhnen.
    2. Wenn die Mäuse nach dem dritten Testtag immer noch extrem überempfindlich sind, warten Sie 1 oder 2 Tage, bevor Sie erneut testen.
      HINWEIS: Zu viel Zeit zwischen den Testtagen kann dazu führen, dass sich das Tier nicht an das Gewicht des Filaments in seiner periorbitalen Region anpasst und somit die angestrebte Entnahmeschwelle nicht erreicht.
  3. Testen Sie Mäuse etwa 7 Tage lang, bevor Sie feststellen, welche Tiere die Einschlusskriterien für einen Versuch nicht erfüllen.
    HINWEIS: Ungefähr 70% der Mäuse werden das angestrebte Ausgangsniveau erreichen.
    1. Analysieren Sie vor der duralen Stimulation die Ausgangsdaten, um Maus auszuschließen, die keinen Ausgangswert von 0,5 bis 0,6 Gramm oder höher erreicht hat.
    2. Ordnen Sie nach dem Ausschluss jede verbleibende Maus nach dem Zufallsprinzip einer Testgruppe zu. Erreichen Sie dies, indem Sie aus einer Tasse ziehen oder ein Skript in eine Tabelle schreiben, um Zahlen für eine Gruppe randomisieren zu lassen.

5. Analyse der von Frey Ergebnisse

  1. Sobald die Reihe der Antworten erhalten wurde, bestimmen Sie das Delta, den k-Wert, den 50%-Schwellenwert und die Entnahmeschwelle in Gramm gemäß den zuvor veröffentlichten Methoden24.
  2. Berechnen Sie die Auszahlungsschwelle mit dieser Formel WT = 10(x*F+B), wobei WT= Auszahlungsschwelle, F = Pfotenentnahmeschwelle, berechnet nach der Chaplan-Methode und B = lineare Regression von log (Biegekraft) = x*Filamentzahl + B.
  3. Zeichnen Sie die Daten entweder als Auszahlungsschwelle von 50 % oder als durchschnittliche Auszahlungsschwelle in Gramm auf.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Diese Injektionsmethode wird verwendet, um Stimuli auf die Dura von Mäusen zu verabreichen, so dass nachfolgende Verhaltenstests auftreten können. Der häufigste mit diesem Modell gemessene Verhaltensoutput ist die kutane Gesichtsüberempfindlichkeit, die mit von Frey 12,13,14 beurteilt wurde. Hier zeigen wir, wie dieses Modell verwendet werden kann, um mögliche geschlechtsspezifische Beiträge zur Migränepathologie zu bewerten (

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Maladaptive Veränderungen im lokalen nozizeptiven System in der Dura gelten als Schlüsselfaktor für die Kopfschmerzphase von Migräneattacken trotz fehlender Gewebeverletzung25,26. Hier stellt die Studie eine Methode vor, mit der eine minimal-invasive Stimulation der Dura eine taktile Überempfindlichkeit des Gesichts auslösen kann. Die Aufklärung der Mechanismen und Ereignisse, die an der Aktivierung des duralen Nozizeptors beteiligt sind, ohne den Schädel und das...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Studie wurde von den National Institutes of Health (NS104200 und NS072204 to GD) unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
4 oz heiße PappbecherChoice Paper Company5004Whttps://www.webstaurantstore.com/choice-4-oz-white-poly-paper-hot-cup-case/5004W.html
saugfähige UnterlagenFisherbrand14-206-65https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-absorbent-underpads-8/p-306048
C313I/SPC Interne 28 G KanüleP1 Technologies (ehemals Plastics One)8IC313ISPCXCInnendurchmesser 18 mm, Außendurchmesser 35 mm
Gasdicht Modell 1701 SN SpritzenHamilton80008https://www.hamiltoncompany.com/laboratory-products/syringes/80008
Ismatec Pumpenschlauch, 0,19 mmCole-PalmerEW-96460-10https://www.coleparmer.com/i/ismatec-pump-tubing-2-stop-tygon-s3-e-lab-0-19-mm-id-12-pk/9646010
Ständer mit HühnerdrahtCustomDie Abmessungen des verzinkten Stahldrahtes betragen 0,25 Zoll. x 19-Gauge-Prüfgestell
mit einzeln  BenutzerdefinierteKammern Jede Kammer sollte eine Trennung zwischen jeder Maus und den Deckeln haben, um die Maus aufzunehmen. Die Kammern sollten auch groß genug sein, um einen 4-Unzen-Pappbecher aufzunehmen.
von Frey FilamentsTouch Test/Stoelting58011https://www.stoeltingco.com/touch-test.html

Referenzen

  1. GBD 2016 Disease and Injury Incidence and Prevalence Collaborators. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
  2. Woldeamanuel, Y. W., Cowan, R. P. Migraine affects 1 in 10 people worldwide featuring recent rise: A systematic review and meta-analysis of community-based studies involving 6 million participants. Journal of the Neurological Sciences. 372, 307-315 (2017).
  3. Burch, R. C., Loder, S., Loder, E., Smitherman, T. A. The prevalence and burden of migraine and severe headache in the United States: updated statistics from government health surveillance studies. Headache. 55 (1), 21-34 (2015).
  4. Ashina, M. Migraine. New England Journal of Medicine. 383 (19), 1866-1876 (2020).
  5. Ashina, M., et al. Migraine: integrated approaches to clinical management and emerging treatments. Lancet. 397 (10283), 1505-1518 (2021).
  6. Jacobs, B., Dussor, G. Neurovascular contributions to migraine: Moving beyond vasodilation. Neuroscience. 338, 130-144 (2016).
  7. Koyuncu Irmak, D., Kilinc, E., Tore, F. Shared Fate of Meningeal Mast Cells and Sensory Neurons in Migraine. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 136(2019).
  8. Levy, D. Migraine pain, meningeal inflammation, and mast cells. Current Pain and Headache Reports. 13 (3), 237-240 (2009).
  9. Levy, D., Labastida-Ramirez, A., MaassenVanDenBrink, A. Current understanding of meningeal and cerebral vascular function underlying migraine headache. Cephalalgia. 39 (13), 1606-1622 (2019).
  10. Phebus, L. A., Johnson, K. W. Dural inflammation model of migraine pain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9, Unit 9.1 (2001).
  11. Fried, N. T., Maxwell, C. R., Elliott, M. B., Oshinsky, M. L. Region-specific disruption of the blood-brain barrier following repeated inflammatory dural stimulation in a rat model of chronic trigeminal allodynia. Cephalalgia. 38 (4), 674-689 (2018).
  12. Avona, A., et al. Dural calcitonin gene-related peptide produces female-specific responses in rodent migraine models. The Journal of Neuroscience. 39 (22), 4323-4331 (2019).
  13. Burgos-Vega, C. C., et al. Non-invasive dural stimulation in mice: A novel preclinical model of migraine. Cephalalgia. 39 (1), 123-134 (2019).
  14. Avona, A., et al. Meningeal CGRP-Prolactin interaction evokes female-specific migraine behavior. Annals of Neurology. 89 (6), 1129-1144 (2021).
  15. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284(2017).
  16. Lipton, R. B., et al. Cutaneous allodynia in the migraine population. Annals of Neurology. 63 (2), 148-158 (2008).
  17. Goadsby, P. J. Migraine, allodynia, sensitisation and all of that. European Neurology. 53, Suppl 1 10-16 (2005).
  18. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nature Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  19. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 116, 480-493 (2020).
  20. Vuralli, D., Wattiez, A. S., Russo, A. F., Bolay, H. Behavioral and cognitive animal models in headache research. The Journal of Headache and Pain. 20 (1), 11(2019).
  21. Mason, B. N., et al. Induction of migraine-like photophobic behavior in mice by both peripheral and central CGRP mechanisms. The journal of Neuroscience. 37 (1), 204-216 (2017).
  22. Dixon, W. J., Mood, A. M. A method for obtaining and analyzing sensitivity data. The Journal of the American Statistical Association. 43 (241), 109-126 (1948).
  23. Dixon, W. The up-and-down method for small samples. The Journal of the American Statistical Association. 60, (1965).
  24. Bonin, R. P., Bories, C., De Koninck, Y. A simplified up-down method (SUDO) for measuring mechanical nociception in rodents using von Frey filaments. Molecular Pain. 10, 26(2014).
  25. Ramachandran, R. Neurogenic inflammation and its role in migraine. Seminars in Immunopathology. 40 (3), 301-314 (2018).
  26. Edvinsson, L., Haanes, K. A., Warfvinge, K. Does inflammation have a role in migraine. Nature Reviews Neurology. 15 (8), 483-490 (2019).
  27. Stokely, M. E., Orr, E. L. Acute effects of calvarial damage on dural mast cells, pial vascular permeability, and cerebral cortical histamine levels in rats and mice. Journal of Neurotrauma. 25 (1), 52-61 (2008).
  28. Theoharides, T. C., Donelan, J., Kandere-Grzybowska, K., Konstantinidou, A. The role of mast cells in migraine pathophysiology. Brain Research Reviews. 49 (1), 65-76 (2005).
  29. Conti, P., et al. Progression in migraine: Role of mast cells and pro-inflammatory and anti-inflammatory cytokines. European Journal of Pharmacology. 844, 87-94 (2019).
  30. Rea, B. J., et al. Peripherally administered calcitonin gene-related peptide induces spontaneous pain in mice: implications for migraine. Pain. 159 (11), 2306-2317 (2018).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Kopfschmerzmodell M usePathophysiologie der Migr neDura Mater Injektionfaziale Hypersensitivit tNozizeptoraktivierungverhaltensbasierte Schmerztestsmeningeale Entz ndungProlaktin Injektion
Durale Stimulation und periorbitale von Frey-Tests bei Mäusen als präklinisches Modell von Kopfschmerzen
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.