Methodenartikel

Hochgeschwindigkeits-Videomikroskopie-Analyse für die Erstliniendiagnose der primären ziliären Dyskinesie

DOI:

10.3791/63292

⸱

19. Januar 2022

 ,  ,  , 
1Allergy Centre, Tampere University Hospital, 2Department of Pediatrics, Turku University Hospital, 3Turku Bioscience Center, University of Turku and Åbo Akademi University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Die Hochgeschwindigkeits-Videomikroskopie-Analyse ist ein relativ einfach durchzuführendes, schnelles, kostengünstiges und in erfahrenen Händen ein äußerst zuverlässiges Werkzeug für die Erstliniendiagnostik der primären ziliären Dyskinesie, das in jedem an der Diagnostik und Behandlung schwerer Lungenerkrankungen beteiligten Zentrum zur Verfügung stehen sollte.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die primäre ziliäre Dyskinesie (PKD) ist eine angeborene Erkrankung, die überwiegend autosomal-rezessiv vererbt wird. Die Störung verursacht eine Störung der Bewegung von Zilien, was zu einer schweren Beeinträchtigung der mukoziliären Clearance (MCC) führt. Wenn der Zustand nicht diagnostiziert oder zu spät diagnostiziert wird, führt er zur Entwicklung von Bronchiektasen und schweren Schäden an der Lunge im späteren Leben. Die meisten Methoden zur Diagnose von PCD sind zeitaufwendig und erfordern umfangreiche wirtschaftliche Ressourcen, um sie zu etablieren. Die Hochgeschwindigkeits-Videomikroskopie-Analyse (HSVMA) ist das einzige diagnostische Werkzeug zur Visualisierung und Analyse lebender Atemwegszellen mit schlagenden Zilien in vitro. Es ist schnell, kostengünstig und in erfahrenen Händen als Diagnosewerkzeug für PKD sehr zuverlässig. Darüber hinaus sind klassische diagnostische Maßnahmen wie die Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) für einige Mutationen nicht anwendbar, da morphologische Veränderungen fehlen.

Diese Arbeit beschreibt den Prozess der Sammlung von Atemwegsepithelzellen, die weitere Vorbereitung der Probe und den Prozess von HSVMA. Wir beschreiben auch, wie gebürstete Zellen erfolgreich unversehrt und geschlagen gehalten werden können, indem sie in einem Nährmedium zur Lagerung und zum Transport zum Untersuchungsort aufbewahrt werden, wenn eine Klinik nicht über die Ausrüstung zur Durchführung von HSVMA verfügt. Gezeigt werden auch Videos mit pathologischen Schlagmustern von Patienten mit einer Mutation im Dynein-Arm-Schwerketten-11-Gen (DNAH11), die nicht mit TEM diagnostiziert werden können; das Ergebnis eines nicht schlüssigen HSVMA aufgrund einer Infektion der oberen Atemwege sowie eines erfolglosen Bürstens mit Überlagerung von roten Blutkörperchen. Mit diesem Artikel möchten wir jede Einheit, die sich mit Pneumologiepatienten und seltenen Lungenerkrankungen befasst, ermutigen, HSVMA als Teil ihrer täglichen Routinediagnostik für PCD durchzuführen oder die Proben an ein Zentrum zu senden, das auf die Durchführung von HSVMA spezialisiert ist.

Einleitung

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Die primäre ziliäre Dyskinesie (PCD) ist eine seltene, erbliche genetische Störung, die Störungen in der Bewegung der schlagenden Zilien verursacht. Wenn es nicht diagnostiziert wird, führt es zu schweren Lungenschäden im späteren Leben aufgrund einer schweren Beeinträchtigung der MCC. In der Vergangenheit wurde seine Prävalenz auf den Bereich von 1:4.000 bis 50.000 geschätzt. Aufgrund der sich ständig verbessernden Diagnostik und eines wachsenden Bewusstseins für die Erkrankung deuten Aktualisierungen der Prävalenz der PCD darauf hin, dass sie viel häufiger auftreten könnte und wahrscheinlich im Bereich von 1:4.000 bis 20.000 statt 1,2 liegen könnte. Patienten mit PCD werden jedoch immer noch unterdiagnostiziert oder zu spät diagnostiziert 1,3. Daher sollten Säuglinge mit entweder angeborenem Situs inversus und / oder Heterotaxie oder perinataler Rhinorrhoe, neonataler Atemnot, einer blockierten Nase und Fütterungsschwierigkeiten verdächtig für PCD sein. Im späteren Leben sind chronische Otitis, wiederkehrende Lungenentzündung, Rhinosinusitis und ein chronischer, typischer nasser Husten aufgrund einer gestörten MCC die charakteristischen Symptome der PCD, die in Kombination mit Bronchiektasen und eingeschränkter Lungenfunktion bis ins Erwachsenenalter andauern2.

Patienten mit Verdacht auf PCD können mit verschiedenen diagnostischen Instrumenten diagnostiziert werden. TEM galt in der Vergangenheit als Goldstandard für die Erstliniendiagnostik. Bis zu 30% der PCD-Fälle zeigen jedoch keine abnormale Ultrastruktur 1,3,4,5,6, was einen anderen diagnostischen Ansatz erfordert. Daher empfehlen eine wachsende Zahl von Zentren und die Richtlinien der European Respiratory Society (ERS) eine Kombination von nasales Stickstoffmonoxid (nNO) und HSVMA als Erstliniendiagnostik 1,7,9,10. HSVMA und nNO sind auch die kostengünstigsten Optionen zur Identifizierung eines Patienten mit PCD11. Aber auch wenn Gentests in die Diagnostik einbezogen wurden, muss bedacht werden, dass es derzeit keinen eigenständigen Test oder eine Kombination von Tests gibt, die eine PCD mit 100%iger Sicherheitausschließen können 8,9,10.

Von den verfügbaren diagnostischen Optionen ist HSVMA der einzige Test, der sich auf lebende, mit Zilien beschichtete Atemzellen konzentriert und das Ziliarschlagmuster (CBP) und die Ziliarschlagfrequenz (CBF) bewertet. Im Gegensatz zu TEM sind die Ergebnisse von HSVMA schnell verfügbar, in der Regel am Tag der Prüfung, während die Ergebnisse von TEM Monate nach der Entnahme der Probe eintreffen können. HSVMA kann für alle Altersgruppen angewendet werden, während nNO ein hohes Maß an Compliance verlangt; Versuche, es unter dem Alter von 5 Jahren zu verwenden, sind in der Regel erfolglos10. In erfahrenen Händen hat HSVMA eine ausgezeichnete Sensitivität und Spezifität, um PCD bei 100% bzw. 96% bzw.12% zu diagnostizieren.

Dieses Papier beschreibt das Schritt-für-Schritt-Verfahren zur Durchführung von HSVMA, einschließlich der Ernte von mit Zilien überzogenen Atemwegszellen aus dem unteren Nasenrechen, der Konservierung von geernteten Zellen in einem zellnährenden Medium für den Transport zum Untersuchungsort und dem Prozess der mikroskopischen Videoanalyse zur Bestimmung von CBF und CBP. Zusätzlich werden einige Videoclips von Patienten gezeigt, in denen normale CBPs und CBFs mit abnormaler Zilienfunktion verglichen werden (Video 3, Video 4, Video 5, Video 6, Video 7 und Video 8).

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Protokoll

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Ethikerklärung:

Diese Studie wurde von der lokalen Ethikkommission (69/2017) genehmigt und in Übereinstimmung mit der Erklärung von Helsinki durchgeführt.

1. Entnahme und Transport von Atemwegsepithelzellen

  1. Bürstend
    1. Verabreichen Sie dem Patienten vor dem Bürsten einen zweiwöchigen Kurs oraler Amoxicillin-Clavulansäure, um Biofilme zu beseitigen, die die Zilienfunktion beeinträchtigen. Stellen Sie sicher, dass das Antibiotikum 2 Tage vor dem Eingriff beendet wird.
    2. Um eine Überlagerung von Schleimmaterial auf den gebürsteten Epithelzellstreifen zu verringern, bitten Sie den Patienten, sich gründlich die Nase zu putzen. Bitten Sie die Eltern, ihren kleinen Kindern zu helfen, sich die Nase zu putzen.
    3. Verwenden Sie zum Zähneputzen eine Interdentalbürste mit einer Größe von 0,6 mm (siehe Materialtabelle). Halten Sie den Kopf des Patienten mit einer Hand fixiert und bürsten Sie mit der anderen Hand das untere Nasenloch beider Nasenlöcher, um genügend Epithelzellstreifen zu sammeln.
      HINWEIS: Ein leichter Widerstand tritt normalerweise auf, wenn die Interdentalbürste tief unter den unteren Nasenmuschel eingeführt wird. Das Nasenbürsten erfolgt durch schnelles Drehen und Picken für ca. 2 s. Längeres und intensives Bürsten kann sonst zu schweren Epithelverletzungen und aufeinanderfolgenden Epistaxis führen.
    4. Wenn die Bronchoskopie aus anderen Gründen als dem Verdacht auf PCD geplant ist, entnehmen Sie Proben während der Bronchoskopie durch Bürsten der Carina oder des Bronchialepithels oder durch Biopsie13.
    5. Lassen Sie die geernteten Zellstreifen in ein 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen fallen, das das zellnährende Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) enthält.
      HINWEIS: Epithelzellstreifen lassen normalerweise leichter von der Bürste fallen, indem sie die Bürste gegen die Rohrwand werfen und drehen.
    6. Schließen Sie den Deckel des Mikrozentrifugenröhrchens und halten Sie das Röhrchen gegen eine Lichtquelle. Schütteln Sie die Röhre, um geerntete Zellstreifen und Konglomerate zu entdecken.
  2. Transport der Probe
    1. Legen Sie die Mikrozentrifugenröhrchen in eine fest verschlossene Styroporbox und stellen Sie sicher, dass der Deckel der Röhrchen ordnungsgemäß geschlossen ist und die Röhrchen in der Box befestigt sind.
    2. Fügen Sie eine Kühlpackung hinzu; Vermeiden Sie es jedoch, die Probe einzufrieren.
      HINWEIS: Die optimale Temperatur für die Konservierung der Probe vor der Untersuchung beträgt ungefähr 4-8 ° C (39,2-46,4 ° F).
    3. Stellen Sie sicher, dass die konservierten Proben während der nächsten 24 Stunden analysiert werden.
      HINWEIS: In diesen Experimenten betrug die mittlere Zeit zwischen Bürsten und HSVMA 3 h.

2. Hochgeschwindigkeits-Videomikroskopie-Analyse (HSVMA)

  1. Videomikroskopie der Proben
    1. Nachdem Sie die Mikrozentrifugenröhrchen mit den Proben erhalten haben, erwärmen Sie sie auf 37 ° C (98,6 ° F), um eine optimale, in vivo-ähnliche Umgebung nachzuahmen.
    2. Wenn das Mikroskop mit einer Heizeinheit ausgestattet ist, legen Sie die Schläuche unter die Haube und erwärmen Sie sie dort. Alternativ können Sie einen Inkubator verwenden, um die Proben aufzuwärmen.
    3. Starten Sie die Kamera und die Software der Videoeinheit auf dem PC.
    4. Nehmen Sie mit einer Pipette eine kleine Menge der Probe und geben Sie zwei Tropfen in eine Küvette oder Glasbodenschale (siehe Materialtabelle). Decken Sie die Küvette oder Schale mit einem Deckel ab und legen Sie sie unter das Mikroskop.
    5. Verwenden Sie für die Auswertung der Proben ein Differential-Interferenz-Mikroskop, das mit einer Kaltlichtquelle und einer Videokamera ausgestattet ist, die mit hoher Geschwindigkeit (mindestens 200 Bilder/s) aufnehmen kann. Verwenden Sie eine Öltauchlinse mit einer 100-fachen Vergrößerung und geben Sie einen Tropfen Tauchöl auf die Oberfläche der Optik.
      HINWEIS: Mikroskope mit einer Linse, die sich von unten nähert, werden empfohlen.
    6. Nähern Sie sich dem Boden der Schale mit der Mikroskoplinse und suchen Sie nach Zellclustern ohne rote Blutkörperchen und mit niedrigem Schleimgehalt. Nachdem Sie eine repräsentative Region of Interest (ROI) gefunden haben, konzentrieren Sie sich auf eine bestimmte Gruppe von schlagenden Zilien mit den größten Chilibewegungen und nehmen Sie eine Videosequenz auf. Zeichnen Sie Zellen mit schlagenden Kielen seitlich und von oben auf. Suchen Sie anschließend nach einem anderen repräsentativen Zellcluster und wiederholen Sie die Aufnahme.
      HINWEIS: Die mit Zilien beschichteten Zellen müssen unter einer 1.000-fachen Vergrößerung untersucht werden, und schlagende Zilien sollten mit einer digitalen Hochgeschwindigkeits-Videokamera (DHSV) aufgezeichnet werden, die auf eine Bildrate von 200 / s oder mehr eingestellt ist (256 / s in diesem Protokoll). Da die aus den aufgenommenen Videoclips gewonnenen Daten viel Platz auf der Festplatte benötigen, empfiehlt sich eine externe SSD-Festplatte.
  2. Analyse von Videosequenzen
    1. Um CBF und CBP zu bestimmen, spielen Sie die Videoclips Bild für Bild ab.
    2. Um CBF zu bestimmen, stellen Sie die Bildrate in Zeitlupe mit 15 Bildern / s ein und zählen Sie 10 aufeinanderfolgende Beats.
    3. Notieren Sie die Anzahl der Frames, die während eines einzelnen Zyklus von 10 Schlägen vergehen, und fügen Sie das Ergebnis in Eq (1) ein. Bestimmen Sie die Häufigkeit durch Berechnung des Mittelwerts aller aufgezeichneten Zilienschlagzyklen und vergleichen Sie das Ergebnis mit den Referenzwerten für das Alter (siehe Tabelle 1)14.
      figure-protocol-1 (1)
      Dabei ist X die Anzahl der Frames, die während eines Zyklus von 10 Schlägen vorbeiziehen.
    4. Um CBP zu bewerten, achten Sie darauf, ob die Bewegung der schlagenden Zilien im vollen Bereich (siehe Abbildung 1) und synchronisiert ist. Lassen Sie zwei unabhängige Betreiber das CBP bewerten, um Auswahlverzerrungen zu vermeiden.
    5. Geben Sie an, dass die Ergebnisse der HSVMA-Analyse entweder kompatibel, unwahrscheinlich oder nicht schlüssig mit PCD sind.

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Ergebnisse

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Video 1 und Video 2 zeigen eine normale Steuerung, bei der CBF und CBP im Normalbereich liegen (siehe Abbildung 1). Video 3, Video 4, Video 5 und Video 6 stellen zwei Fälle von PCD-Patienten mit einer homozygoten Mutation im DNAH11-Gen dar (c.2341G > A; p. Glu781Lys)3. Diese repräsentativen Videos wurden ausgewählt, weil Phänotypen von Mut...

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Diskussion

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Hier wird der diagnostische Prozess für PCD mittels HSVMA im Lichte der Erstliniendiagnostik beschrieben und diskutiert. Obwohl HSVMA relativ einfach zu etablieren, kostengünstig11 und eine zuverlässige Methode in erfahrenen Händen12 ist, ist es keine diagnostische Maßnahme ohne Fallstricke. Abnorme CBF und CBP können auf eine Sekundärinfektion zurückzuführen sein, die zu einer Entzündung des broncho-respiratorischen Epithels15 führt, und aus dem gle...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Besonderen Dank gilt der Kinderkrankenschwester Frau Johanna Juvankoski für ihre hervorragende Hilfe bei den Bürsten. Einen besonderen Dank gilt auch Professor Heymut Omran (Universitätsklinikum Münster, UKM) für die Erlaubnis, die schematische Abbildung der normalen Ziliarbewegung von ihrer Website aus verwenden zu dürfen. Abschließend möchten wir Herrn Alan Brown BA (Hons), PGCE, für das Korrekturlesen des Manuskripts danken.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Amoxicilin-ClavulansäureOrion Oyj40 mg/kg aufgeteilt in 2 Dosen/Tag, für Erwachsene 875/125 mg 1 Tablette x2/Tag
KamerasoftwareHamamatsuHCI Image
Cold Packbeliebigfür Konservierung und Transport
Differentielles InterferenzmikroskopCarl ZeissInverses Zellbeobachtermikroskop
Digitial High Speed Video KameraHamamatsuOrca Flash 4.0, Digitalkamera Typ C11440
Dulbecco & akut; s Modified Eagle MediumThermo Fisher10565018Basalzellkulturmedium
Eppendorf RöhrchenEppendorf301200861,5 mL
Röhrchen Mikrotiterschale mit GlasbodenMatTekP35G-1,5-14-CKüvette für die
Mikroskopie HeizeinheitCarl Zeiss/PeCon810-450001Carl Zeiss Inkubationselemente mit PeCon TempModule S1 Temperaturregelung
Interdentalbürste 0,6 mmDoft872267Interdentalbürste auf langem Draht mit wiederverwendbarem Griff und Kappe im Zipbag
ObjektivCarl Zeiss100x/1.46, α Plan-Apochromat DIC Objektiv
Kleine Styropordose mit Deckelbeliebigfür den Transport

Referenzen

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  1. Werner, C., Onnebrink, J. G., Omran, H. Diagnosis and management of primary ciliary dyskinesia. Cilia. 4 (1), 2(2015).
  2. Mirra, V., Werner, C., Santamaria, F. Primary ciliary dyskinesia: An update on clinical aspects, genetics, diagnosis and future treatment strategies. Frontiers in Pediatrics. 5, 135(2017).
  3. Schultz, R., Elenius, V., Lukkarinen, H., Saarela, T. Two novel mutations in the DNAH11 gene in primary ciliary dyskinesia (CILD7) with considerable variety in the clinical and beating cilia phenotype. BMC Medical Genetics. 21 (1), 237(2020).
  4. Knowles, M. R., et al. Mutations of DNAH11 in patients with primary ciliary dyskinesia with normal ciliary ultrastructure. Thorax. 67 (5), 433-441 (2012).
  5. Boon, M., et al. Primary ciliary dyskinesia: critical evaluation of clinical symptoms and diagnosis in patients with normal and abnormal ultrastructure. Orphanet Journal of Rare Diseases. 9, 11(2014).
  6. Kouis, P., et al. Prevalence of primary ciliary dyskinesia in consecutive referrals of suspected cases and the transmission electron microscopy detection rate: a systematic review and meta-analysis. Pediatric Research. 81 (3), 398-405 (2017).
  7. Marthin, J. K., Nielsen, K. G. Choice of nasal nitric oxide technique as first-line test for primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal. 37 (3), 559-565 (2011).
  8. Jackson, C. L., Behan, L., Collins, S. A. Accuracy of diagnostic testing in primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal. 47 (3), 837-848 (2016).
  9. Lucas, J. S., et al. European Respiratory Society guidelines for the diagnosis of primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal. 49 (1), 1601090(2017).
  10. Shoemark, A., Dell, S., Shapiro, A., Lucas, J. S. ERS and ATS diagnostic guidelines for primary ciliary dyskinesia: similarities and differences in approach to diagnosis. European Respiratory Journal. 54 (3), 1901066(2019).
  11. Kouis, P. Cost-effectiveness analysis of three algorithms for diagnosing primary ciliary dyskinesia: a simulation study. Orphanet Journal of Rare Diseases. 14 (1), 142(2019).
  12. Rubbo, B., et al. Accuracy of high-speed video analysis to diagnose primary ciliary dyskinesia. Chest. 155 (5), 1008-1017 (2019).
  13. Friedman, N. R., Pachigolla, R., Deskin, R. W., Hawkins, H. K. Optimal technique to diagnose primary ciliary dyskinesia. The Laryngoscope. 110 (9), 1548-1551 (2000).
  14. Chilvers, M. A., Rutman, A., O´Callaghan, C. Functional analysis of cilia and ciliated epithelial ultrastructure in healthy children and young adults. Thorax. 58 (4), 333-338 (2003).
  15. Lucas, J. S., Paff, T., Goggin, P., Haarman, E. Diagnostic methods in primary ciliary dyskinesia. Paediatric Respiratory Reviews. 18, 8-17 (2016).
  16. Ballenger, J. J. Experimental effect of cigarette smoke on human respiratory cilia. New England Journal of Medicine. 263, 832-835 (1960).
  17. Stanley, P. J., Wilson, R., Greenstone, M. A., Mac William, L., Cole, P. J. Effect of cigarette smoking on nasal mucociliary clearance and ciliary beat frequency. Thorax. 41 (7), 519-523 (1986).
  18. Kobbernagel, H. E., et al. Efficacy and safety of azithromycin maintenance therapy in primary cilia dyskinesia (BESTCILIA): a multicentre, double-blind, randomised, placebo-controlled phase 3 trial. Lancet Respiratory Medicine. 8 (5), 493-505 (2020).
  19. Takeyama, K., Tamaoki, J., Chiyotani, A., Tagaya, E., Konno, K. Effect of macrolide antibiotics on ciliary motility in rabbit airway epithelium in-vitro. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 45 (8), 756-758 (1993).
  20. Toskala, E., Haataja, J., Shirasaki, H., Rautliainen, M. Culture of cells harvested with nasal brushing: a method for evaluating ciliary function. Rhinology. 43 (2), 121-124 (2005).
  21. Pifferi, M., et al. Simplified cell culture method for the diagnosis of atypical primary ciliary dyskinesia. Thorax. 64 (12), 1077-1081 (2009).
  22. Hirst, R. A., et al. Culture of primary ciliary dyskinesia epithelial cells at air liquid interface can alter ciliary phenotype but remains a robust and informative, diagnostic aid. PLoS One. 9 (2), 89675(2014).
  23. Papon, J. F., et al. Quantitative analysis of ciliary beating in primary ciliary dyskinesia: a pilot study. Orphanet Journal of Rare Diseases. 7 (10), 78(2012).
  24. Smith, C. M., et al. Cilia FA: a research tool for automated, high-throughput measurement of ciliary beat frequency using freely available software. Cilia. 1 (8), 14(2012).
  25. Sampaio, P., et al. Ciliar Move: new software for evaluating ciliary beat frequency helps find novel mutations by a Portuguese multidisciplinary team on primary ciliary dyskinesia. European Respiratory Journal Open Research. 7 (1), 00792(2021).
  26. Mullowney, T., et al. Primary ciliary dyskinesia and neonatal respiratory distress. Pediatrics. 134 (6), 1160-1166 (2014).
  27. Leigh, M. W., et al. Standardizing nasal nitric oxide measurement as a test for primary ciliary dyskinesia. Annals of the American Thoracic Society. 10 (6), 574-581 (2013).

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Zilienschlagmusterrespiratorische EpithelzellenZilienschlagfrequenzElektronenmikroskopieImmunfluoreszenzmikroskopieDNAH11 Mutationmukozili re ClearanceIsolierung ziliierter Zellen

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