Summary
Detta papper beskriver tillverkning och drift av mikrofluidiska akustoforetiska chips med hjälp av mikrofluidisk akustoforesteknik och aptamermodifierade mikrober som kan användas för snabb och effektiv isolering av gramnegativa bakterier från ett medium.
Abstract
Denna artikel beskriver tillverkning och drift av mikrofluidiska akustoforetiska chips med hjälp av en mikrofluidisk akustoforesteknik och aptamermodifierade mikrober som kan användas för snabb, effektiv isolering av gramnegativa bakterier från ett medium. Denna metod förbättrar separationseffektiviteten med en blandning av långa, fyrkantiga mikrokanaler. I detta system injiceras provet och bufferten i inloppsporten genom en flödesregulator. För pärlcentrering och provseparation appliceras växelström på den piezoelektriska givaren via en funktionsgenerator med en effektförstärkare för att generera akustisk strålningskraft i mikrokanalen. Det finns en tudelad kanal vid både inlopp och utlopp, vilket möjliggör samtidig separation, rening och koncentration. Enheten har en återvinningsgrad på >98% och renhet på 97,8% upp till en 10x doskoncentration. Denna studie har visat en återvinningsgrad och renhet som är högre än de befintliga metoderna för att separera bakterier, vilket tyder på att enheten kan separera bakterier effektivt.
Introduction
Mikrofluidiska plattformar utvecklas för att isolera bakterier från medicinska och miljöprover, förutom metoder baserade på dielektrisk överföring, magnetofores, pärlextraktion, filtrering, centrifugal mikrofluidik och tröghetseffekter och ytakustiska vågor 1,2. Detektionen av patogena bakterier fortsätter med hjälp av polymeraskedjereaktion (PCR), men det är vanligtvis mödosamt, komplext och tidskrävande 3,4. Mikrofluidiska akustoforessystem är ett alternativ för att hantera detta genom rimlig genomströmning och beröringsfri cellisolering 5,6,7. Akustofores är en teknik som separerar eller koncentrerar pärlor med hjälp av fenomenet materialrörelse genom en ljudvåg. När ljudvågor kommer in i mikrokanalen sorteras de efter pärlornas storlek, densitet etc., och cellerna kan separeras enligtsuspensionsmediets biokemiska och elektriska egenskaper 7,8. Följaktligen har många akustoforetiska studier aktivt bedrivits 9,10,11, och nyligen har 3D-numeriska simuleringar av akustoforetisk rörelse inducerad av gränsdriven akustisk strömning i stående yta akustisk vågmikrofluidik introducerats 12.
Studier inom olika områden undersöker hur man kan ersätta antikroppar 2,3. Aptamer är ett målmaterial med hög selektivitet och specificitet, och många studier genomförs 2,9,10,13. Aptamers har fördelar av liten storlek, utmärkt biologisk stabilitet, låg kostnad och hög reproducerbarhet jämfört med antikroppar och studeras i diagnostiska och terapeutiska tillämpningar 2,3,14.
Här beskriver den här artikeln ett mikrofluidiskt akustoforesteknologiprotokoll som kan användas för snabb, effektiv separation av gramnegativa (GN) bakterier från ett medium med hjälp av aptamermodifierade mikrober. Detta system genererar en tvådimensionell (2D) akustisk stående våg genom enkel piezoelektrisk aktivering genom att samtidigt stimulera två ortogonala resonanser inom en lång rektangulär mikrokanal för att justera och fokusera aptamerbundna mikrober vid nod- och antinodpunkterna för separationseffektivitet 2,11,15,16 . Det finns en tudelad kanal vid både inlopp och utlopp, vilket möjliggör samtidig separation, rening och koncentration.
Detta protokoll kan vara till hjälp inom området för tidig diagnos av bakteriella infektionssjukdomar, liksom ett snabbt, selektivt och känsligt svar på patogena bakterieinfektioner genom vattenövervakning i realtid.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Mikrofluidisk akustoforeschipdesign
OBS: Figur 1 visar ett schema över separationen och insamlingen av målmikrober från mikrokanaler genom akustofores. Det mikrofluidiska akustoforeschipet är utformat med ett CAD-program.
- Designa ett mikrofluidiskt akustoforeschip som använder en blandning av aptamermodifierade pärlor och streptavidinbelagda polystyrenpärlor (PS) som motsvarar bakteriens storlek för att studera enhetens separationsprestanda.
- Designa ett mikrofluidiskt akustoforeschip som samlar PS-pärlor vid målutloppet och kasserar resten genom utloppet efter att ha injicerat en PS-provblandning i provinloppet (se figur 2 och tabell 1).
OBS: För detta ändamål är akustofluidikchipet konstruerat bestående av två inlopp för injektion av prover och buffert, en huvudkanal med en ansluten piezoelektrisk givare (PZT) för att möjliggöra att mikroberna justeras centralt och två utlopp genom vilka prover samlas upp och avfall släpps ut (figur 3A) - Designa ett mikrofluidiskt akustoforeschip där mikropärlor, buffertar, bakterier och aptamerer passerar genom huvudkanalen, med mikroberna inriktade centralt via in-chip acoustophoresis inducerad av PZT (Figur 3B,C)
2. Tillverkning av mikrofluidisk akustoforeschip
OBS: Montera fyra lager i följande ordning: ett borosilikatglas-kiselskikt, ett kiselskikt, ett borosilikatglasskikt och ett PZT-lager, som visas i figur 3A,B.
- Förbered borosilikatglas (det översta skiktet) med hål med en diameter på 2 mm med sandblästring17 vid inloppet och utloppet för anslutning av polyeterketonrör (PEEK). Borosilikatglaset mäter 20 × 80 × 0,5 mm3.
- Bered ett 200 μm tjockt kiselkanalskikt med en mikrokanal med en tvärsnittsarea på 0,2 × 0,2 mm2 bildad med användning av en fotoresist och ett kiselmönster erhållet via djup reaktiv jonetsning (RIE)18. Borra hål med en diameter på 1 mm för prov- och buffertinloppskanalerna och uppsamlings- och avfallsutloppskanalerna under reaktiv jonetsning.
OBS: Här använder jonetsning RIE-processen för att bilda mikrokanaler. En fotoresist applicerades i form av en kanal på en kiselskiva för kiselkanalskiktet. Den PR-belagda kiselskivan etsades med plasma som genererades genom applicering av 13,56 MHz på fluor18. - Bered ett chip med skikten ovanför och under kiselskiktet (20 × 80 × 0,5 mm 3) som beretts i steg 2.2 (20 × 80 × 0,5 mm3) bundna till borosilikatglaset i steg 2.1 och ett tredje borosilikatglasskikt med anodisering vid 1 000 V och 400 °C19.
- Fäst en PZT (20 × 40 mm2) på borosilikatglasskiktet längs mikrofluidikkanalen med hjälp av ett cyanoakrylatlim (10 μL eller mindre).
OBS: Applicera limet som ett mycket tunt lager i kanalen med en bomullspinne för att minimera eventuella höjdförändringar. Bild 3C är en bild av enheten.
3. Bakteriestammar och kultur
OBS: Se tabell 2 för att välja ut och inkubera GN- och grampositiva (GP) bakterier för experiment. För odlingsmetoden, se steg 3.1-3.4. Alla bakterier bör inkuberas under aeroba förhållanden tills en absorbans på 0,4 vid 600 nm (OD600) erhålls.
- För GN-bakterier som Escherichia coli DH5α, Escherichia coli KCTC2571, Sphingomonas insulae och Pseudomonas pictorum och GP-bakterier som Staphylococcus epidermidis och Staphylococcus pasteuri, inkubera i Luria-Bertani-medium vid 37 °C och 220 rpm i 16 timmar.
- För Enterobacter (GN) och Bacillus megaterium (GP; KCTC 1021), inkubera i näringsbuljongmedium vid 37 °C och 220 rpm i 16 timmar.
- För Enterococcus thailandicus (GP), inkubera i de Man, Rogosa och Sharpe (MRS) medium vid 37 °C och 220 rpm i 16 timmar.
- För Listeria grayi (GP), inkubera i hjärnhjärtats infusionsmedium vid 37 °C och 220 rpm i 16 timmar.
- Centrifugera (9056 x g) de odlade bakterierna i 1 min vid rumstemperatur (RT) och tvätta sedan två gånger med 1x fosfatbuffrad saltlösning (PBS) buffert.
- Förbered de valda GN- och GP-bakterierna för analys genom att återsuspendera i PBS-buffert.
4. Mikrober och immobilisering av aptamer på mikrober
- Återsuspendera den streptavidinbelagda mikroböldblandningen (10 μm) (materialtabell) före användning (blanda via virvel i 20 s).
- Förbered aptamer genom att denaturera vid 95 °C i 3 minuter och vik sedan om vid 0 °C i 2 min.
- Överför 250 μL av den återsuspenderade streptavidinbelagda mikrobölblandningen till ett 1,5 ml rör och tvätta med Tris-HCl-buffert (50 mM Tris, pH 7,4, 1 mM MgCl2, 5 mM KCL, 100 mM NaCl) vid RT. Tillsätt sedan 100 μL biotinylerad DNA-aptamer till röret.
- Inkubera blandningen vid RT i 30 minuter medan du roterar (25 rpm).
- Efter centrifugering (9056 x g), tvätta röret två gånger med 200 μL Tris-HCl-buffert vid RT.
- Tillsätt 10 μl BSA (100 mg/ml) till det tvättade provröret och inkubera i 30 minuter vid RT med rotation (25 rpm).
- Tvätta slutligen de aptamermodifierade mikroberna två gånger genom centrifugering (9056 x g) i Tris-HCl-buffert vid RT.
5. Acoustophoresis inställning och drift
- Anslut PEEK-rören till de två inloppen för injektion av två prover och buffert och de två uttagen för insamling och urladdning av avfall (figur 4).
- Fyll manuellt den mikrofluidiska akustoforeskanalen med bubbelfritt demineraliserat vatten med en 10 ml spruta.
- Förbered en precisionstryckregulator med två eller flera utgångskanaler för att styra vätskeflödet. Halvfyll sedan flaskorna med prov och buffert med två hål i locken respektive anslut till chipinloppet.
OBS: En precisionstryckregulator med två eller flera utgångskanaler kan ersättas med flera precisionstryckregulatorer. Vid buffertinloppet injiceras en buffert som kan generera ett laminärt flöde som förhindrar att provet rör sig till mitten under provinjektionen genom en flödesregulator. - Efter beredning av anordningen, injicera provet och bufferten genom att applicera ett tryck på 2 kPa på provinloppet och 4 kPa på buffertinloppet med hjälp av precisionstryckkontrollanordningen.
OBS: För detta tillfälle, för jämnt laminärt flöde, bör buffertens injektionstryck vara högre än provets injektionstryck. Flödet styrs av en flödesregulator fixerad till aspiratorn ansluten till inloppskanalen. - Fokusera på en pärla för att flytta den in i mitten av mikrofluidikkanalen med PZT medan du kontrollerar genom mikroskopet.
OBS: Ju större pärla, desto större effekt på vågformen, så det är lättare att anpassa sig till nodpunkten. Funktionsgenerator med förstärkare applicerar ström på PZT för att generera sinusvåg i mikrokanalen. Eftersom de övre och nedre delarna av mikrokanalen är gjorda av glas reflekteras den genererade sinusvågen och skapar en nodpunkt7. - Generera en resonansfrekvens på 3,66 MHz med hjälp av en enkanalsfunktionsgenerator och förstärk en typisk signal med 16 dB (cirka nio gånger) med hjälp av en effektförstärkare (figur 4).
OBS: Ställdonets resonansfrekvens måste matcha kanalens storlek; eftersom kanalen är fyrkantig arbetar PZT med en exakt frekvens för att skapa en enda nod. - Observera separations- och anrikningsprocesserna på akustofluidikchipet med ett fluorescensmikroskop och en höghastighetskamera som arbetar med 1 200 fps.
- Kvantifiera och analysera närvaron eller frånvaron av GN-bakterier och GP-bakterier genom att kontrollera bilderna som tagits med fluorescensmikroskopkameran av de bakteriebundna pärlorna och bakterierna som släpps ut genom insamlings- och avfallsutloppsproverna.
OBS: Mikrober med buffert, bakterier och aptamerer passerar genom huvudkanalen, och mikropärlorna är inriktade centralt via in-chip acoustophoresis inducerad av PZT. Slutligen samlas mikropärlor som har bundna GN-bakterier vid uppsamlingsutloppet och de osamlade bakterierna släpps ut genom avfallsutloppet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 5 visar bilden av pärlflödet som en funktion av PZT-spänning (OFF, 0,1 V, 0,5 V, 5 V). När det gäller det akustoforetiska chipet som introducerades i denna studie bekräftades att när spänningen hos PZT ökade ökade den centrala koncentrationen av de 10 μm-pärlorna. De flesta av de 10 μm-stora pärlorna koncentrerades i mitten vid 5 V av PZT-spänningen. Genom detta resultat genererades en resonansfrekvens på 3, 66 MHz i en enkanalsfunktionsgenerator, och en allmän signal förstärktes med 16 dB (cirka 9 gånger) med hjälp av en effektförstärkare.
Tabell 3 visar mikrobernas blandning av 1 μm (cellstorlek) och 10 μm (aptamerfäst pärla) injicerades i det akustiska vätskechipet som användes i denna studie, och chipseparationsprestandan enligt utloppsflödeshastigheten (400, 450 och 475 μL / min) är resultatet av utvärderingen. Återvinningsgraden är förhållandet mellan antalet pärlor som samlats in vid utloppet och det totala antalet injicerade pärlor för 10 μm-pärlor, som var 98% ± 2,2%, 98% ± 2,5% respektive 90% ± 9,8%. Renhet är förhållandet mellan antalet pärlor med storleken 10 μm och det totala antalet pärlor som samlats in, vilka var 97,1% ± 3,6%, 97,6% ± 2,4% respektive 99,4% ± 0,6%. Detta visar att enheten har en hög separationseffektivitet för pärlor med en storlek på 10 μm.
Figur 6 visar bilder och ett diagram över bakteriebundna tal per pärla. Data om acoustoforeschipoperation avseende mål- och avfallsprover samlades in vid utloppet respektive inloppet. Alla prover utsattes för 10 μL provtagning i uppsamlingsrör, och antalet bakterier som binder till mikrober observerades under ett fluorescensmikroskop. Många GN-bakterier (t.ex. E. Coli DH5α) är bundna till alla pärlor, medan några GP-bakterier (t.ex. Listeria grayi) är bundna till vissa pärlor. Antalet GN- och GP-bakterier bundna till varje aptamermodifierad mikrob (av 25 pärlor) mättes med hjälp av ett mikroskop med en höghastighetskamera. Alla fem GN-bakterier var bundna till pärlor (4,96 ± 0,77 vardera), medan betydligt färre GP-bakterier var bundna till de testade ämnena (0,08 ± 0,08 vardera). Signalstyrkan skilde sig avsevärt mellan GN- och GP-bakterierna. Dessa data bekräftar att denna enhet lyckades isolera GN-bakterier.
Figur 1: Schematisk över mikrokanalerna, central inriktning av mikrober via akustofores och insamling av målen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: CAD-bild av mikrofluidisk akustoforeschip för separation av GN-bakterier med aptameraffinitetspärlor . (A) Kiselkanalskikt. (B) Övre glasskikt. (För måtten 1 till 4, se tabell 1). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Struktur för acoustoforesmikroenheten . (A) Golvtomt, (B) tvärsnittsplan och (C) fotografi av enheten. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4: Schematisk över det akustofluidiska systemet som används för att separera och samla celler. Prov- eller buffertlösningen injiceras i inloppsporten genom flödesregulatorn. För pärlcentrering och provseparation appliceras växelström på PZT via en funktionsgenerator med en effektförstärkare för att generera en akustisk strålningskraft i mikrokanalen. Det separerade målprovet samlas upp genom ett uppsamlingsrör och den återstående avfallsvätskan återvinns genom ett annat utlopp. En höghastighetskameramodul används för att visualisera separationen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: Bild av pärlflödet som en funktion av PZT-spänningen. (A) PZT AV, (B) PZT 0,1 V, (C) PZT 0,5 V, (D) PZT 5 V. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6: Antal GN-bakterier (E. coli DH5α) och GP-bakterier (Listeria grayi) bundna till aptamermodifierade mikrober (n = 25 , felfält = standardfel). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
| Nummer | Apparat | Bredd (W) eller diameter (D) (μm) |
| 1 | Inlopps- och utloppsport (kisel) | 1000 (D) |
| 2 | Mikrofluidisk kanal | 200 (vikt) |
| 3 | Inlopps- och utloppskanal | 400 (vikt) |
| 4 | Inlopps- och utloppsport (glas) | 1500 (D) |
Tabell 1: Mått på den pneumatiska mikrofluidikplattformen (1 till 4 i figur 2).
| GN-bakterier | GP-bakterier |
| Escherichia coli (DH5α) | Bacillus megaterium (KCTC 1021) |
| Enterobacter cloacae | Staphylococcus epidermidis |
| Sfingomonas insulae | Listeria grayi |
| Escherichia coli KCTC 2571 | Enterococcus thailandicus |
| Pseudomonas pictorum | Staphylococcus pasteuri |
Tabell 2: De studerade GN- och GP-bakterierna.
| Flödeshastighet vid wate utlopp (μl/min) | Återvinningsgrad (%) | Renhet (%) |
| 400 (5x volymetrisk concetnration) | 98 ± 2,2 | 97,1 ± 3,6 |
| 450 (10x volymetrisk concetnration) | 98 ± 2,5 | 97,6 ± 2,4 |
| 475 (20x volymetrisk concetnration) | 90 ± 9,8 | 99,4 ± 0,6 |
Tabell 3: Återvinningsgrad och separationens renhetsgrad.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi utvecklade en sonisk levitationsmikrofluidikanordning för att fånga och överföra GN-bakterier från odlingsprover med hög hastighet baserat på en kontinuerlig körmetod beroende på deras storlek och typ och aptamermodifierade mikropärlor. Den långa, fyrkantiga mikrokanalen möjliggör en enklare design och större kostnadseffektivitet för 2D-akustofores än tidigare rapporterade 20,21,22,23,24,25,26. Enheten har en återhämtningshastighet på >98% upp till en doskoncentration på 10x. Denna studie visar en högre återvinningsgrad och renhet än de befintliga etikettfria metoderna 20,21,22,23,24 och affinitetspärlmetoder 25,26 för att separera bakterier. Detta tyder på att enheten kan separera bakterier effektivt. Men eftersom 10-μm-pärlorna kan strömma in i sidokanalerna reduceras återvinningshastigheten till 90% vid en 20x doskoncentration på grund av den starka uttagskraften som härrör från det slutna utloppet som blockerar akustisk strålning i ett prestandatest. Medan återvinningsgraden på chipet kan nå 98%, minskar flera faktorer återvinningsgraden, såsom utfällning av pärlor i inhalatorn eller igensättning av röret som förbinder inhalatorn med chipet.
Det finns några viktiga punkter som behövs för att göra detta akustoforetiska chip och få det att fungera. Limet som används för att fästa PZT bör användas så lite som möjligt för korrugeringsnoggrannhet och PZT och mikrokanalen ska vara parallella. Fel i detta steg resulterar i överföring av felaktiga vågformer genom PZT till chipet, vilket manifesteras som pärlor felinriktning. Var också försiktig när du använder, eftersom flera faktorer kan förvärra återvinningsgraden, såsom sedimentering av pärlor från sprutan eller blockering av anslutningsröret med chips från sprutan.
Denna enhet kan inte bara användas för att upptäcka levande bakterier eller bakteriella härledda biomarkörer inom området för tidig diagnos av bakteriella infektionssjukdomar utan kan också utvidgas till att övervaka vattenförorening, vilket hjälper till att identifiera bioterrorism och patogena bakterieinfektioner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Research Foundation of Korea (NRF) bidrag finansierat av den koreanska regeringen (ministeriet för vetenskap och IKT). (Nej. NRF-2021R1A2C1011380)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 µm polystyrene microbeads | Bang Laboratories | PS04001 | Cell size beads |
| 10 µm Streptavidin-coated microbeads | Bang Laboratories | CP01007 | Aptamer affinity beads |
| 4-inch Silicon Wafer/SU-8 mold | 4science | 29-03573-01 | Components of chip |
| Aptamer | Integrated DNA Technologies | GN3-6' | RNA for bacteria conjugation |
| Borosilicate glass | Schott | BOROFLOAT 33 | Components of chip |
| Centrifuge | Daihan | CF-10 | Wasing particles |
| Cyanoacrylate glue | 3M | AD100 | Attach PZT to microchip |
| Escherichia coli DH5α | KCTC | KCTC2571 | Target bacteria |
| Functional generator | GW Instek | AFG-2225 | Generate frequency |
| High-speed camera | Photron | FASTCAM Mini | Observation of separation |
| Hot plate | As one | HI-1000 | Heating plate for curing of liquid PDMS |
| KOVAX-SYRINGE 10 mL Syringe | Koreavaccine | 22G-10ML | Fill the microfluidic acoustophoresis channel with bubble-free demineralized water. |
| Liquid polydimethylsiloxane, PDMS | Dow Corning Inc. | Sylgard 184 | Components of chip |
| LB Broth Miller | BD Difco | 244620 | Cell culture (Luria-Bertani medium) |
| Microscope | Olympus Corp. | IX-81 | Observation of separation |
| PBS buffer | Capricorn scientific | PBS-1A | Wasing bacteria |
| PEEK Tubes | Saint-Gobain Ppl Corp. | AAD04103 | Inject or collect particles |
| Piezoelectric transducer | Fuji Ceramics | C-213 | Generate specific wave in channel |
| Power amplifier | Amplifier Research | 75A250A | Amplify frequency |
| Pressure controller/μflucon | AMED | AMED-μflucon | Control of air pressure/flow controller |
| Tris-HCl buffer | invitrogen | 15567027 | Wasing particles |
| Tube rotator | SeouLin Bioscience | SLRM-3 | Modifiying aptamer and bead |
References
- Wu, M., et al. Acoustofluidic separation of cells and particles. Microsystem & Nanoengineering. 5 (1), 1-18 (2019).
- Lee, S. W., et al. Aptamer affinity-bead mediated capture and displacement of Gram-negative bacteria using acoustophoresis. Micromachines. 10 (11), 770 (2019).
- Hirvonen, J. J., et al. One-step sample preparation of positive blood cultures for the direct detection of methicillin-sensitive and -resistant Staphylococcus aureus and methicillin-resistant coagulase-negative staphylococci within one hour using the automated GenomEra CDXTM PCR system. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases. 31 (10), 2835-2842 (2012).
- Swaminathan, B., Feng, P. Rapid detection of food-borne pathogenic bacteria. Annual Review of Microbiology. 48 (1), 401-426 (1994).
- Ding, X., et al. On-chip manipulation of single microparticles, cells, and organisms using surface acoustic waves. Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (28), 11105-11109 (2012).
- Karthick, S., et al. Acoustic impedance-based size independent isolation of circulating tumor cells from blood using acoustophoresis. Lab on a Chip. 18 (24), 2802 (2018).
- Lenshof, A., et al. Acoustofluidics 8: Applications of acoustophoresis in continuous flow microsystems. Lab on a Chip. 12 (7), 1210-1223 (2012).
- Persson, J., et al. Acoustic microfluidic chip technology to facilitate automation of phage display selection. The FEBS journal. 275 (22), 5657-5666 (2008).
- Klussmann, S. The aptamer handbook: Functional oligonucleotides and their applications. , John Wiley & Sons. Hoboken, New Jersey. (2006).
- Ellington, A., Szostak, J. W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 346 (6287), 818-822 (1990).
- Tuerk, C., Gold, L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science. 249 (4968), 505-510 (1990).
- Namnabat, M. S., et al. 3D numerical simulation of acoustophoretic motion induced by boundary-driven acoustic streaming in standing surface acoustic wave microfluidics. Scientific Reports. 11 (1), 11326 (2021).
- Nimjee, S. M., et al.
- Zhang, Y., et al. Recent advances in aptamer discovery and application. Molecules. 24 (5), 941 (2019).
- Park, J. W., et al. Acousto-microfluidics for screening of ssDNA aptamer. Scientific Reports. 6 (1), 1-9 (2016).
- Persson, J., et al. Acoustic microfluidic chip technology to facilitate automation of phage display selection. The FEBS Journal. 275 (22), 5657-5666 (2008).
- Van Toan, N., et al. An investigation of processes for glass micromachining. Micromachines. 7 (3), 51 (2016).
- Jansen, H., et al. A survey on the reactive ion etching of silicon in microtechnology. Journal of Micromechanics and Microengineering. 6 (1), 14 (1996).
- Hanneborg, A., et al. Silicon-to-silicon anodic bonding with a borosilicate glass layer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 1 (3), 139 (1991).
- Mach, A. J., Di Carlo, D. Continuous scalable blood filtration device using inertial microfluidics. Biotechnology and bioengineering. 107 (2), 302-311 (2010).
- Wang, S., et al. Simple filter microchip for rapid separation of plasma and viruses from whole blood. International Journal of Nanomedicine. 7, 5019-5028 (2012).
- Ai, Y., et al. Separation of Escherichia coli bacteria from peripheral blood mononuclear cells using standing surface acoustic waves. Analytical Chemistry. 85 (19), 9126-9134 (2013).
- Ohlsson, P., et al. Acoustic impedance matched buffers enable separation of bacteria from blood cells at high cell concentrations. Scientific Reports. 8 (1), 1-11 (2018).
- Park, S., et al. Continuous dielectrophoretic bacterial separation and concentration from physiological media of high conductivity. Lab on a Chip. 11 (17), 2893-2900 (2011).
- Kim, U., Soh, H. T. Simultaneous sorting of multiple bacterial targets using integrated Dielectrophoretic-Magnetic Activated Cell Sorter. Lab on a Chip. 9 (16), 2313-2318 (2009).
- Cai, G., et al. A fluidic device for immunomagnetic separation of foodborne bacteria using self-assembled magnetic nanoparticle chains. Micromachines. 9 (12), 624 (2018).
