Methodenartikel

Modellierung neonataler intraventrikulärer Blutungen durch intraventrikuläre Injektion von Hämoglobin

DOI:

10.3791/63345

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25. August 2022

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1Department of Neurosurgery, University of Kentucky, 2Department of Pediatric Surgery, University of Texas, 3Department of Neurological Surgery, Washington University in St. Louis School of Medicine, 4Department of Orthopedic Surgery, Washington University in St. Louis School of Medicine, 5Department of Pediatrics, Washington University in St. Louis School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Wir präsentieren ein Modell der neonatalen intraventrikulären Blutung mit Rattenwelpen, das die Pathologie beim Menschen nachahmt.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die intraventrikuläre Tumorblutung (IVH) ist eine häufige Folge einer Frühgeburt und führt zu Hirnverletzungen, poshämorrhagischem Hydrozephalus (PHH) und lebenslangen neurologischen Ausfällen. Während PHH durch temporäre und permanente Zerebrospinalflüssigkeit (Liquor) Diversionsverfahren (ventrikuläres Reservoir bzw. ventrikuloperitonealer Shunt) behandelt werden kann, gibt es keine pharmakologischen Strategien zur Vorbeugung oder Behandlung von IVH-induzierten Hirnverletzungen und Hydrocephalus. Tiermodelle werden benötigt, um die Pathophysiologie der IVH besser zu verstehen und pharmakologische Behandlungen zu testen. Während es existierende Modelle der neonatalen IVH gibt, sind diejenigen, die zuverlässig zu Hydrocephalus führen, oft durch die Notwendigkeit großvolumiger Injektionen eingeschränkt, was die Modellierung der Pathologie erschweren oder Variabilität im beobachteten klinischen Phänotyp einführen kann.

Neuere klinische Studien haben Hämoglobin und Ferritin mit der Verursachung einer ventrikulären Vergrößerung nach IVH in Verbindung gebracht. Hier entwickeln wir ein einfaches Tiermodell, das den klinischen Phänotyp von PHH nachahmt, indem wir kleinvolumige intraventrikuläre Injektionen des Blutabbauprodukts Hämoglobin verwenden. Neben der zuverlässigen Induktion von ventrikulärer Vergrößerung und Hydrozephalus führt dieses Modell zu Verletzungen der weißen Substanz, Entzündungen und Immunzellinfiltrationen in periventrikulären und weißen Substanzregionen. Dieser Artikel beschreibt diese klinisch relevante, einfache Methode zur Modellierung von IVH-PHH bei neonatalen Ratten mittels intraventrikulärer Injektion und stellt Methoden zur Quantifizierung der Ventrikelgröße nach der Injektion vor.

Einleitung

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Neugeborene IVH stammt aus der Keimmatrix, einem Ort der schnellen Zellteilung, der an die lateralen Ventrikel des sich entwickelnden Gehirns angrenzt. Diese stark vaskuläre Struktur ist anfällig für hämodynamische Instabilität im Zusammenhang mit Frühgeburten. Blut wird bei der Keimmatrixblutung (GMH)-IVH in die lateralen Ventrikel freigesetzt, wenn zerbrechliche Blutgefäße innerhalb der Keimmatrix reißen. Bei IVH Grad IV kann auch ein periventrikulärer hämorrhagischer Infarkt zur Freisetzung von Blutprodukten im Gehirn beitragen. 1 Die Kombination von GMH-IVH kann PHH verursachen, insbesondere nach hochgradigen Blutungen (Grad III und IV)1. PHH kann mit der Platzierung eines ventrikuloperitonealen Shunts behandelt werden, aber die Shunt-Platzierung macht die Hirnverletzung, die durch IVH auftreten kann, nicht rückgängig. Obwohl die moderne neonatale Intensivmedizin die IVH-Raten gesenkt hat2, 3, gibt es keine spezifischen Behandlungen für die Hirnverletzung oder den Hydrozephalus, die durch IVH verursacht werden, sobald sie aufgetreten ist. Eine signifikante Einschränkung bei der Entwicklung präventiver Behandlungen für IVH-induzierte Hirnverletzungen und PHH ist das unvollständige Verständnis der IVH-Pathophysiologie.

Kürzlich wurde gezeigt, dass frühe Liquorspiegel des wichtigsten Blutabbauprodukts Hämoglobin mit der späteren Entwicklung von PHH bei Neugeborenen mit hochgradigem IVH4 assoziiert sind. Darüber hinaus sind die Liquorspiegel von Eisen-Handling-Signalweg-Proteinen - Hämoglobin, Ferritin und Bilirubin - mit der Ventrikelgröße bei neonataler IVH assoziiert. Dies zeigte sich auch in einer multizentrischen Kohorte von Säuglingen mit vorzeitiger PHH, bei der höhere ventrikuläre Liquorspiegel von Ferritin mit einer größeren Ventrikelgröße5 assoziiert waren.

In dieser Studie entwickelten wir ein klinisch relevantes Modell für IVH-induzierte Hirnverletzungen und Hydrozephalus unter Verwendung von Hämoglobininjektion in die Hirnventrikel, was die Quantifizierung von Hirnverletzungen und PHH und das Testen neuer therapeutischer Strategien ermöglicht (Abbildung 1)6, 7. Dieses IVH-Modell verwendet neonatale Rattenwelpen, die für die Dauer des Eingriffs unter Vollnarkose gestellt werden. Ein Mittellinienschnitt wird auf der Kopfhaut gemacht, und Koordinaten, die von Schädellandmarken - dem Bregma oder Lambda - abgeleitet werden, werden verwendet, um die lateralen Ventrikel für die Injektion zu erreichen. Eine langsame Injektion mit einer Infusionspumpe liefert Hämoglobin in den Ventrikel. Dieses Protokoll ist einfach zu bedienen, vielseitig und kann verschiedene Komponenten von IVH modellieren, die zu PHH führen.

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Protokoll

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HINWEIS: Alle Tierprotokolle wurden vom Animal Care and Use Committee der Institutionen genehmigt. Weitere Informationen zu allen Materialien, Reagenzien, Geräten und Software, die in diesem Protokoll verwendet werden, finden Sie in der Materialtabelle .

1. Herstellung von Hämoglobin- und Liquorlösungen

  1. Bereiten Sie eine sterile künstliche Liquorlösung (aCSF) vor, indem Sie 500 μL der aCSF-Lösung in ein 1,5-ml-Mikroröhrchen geben und auf Eis lagern.
  2. Bereiten Sie eine sterile 150 mg / ml Hämoglobinlösung vor, indem Sie 75 mg Hämoglobin zu 500 μL aCSF in einem 1,5 ml Mikroröhrchen hinzufügen und auf Eis lagern.

2. Vorbereitung des Tieres zur Injektion

  1. Drehen Sie das Heizkissen auf die mittlere Einstellung, um die Körpertemperatur der Ratte aufrechtzuerhalten.
  2. Anästhesieren Sie postnatale Tag 4 (P4) Ratten in einer Induktionskammer, die mit 3% Isofluran gefüllt ist.
    HINWEIS: Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesie mit der Zehen- / Schwanzklemmreaktion alle 15 Minuten. Überwachen Sie die Anästhesie mit visueller Beobachtung von Gewebefarbe, Körpertemperatur und Atemfrequenz.
  3. Schmerzlinderung mit einer subkutanen Carprofen-Injektion von 5 mg/kg an die anästhesierte Ratte verabreichen.
  4. Legen Sie die anästhesierte Ratte anfällig in das stereotaktische Gerät mit der Nase im Anästhesieadapter mit einem konstanten Fluss von 1,5% Isofluran.
  5. Ziehen Sie die nicht reißenden Ohrstangen am äußeren Gehörgang fest, um den Kopf zu sichern.
    HINWEIS: Tragen Sie Tiersalbe auf, um die Augen mit Feuchtigkeit zu versorgen, wenn die Augen im Alter der Injektion geöffnet sind.
  6. Reinigen Sie den Kopf abwechselnd mit sterilen Applikatoren mit Baumwollbestückung, die mit Betadin und 70% Ethanol getränkt sind.
    1. Berühren Sie den Betadin-getränkten Applikator in der Mitte der Kopfhaut und verteilen Sie das Betadin in Kreisen, bewegen Sie sich nach außen.
    2. Wiederholen Sie Schritt 2.6.1.1 mit dem mit Ethanol getränkten Applikator.
    3. Wiederholen Sie Schritt 2.6.1.1 und Schritt 2.6.1.2 3x.
  7. Tragen Sie einen sterilen chirurgischen Tuch auf, um das Operationsfeld zu schützen.
  8. Machen Sie mit einem sterilen Skalpell einen 0,3 cm langen Schnitt senkrecht in der Mitte des Kopfes, um das Bregma des Schädels freizulegen.
    HINWEIS: Wenn Sie aus dem Lambda injizieren, legen Sie das Lambda des Schädels anstelle des Bregma frei.
  9. Verwenden Sie einen sterilen Baumwollapplikator, um den Bereich zu trocknen.

3. Einrichten des stereotaktischen Injektors

  1. Ziehen Sie die in Schritt 1.2 vorbereitete Hämoglobinlösung mit einer 30G-Nadel in eine sterile 0,3-ml-Spritze und legen Sie die Spritze in das stereotaktische Injektorsystem.
    HINWEIS: Wenn Sie Kontrollbedingungen erzeugen, ziehen Sie eine in Schritt 1.1 vorbereitete CSF-Lösung in eine 0,3-ml-sterile Spritze und fahren Sie mit dem Protokoll fort.
  2. Schalten Sie die stereotaktische Injektorschnittstelle ein und klicken Sie auf die Schaltfläche Konfiguration , um die Einstellungen für die Einspritzlautstärke und -rate einzugeben.
    1. Klicken Sie auf Volume und stellen Sie die Lautstärke auf 20.000 nL (20 μL) ein.
    2. Klicken Sie auf Infusionsrate und stellen Sie die Rate auf 8.000 nL /min (8 μL/min) ein.
  3. Beenden Sie die Konfiguration, indem Sie auf die Schaltfläche Reset Pos klicken.
  4. Spülen Sie die Nadelspitze, indem Sie auf die Schaltfläche Infuse klicken, bis eine kleine Perle Hämoglobinlösung an der Nadelspitze austritt.
  5. Leiten Sie die Hämoglobinlösung vorsichtig mit einem sterilen Baumwollapplikator von der Nadelspitze ab.

4. Tierinjektion

  1. Stellen Sie das Bregma auf dem stereotaktischen Injektorsystem auf Null ein, indem Sie die mediolateralen und anteroposterioren Positionen der Spritze anpassen, bevor Sie die Spitze der gespülten Spritzennadel absenken, um den Schädel am Bregma sanft zu berühren.
    HINWEIS: Wenn Sie aus dem Lambda injizieren, setzen Sie Lambda auf Null.
  2. Identifizieren Sie die Koordinaten Ihrer Wahl.
    1. Wenn Sie aus dem Bregma injizieren, verwenden Sie bei P4-Ratten , wie hier beschrieben, 1,5 mm seitlich, 0,4 mm vorn und 2,0 mm tief von Bregma.
    2. Wenn Sie aus dem Lambda injizieren, verwenden Sie die folgenden Koordinaten für P4-Ratten: 1,1 mm seitlich, 4,6 mm vorn und 3,3 mm tief von Lambda.
  3. Heben Sie die Spritzennadel 1 cm über den Schädel, um die Kopfhaut zu reinigen. Wenn die Spritze angehoben wird, stellen Sie die mediolateralen und anteroposterioren Koordinaten ein.
  4. Senken Sie die Spritzennadel, um den Schädel vorsichtig zu berühren. Überprüfen Sie, ob die Nadel den Schädel berührt.
  5. Stellen Sie die dorsoventrale Koordinate über einen Zeitraum von 30 s ein.
    HINWEIS: Beim Einstellen der dorsoventralen Koordinate durchsticht die Nadel den Schädel. Es muss darauf geachtet werden, dass die Spritze den Schädel passiert, ohne den Schädel zu verformen. Eine Schädelverformung wird vermieden, indem die Nadel bei einer Verformung langsam entlang der dorsoventralen Koordinate zurückgezogen und die Nadel dann wieder entlang der gleichen Flugbahn platziert wird. Dadurch kann die Nadel das Loch im Schädel mit weniger Kraft und ohne Verformung passieren.
  6. Klicken Sie auf der stereotaktischen Injektorschnittstelle auf die Schaltfläche Ausführen , um die Injektion zu starten.
  7. Nachdem die Injektion beendet ist, lassen Sie die Spritzennadel 2 min an Ort und Stelle, um den Rückfluss der Lösung zu minimieren.
  8. Ziehen Sie die Spritze langsam entlang der dorsoventralen Koordinate über 2 min zurück, bis sich die Nadelspitze 2 cm über der Kopfhaut befindet.
  9. Drehen Sie den stereotaktischen Injektorarm vom Operationsfeld weg.

5. Nachsorge

  1. Verschließen Sie die Kopfhaut mit einer 6-0-Monofilament-Naht. Machen Sie eine einfache unterbrochene Naht in der Mitte des 0,3 cm langen Einschnitts.
  2. Entfernen Sie den Welpen aus der Narkose und legen Sie ihn auf eine sichere Stelle auf dem Heizkissen.
  3. Bringen Sie das Nagetier in den heimischen Käfig zurück, um sich von der Anästhesie unter der Obhut seines Muttertiers zu erholen.
    HINWEIS: Die rechtzeitige Rückkehr in die Pflege des Muttertiers reduziert die frühe postoperative Mortalität.
  4. Überwachen Sie die Tiere auf Anästhesie durch Verlust des aufrichtenden Reflexes stündlich nach der Operation für 3 h.
  5. Überwachen Sie die Tiere täglich für 7 Tage auf normale Aktivität, Nahrungsaufnahme und Gewichtszunahme. Überwachen Sie die Inzisionsstelle auf Wundheilung, Verschluss und Wiederauftreten von Fell an der Operationsstelle.
    HINWEIS: In dem seltenen Fall, dass neurologische Veränderungen wie Krampfanfälle, zentrale Depression oder verminderter Appetit während der Überwachung beobachtet werden, wird das Tier unter intravaskulärer Perfusion oder zervikaler Dislokation unter Narkose eingeschläfert.
  6. Um eine Infektion zu verhindern, sobald die Naht geschlossen ist und die Wunde heilt, wenden Sie ein topisches Dreifachantibiotikum an der Inzisionsstelle an.

6. MRT-Erfassung und Quantifizierung

  1. Führen Sie eine MRT auf einem 4,7T- oder 9,4T-Kleintierscanner durch.
  2. Drehen Sie das Heizkissen auf die mittlere Einstellung, um die Körpertemperatur der Ratte aufrechtzuerhalten.
  3. Induktion der Anästhesie in einer Kammer mit 3% Isofluran.
    HINWEIS: Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesie mit der Zehen- / Schwanzklemmreaktion alle 15 Minuten. Überwachen Sie die Anästhesie mit visueller Beobachtung von Gewebefarbe, Körpertemperatur und Atemfrequenz.
  4. Legen Sie die anästhesierte Ratte anfällig in das MRT, wobei die Nase im Anästhesieadapter mit einem konstanten Fluss von 1,5% Isofluran positioniert ist.
  5. Führen Sie eine T2-gewichtete Bildgebung durch, indem Sie eine T2-gewichtete schnelle Spin-Echosequenz auswählen.
    1. Wenn Sie einen 4,7T-MRT-Scanner verwenden, geben Sie die folgenden Parameter in die MRT-Software ein: Wiederholzeit = 3.000 ms, Echozeit = 27,50 ms, Anzahl der Mittelwerte = 3, Sichtfeld = 18,0 mm x 18,0 mm, Matrix = 128 x 128, Anzahl axialer Scheiben = 24, Dicke = 0,50 mm.
    2. Wenn Sie einen 9,4T-MRT-Scanner verwenden, geben Sie die folgenden Parameter in die MRT-Software ein: Wiederholzeit = 5.000 ms, Echozeit = 66,00 ms, Echoabstand = 16,50 ms, Anzahl der Mittelwerte = 2, Wiederholungen = 1, seltener Faktor = 8, Sichtfeld = 16,0 mm x 16,0 mm, Matrix = 256 x 256, Anzahl axialer Scheiben = 32, Dicke = 0,50 mm.
  6. Klicken Sie auf die Schaltfläche Weiter , um die Sequenz zu starten.

7. Bildverarbeitung und Analyse

  1. Verwenden Sie native T2-gewichtete Daten, um das Gehirnvolumen zu analysieren. Verwenden Sie eine Segmentierungssoftware, um die lateralen Ventrikel manuell abzugrenzen6. Klicken Sie auf Pinselmodus und wählen Sie den quadratischen Pinselstil. Stellen Sie die Pinselgröße auf 1 ein. Klicken Sie auf das Informationsfenster "Layout" und wählen Sie die axiale Ansicht. Klicken Sie auf Zoom, um ihn anzupassen. Platzieren Sie den Cursor auf dem Bild; Verfolgen und füllen Sie den lateralen Ventrikelraum.
  2. Klicken Sie in der Symbolleiste auf Segmentierung | Volumen und Statistiken, um die segmentierten Volumes anzuzeigen.

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Ergebnisse

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Der Erfolg der Injektion wurde radiologisch und immunhistochemisch bestätigt. Tiere, die einer Hämoglobininjektion unterzogen wurden, entwickelten eine moderate akute Ventrikulomegalie bei MRT-Beurteilung (Abbildung 2A), mit signifikant größeren lateralen Ventrikeln nach 24 h und 72 h nach Hämoglobininjektion im Vergleich zu aCSF-injizierten Tieren (Abbildung 2B,C). Obwohl es 38 Tage nach der Injektion keinen signifikanten Unterschied im lateral...

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Diskussion

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Dieses IVH-Modell, das Hämoglobininjektion verwendet, ermöglicht die Untersuchung der Pathologie von IVH, die spezifisch durch Hämoglobin vermittelt wird. Für ergänzende Studien kann Hämoglobin auch leicht in vitro verabreicht werden und verwirrt nicht biochemische Assays für Proteine, die von Mikroglia / Makrophagen hergestellt werden, die im Vollblut vorhanden sind.

Die führenden Theorien der IVH-PHH umfassen die mechanische Obstruktion der Liquorzirkulation, die Störung von Zilien,...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Danksagungen

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JMS erhielt Mittel von NIH / NINDS R01 NS110793 und K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM erhielt Mittel von NIH / NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award und einen Hydrocephalus Association Innovator Award.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,3 mL InsulinspritzeBD Microfine + Insulinspritze230-45330,3-0,5 mL Synthen funktionieren
1,5 mL MikroröhrchenUSA Scientific1615-5500Lot Nr. K194642H -3 511
4,7T MRTAgilent/Varian4,7T/33 cmAgilent/Varian DirectDrive 4,7-T (200 MHz) MRT-System
6-0 monofiles NahtmaterialETHICON667G
9,4T MRTBrukerBioSpec 94/20Wird in diesem Protokoll ohne Kryosonde verwendet
AnalysenwaageCCURIS InstrumentsW3200-320
Künstlicher Liquor (aCSF)Tocris Bioscience3525Chargen-Nr.: 72A
BetadinePurdue Products L.P.301005-00NDC 67618-150-09
Carprofen (injizierbar)Zoetis Inc. PI 4019448Rimadyl
EthanolDecon Laboratories2701
HeizkissenSunbeamE12107-819UL 612A, Z-1228-001
HämoglobinMP Biomedicals100714LOT NR. SR02321
IsofluranPiramal Critical CareNDC 66794-017-25
Isofluran-VerdampferVETEQUIP911103
Licht für stereotaktische InsturmentDolan-Jenner IndustrienFiber-Lite MI-150
MikroinjektionsspritzenpumpeWorld Precision InstrumentsMICRO21Serial 184034 T08K
MRT-SoftwareBruker BioSpinParavision 360 3.2
SauerstoffAirgas GesundheitswesenUN1072LOT NUMMER S1432080XA02
Sprague Dawley RattenCharles River LaboratoriesStammcode: 001
Stereotaktisches InstrumentKOPF InstrumentsModell 900LS Lazy Susan
Steriler Applikator mit WattespitzeFischerbrand23-400-118
Chirurgische KlingeCovetrus#10
Topisches Dreifach-AntibiotikumDreifach-Antibiotikum-SalbeNDC 51672-2120-1
Software zur Quantifizierung des VentrikelvolumensITK-SNAPITK-SNAP 4.0.0 beta

Referenzen

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  1. Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
  2. Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
  3. Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
  4. Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
  5. Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
  6. Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
  7. Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
  8. SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
  9. Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
  10. Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
  11. Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
  12. Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
  13. Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
  14. Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
  15. Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
  16. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), (1979).
  17. Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
  18. Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
  19. Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
  20. Engelhardt, B. Development of the blood-brain barrier. Cell and Tissue Research. 314 (1), (2003).
  21. Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
  22. Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
  23. Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).

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H moglobin Injektionposth morrhagischer HydrozephalusTiermodellVentrikelerweiterungMarksch digungstereotaktische InjektionMRT Bildgebung des GehirnsImmunzellinfiltrationAstrozytenaktivierung

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