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Methodenartikel

Mykorrhizakarten als Werkzeug zur Erforschung von Besiedlungsmustern und Pilzstrategien in den Wurzeln von Festuca rubra und Zea mays

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DOI:

10.3791/63599

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26. August 2022

 ,  ,  , 
1Department of Microbiology, Faculty of Agriculture, University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Das Protokoll beschreibt hier die Methoden zur Beurteilung der arbuskulären Mykorrhiza-Besiedlungsmuster und -Strategien in Wurzeln für zwei Arten: Zea mays und Festuca rubra. Der Einsatz der MycoPatt-Methode ermöglicht die Berechnung von Parametern, die Umwandlung von Mykorrhizastrukturen in digitale Daten und die Kartierung ihrer realen Position in Wurzeln.

Zusammenfassung

Arbuskuläre Mykorrhizapilze sind Symbionten in den Wurzeln von Pflanzen. Ihre Aufgabe ist es, die Wirtsentwicklung aufrechtzuerhalten und das Ernährungsgleichgewicht in den Ökosystemen aufrechtzuerhalten. Der Besiedlungsprozess hängt von mehreren Faktoren wie der Bodenökologie, der genetischen Vielfalt der Pilze und des Wirts sowie agronomischen Praktiken ab. Ihre synchronisierte Wirkung führt zur Entwicklung eines komplexen Hyphennetzwerks und zur sekundären Entwicklung von Vesikeln und Arbuskeln in den Wurzelzellen. Ziel dieser Forschung war es, die Effizienz der Mykorrhizamuster-Methode (MycoPatt) zur Positionierung von Pilzstrukturen in den Wurzeln von Festuca rubra und Zea mays zu analysieren. Ein weiteres Ziel war es, die Pilzbesiedlungsstrategie zu erforschen, wie sie durch Mykorrhizakarten jeder Art sichtbar wird. Die Aufnahme und Assemblage mehrerer mikroskopischer Bilder ermöglicht die Beurteilung der Mykorrhizabesiedlung sowohl in Mais- als auch in Rotschwingelpflanzen, um Informationen über die realistische Position der entwickelten Strukturen zu liefern. Die beobachteten Mykorrhizamuster unterstreichen die unterschiedliche Effizienz jeder Pflanze in Bezug auf die Entwicklung von Verbindungen mit symbiotischen Bodenpilzen, die durch angewandte Behandlungen und Wachstumsstadien verursacht werden. Mykorrhiza-Detailkarten, die mit der MycoPatt-Methode gewonnen werden, sind nützlich für die Früherkennung der Pflanzeneffizienz bei der symbiotischen Aufnahme aus dem Boden.

Einleitung

Arbuskuläre Mykorrhiza (AM) Pilze sind eine Kategorie von bodenbürtigen Endophyten, die für Forscher ständig von Interesse sind. Ihre Anwesenheit in den Wurzeln der meisten Pflanzen und ihre Beteiligung an Nährstoffkreisläufen machen sie zu lebenswichtigen Komponenten für die Stabilität jedes Ökosystems, in dem krautige Pflanzen vorhanden sind 1,2. Durch ihr extraradikuläres Myzel wirken AM als Pilzverlängerung für Pflanzenwurzeln, insbesondere in schwer zugänglichen Bereichen3. Die Hauptaktivität liegt in den Wurzeln der Wirtspflanze, wo AM große Hyphennetzwerke und spezifische intrazelluläre Strukturen, die Arbuskeln genannt werden, entwickelt. Die fehlende Wirtsspezifität ermöglicht es dem Symbionten, mehrere Arten gleichzeitig zu besiedeln. Diese Fähigkeit verleiht AM die Rolle der Ressourcenallokation und Nährstoffregulierung im Ökosystem; Der Pilz unterstützt auch das Überleben der Pflanzen und hilft bei der Pflanzenleistung 4,5,6,7. Die Reaktion von AM-Spezies auf Wirtswurzeln ist in der Ausdehnung und Lage des intraradikulären Myzels und dem Vorhandensein und der Form der intrazellulär entwickelten Arbuskeln sichtbar. Die intrazellulären Arbuskeln fungieren als Austauschpunkt zwischen den beiden Symbionten und stellen Bereiche dar, die durch schnelle Transferprozesse gekennzeichnet sind. Die Strukturen, die die AM produzieren, sind artabhängig und entwickeln neben Arbuskeln in den Wurzeln auch Vesikel, Sporen und Hilfszellen.

Es gibt viele Herausforderungen bei der Beurteilung von AM-Symbionten in Pflanzenwurzeln 8,9. Die erste ist ihre ständige Entwicklung während der gesamten Vegetationsperiode der Wirte, was zu mehreren Veränderungen in der hyphalen arbuskulären Struktur führt. Die verschiedenen Stadien des arbuskulären Wachstums bis zu ihrem Kollaps sind in den Wurzeln deutlich vorhanden, aber die seneszenten AM-Strukturen werden manchmal verdaut, was sie nur teilweise sichtbar macht10. Die zweite Herausforderung besteht in der Färbemethode und dem Protokoll, der großen Vielfalt der Wurzelsysteme, der Größe ihrer Zellen und den Unterschieden in der Dicke, die es schwierig machen, eine einheitliche Methode vorzuschlagen. Die letzte Herausforderung stellt die Bewertung und Bewertung der AM-Kolonisation dar. Es gibt zahlreiche Methoden, die AM mit unterschiedlicher Objektivität bewerten, und die meisten von ihnen sind immer noch auf Mikroskopietechniken beschränkt. Die einfachen basieren auf dem Vorhandensein / Fehlen von Strukturen im Wurzelkortex, während die komplexeren auf visuellem Scoring und der Verwendung von Kolonisationsklassen basieren, mit der Integration der Häufigkeit und Intensität des Kolonisationsphänomens. In den letzten Jahrzehnten wurden viele Daten über den Mykorrhizastatus mehrerer Arten produziert, aber die meisten Methoden beschränken sich auf den beobachteten Wert der Besiedlung, ohne auf die tatsächliche Position jeder Struktur im Wurzelkortex hinzuweisen. Als Reaktion auf die Notwendigkeit genauerer Ergebnisse zur AM-Besiedlung wurde eine Methode entwickelt, die auf mikroskopischer Analyse von Mykorrhizamustern (MycoPatt) in Wurzeln basiert, um die detaillierten Mykorrhizakarten in digitaler Form zusammenzustellen11. Die Methode ermöglicht auch die objektive Berechnung von Besiedlungsparametern und die Bestimmung der tatsächlichen Position jeder Struktur in der Wurzel.

Die Position der AM-Pilzstrukturen kann bei der Beantwortung der folgenden zwei Fragen wichtig sein. Die erste bezieht sich auf die Analyse der Besiedlung in einem bestimmten Moment aus dem Vegetationszyklus einer Pflanze. In diesem Zusammenhang ist es sehr nützlich, die Arbuskular-/Vesikelhäufigkeit zu beobachten, zu berichten, wie sie sich in der Wurzel befinden, und ein sehr klares Kolonisationsbild und Parameter zu liefern. Die zweite bezieht sich auf die Erkennung der Pilzstrategie und ihre Ausrichtung und sogar die Prognose ihrer zukünftigen Entwicklung. Eine Anwendung des MycoPatt kann für Pflanzen täglich, alle 2-3 Tage, wöchentlich oder während verschiedener Wachstumsstadien analysiert werden. In diesem Zusammenhang ist die Lage der Vesikel/Arbuskel wichtig, um den biologischen Mechanismus der AM-Besiedlung besser zu verstehen. Diese Parameter und Beobachtungen sind sehr nützlich, um die mathematischen Parameter zu ergänzen.

Das Ziel dieses Artikels ist es, die Fähigkeit des MycoPatt-Systems zu demonstrieren, das native AM-Pilzbesiedlungspotenzial und die Strategie in Zea mays (Mais) Wurzeln während verschiedener Entwicklungsstadien und in Festuca rubra (Rotschwingel) Wurzeln unter verschiedenen Langzeitbefruchtungsbedingungen zu erforschen. Um das Ziel zu erreichen, wurden zwei große Datenbanken aus zwei Experimenten analysiert. Das Maisexperiment wurde in Cojocna (46°44′56" lat. N und 23°50′0" lang) eingerichtet. E), in der experimentellen didaktischen Farm der Universität für Agrarwissenschaften und Veterinärmedizin Cluj auf einem Phäozom mit einer lehmigen TexturErde 12. Das Rotschwingelexperiment ist Teil eines größeren Versuchsgeländes, das 2001 in Ghețari, Apuseni-Gebirge (46°49'064" lat. N und 22°81'418'' lang) eingerichtet wurde. E), auf einem Präluvosol (terra rossa) Bodentyp13,14. Mais wurde in fünf verschiedenen Wachstumsphänophasengesammelt 12: B1 = 2-4 Blätter (als Kontrollpunkt für den Beginn der Mykorrhizabesiedlung); B2 = 6 Blätter; B3 = 8-10 Blätter; B4 = Kolbenbildung; B5 = physiologische Reife. Ausgehend vom 2-4-Blatt-Stadium (A0) wurde eine organische Behandlung angewendet, die zu einem Zwei-Graduierungsfaktor führte (A1 = Kontrolle und A2 = behandelt). Wurzeln des Rotschwingels wurden bei der Blüte aus einem Versuch mit fünf Langzeitdüngungen gesammelt13,14: V1 = Kontrolle, nicht befruchtet; V2 = 10 t·ha-1 Gülle; V3 = 10 t·ha-1 Gülle + N 50 kg·ha-1, P2O5 25kg·ha-1,K2O25 kg·ha-1; V4 = N 100 kg·ha-1, P2O5 50 kg·ha-1,K2O50 kg·ha-1; V5 = 10 t·ha-1 Gülle + N 100 kg·ha-1, P2O5 50kg·ha-1,K2O50 kg·ha-1. Aus jeder Düngungsvariante wurden in jeder Entwicklungsstufe fünf Pflanzen gesammelt. Die Färbeprotokolle und ihre Leistung in Bezug auf Probenverarbeitungszeit und Färbequalität wurden analysiert. Der Zusammenhang zwischen der Entwicklung von AM-Hyphen und dem Vorhandensein ihrer Strukturen in den Wurzeln wurde für jede Art separat analysiert und mit der Identifizierung der freizügigsten Wurzeln für die Besiedlung fortgesetzt. Die spezifischen Besiedlungsmuster jedes Wurzelsystems wurden basierend auf Kolonisationskarten und dem Wert der AM-Parameter analysiert.

Mais ist eine einjährige Pflanze, was ein kontinuierliches Wachstum der Wurzeln impliziert, und das war der Hauptgrund, den MycoPatt in den Wachstumsstadien anzuwenden. Rotschwingel ist eine mehrjährige Pflanze aus einem Grasland, das lange Zeit mit verschiedenen Düngemitteln behandelt wurde. Seine Wurzeln haben eine kürzere Entwicklung von 1 Jahr, und die Anthese gilt als Vegetationspunkt, wenn die Pflanze ihren Stoffwechsel von vegetativ zu generativ ändert. Um diese Pflanzen während dieser intensiven Aktivitätsperioden zu fangen, wurden die oben genannten Zeitpunkte gewählt. Die Probenahme während der Vegetationsperiode ist für diese Art schwierig, wenn sie in natürlichem Grasland angebaut wird.

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Protokoll

1. Auswahl des biologischen Materials, Wurzelprobenahme und Lagerung

  1. Sammeln Sie die gesamte Pflanzenwurzel mit einer Schaufel (Abbildung 1A) separat für jede Variante und replizieren Sie. Entfernen Sie vorsichtig von Hand die großen Bodenaggregate von den Wurzeln. Waschen Sie das gesamte Wurzelsystem und messen Sie es auf einer Skala mit 1 cm x 1 cm großen Zellen (Abbildung 1B). Schneiden Sie die Wurzeln für jede Pflanze separat und legen Sie sie in eine Plastiktüte.
  2. Sammeln Sie alle sauberen Wurzeln jeder Pflanze in einer Plastiktüte und sammeln Sie alle Proben einer Variante in einem größeren Beutel. Schreiben Sie auf jeden Beutel den Namen der Bühne/Variante und das Stichprobendatum. Lagern Sie die Wurzeln bis zur Verarbeitung in einem Kühlschrank oder Gefrierschrank bei einer Temperatur zwischen −4 °C und −20 °C.

2. Wurzelverarbeitung, -reinigung und -färbung für die Mikroskopie

HINWEIS: Verwenden Sie Handschuhe, eine Maske und eine mikrobiologische/chemische Haube für diesen Schritt des Protokolls.

  1. Stellen Sie sicher, dass der Auftauvorgang der Wurzel langsam bei Raumtemperatur erfolgt. Verwenden Sie für alle Verarbeitungsschritte kleine Gläser (30-50 ml), um die Menge der notwendigen Mittel zu reduzieren.
  2. Führen Sie die folgenden vier Schritte des langsamen Reinigungs- und Färbevorgangs15 durch. Führen Sie alle Schritte bei Raumtemperatur aus. Dieses Verfahren ermöglicht die gleichzeitige Verarbeitung einer großen Anzahl von Proben ohne Verwendung eines Wasserbades zum Kochen.
    1. Wurzelreinigung: Legen Sie alle Wurzeln einer Pflanze in ein Glas. Bereiten Sie eine 10% ige NaOH-Lösung mit Leitungswasser vor und gießen Sie sie in jedes Glas, bis sie die Wurzeln vollständig bedeckt. Schütteln Sie die Gläser kräftig für 1 min oder 2 min, um eine homogene Dispersion der klärenden Lösung in den Wurzeln zu erhalten. Wiederholen Sie diesen Vorgang nach 24 h und lassen Sie die Wurzeln mindestens 48 h in der Clearinglösung.
      HINWEIS: Saubere Wurzeln haben ein hellgelbes (bis weißes) Aussehen und die Konsistenz ist weich (sie können leicht durch Pressen mit einer Pinzette zerkleinert werden).
    2. Wurzelspülen: Geben Sie den Inhalt eines Glases nach dem anderen durch ein Sieb. Recyceln Sie die Clearing-Lösung. Spülen Sie die Wurzeln mehrmals in Leitungswasser ab, bis die Reinigungslösung vollständig entfernt ist.
      HINWEIS: Wenn die Reinigungslösung nicht vollständig entfernt wird, wirkt sich dies auf die Qualität des Färbevorgangs aus.
    3. Wurzelfärbung: Legen Sie die gespülten Wurzeln in ein sauberes Glas. Bereiten Sie eine 5%:5%ige Tintenessiglösung mit Leitungswasser vor (5 ml blaue Tinte + 5 ml 9% Essigsäure + 90 ml Leitungswasser). Gießen Sie die Lösung in jedes Glas, bis sie die Wurzeln vollständig bedeckt. Schütteln Sie die Gläser kräftig für 1 min oder 2 min, um eine homogene Dispersion der Färbelösung in den Wurzeln zu erzeugen. Wiederholen Sie diesen Vorgang nach 24 h und lassen Sie die Wurzeln für 48 h in dieser Lösung.
      HINWEIS: Gefärbte Wurzeln haben eine intensive blaue Farbe.
    4. Wurzelteilentfärbung: Spülen Sie die fleckigen Wurzeln 1-2 min in Leitungswasser ab. Schütteln Sie die Gläser kräftig, um die zusätzliche Färbelösung zu entfernen. Wiederholen Sie den Vorgang, wenn die Färbung zu intensiv ist und keine eindeutige mikroskopische Beurteilung zulässt.
      HINWEIS: Gefärbte Wurzeln können bis zu 1 Woche bei Raumtemperatur in Leitungswasser aufbewahrt werden, ohne die Färbequalität zu verändern (Abbildung 2). Über längere Zeiträume können die Wurzeln bis zu 2-3 Monate in einer 5% kommerziellen Apfelessiglösung (5% Essigsäure) gehalten werden.

3. Wurzelverarbeitung für die Mikroskopie

  1. Wurzelsegmentierung: Legen Sie die gefärbten Wurzeln jeder Probe auf ein skaliertes Schneidebrett (Abbildung 3A). Schneiden Sie die Wurzeln in 1 cm große Segmente (Abbildung 3B). Wählen Sie 15 Segmente für jede Variante.
  2. Schonende Zerkleinerungsmethode zur Segmentvorbereitung: Die Wurzeln auf einem Objektträger verteilen. Verwenden Sie einen Laminierbeutel zum Abdecken der Wurzeln und zerkleinern Sie sie vorsichtig ausgehend von einer Kante (Abbildung 3C,D). Verwenden Sie ein weiches Kunststoffwerkzeug, z. B. Pinzette, Skalpellgriff, Stift oder einen Bleistift mit Radiergummi, um die Wurzeln auf dem Objektträger langsam anzuzeigen. Entfernen Sie vorsichtig den Laminierbeutel, und decken Sie die Probe mit einem Deckglas ab (Abbildung 3E).
    HINWEIS: Wurzeln haben eine röhrenförmige Form, daher ist es notwendig, sie in einer zweidimensionalen Ebene zu trennen. Diese Aktion setzt die Trennung der Wurzeln am Mittelpunkt voraus, was zur Anzeige der beiden Teile des Innendurchmessers führt. Die Verwendung von Laminierbeuteln im schonenden Brechverfahren ermöglicht die Darstellung der Wurzeln, die eine Zylinderform haben, in zwei Teilen - eines links und eines rechts - in Richtung ihres Mittelpunkts. Auf diese Weise wird die gesamte Wurzel eingehend analysiert, und der Kolonisationsgrad ist der Parameter, der die volumetrische Besiedlung zeigt (beschrieben in der ursprünglichen Arbeit zu MycoPatt11). Im Grunde schneiden wir einen Zylinder in zwei Hälften, und danach bauen wir ihn mathematisch wieder auf.
  3. Geben Sie mit einer Pipette Wasser in eine Ecke des Objektträgers, und lassen Sie das Wasser langsam auf dem Objektträger verteilen (Abbildung 3F). Entfernen Sie das zusätzliche Wasser mit einem Papiertuch.

4. Mikroskopische Analyse der Wurzelproben

  1. Verwenden Sie ein Mikroskop, das mit einer Kamera mit guter Auflösung ausgestattet ist.
  2. Analysieren Sie die Objektträger ausgehend von einer Extremität. Erfassen Sie jedes mikroskopische Feld. Benennen Sie jedes aufgenommene Bild mit einem Code um, der die tatsächliche Nachmontage von Stammteilen ermöglicht. Verwenden Sie für dicke Wurzeln die 10-fache oder 40-fache Vergrößerung und für dünne Wurzeln die 40-fache Vergrößerung. Verwenden Sie das gleiche Objektiv und die gleiche Vergrößerung für den gesamten Satz von Wurzeln einer Art.

5. Postmikroskopische Bildzusammenstellung

  1. Verwenden Sie eine Präsentationssoftware, um ein Zeichenbrett für die Bildzusammenstellung zu entwerfen. Stellen Sie die Breite 2-3 cm weiter als die Bildbreite ein. Addieren Sie alle aufgenommenen Bilder aus einem Segment in der Reihenfolge ihrer Aufnahme, und rekonstruieren Sie die gesamte Länge des Stammsegments (Abbildung 4A).
    1. Kurz gesagt, sammeln Sie insgesamt 15 Bilder für jedes 1 cm Segment und organisieren Sie sie vertikal, beginnend mit 1 bis 15, in der Präsentationssoftware, um das Segment zu rekonstruieren.
  2. Richten Sie die Bilder in der Mitte aus. Verwenden Sie die vertikale Ausrichtung, um sicherzustellen, dass jedes Bild dem vorherigen folgt. Platzieren Sie auf allen Bildern ein Raster aus 10 Zellen x 150 Zellen, um das gesamte Wurzelsegment abzudecken.
    1. Platzieren Sie außerdem auf jedem einzelnen Bild ein 10 x 10-Raster, und fügen Sie in jede Zelle dieses Rasters eine Zahl von eins bis sechs ein, wenn eine AM-Struktur sichtbar ist, oder lassen Sie sie leer, wenn keine AM-Struktur vorhanden ist. Auf diese Weise ist die Genauigkeit des Prozesses maximal, ohne dass Fehler in der Position der AM-Strukturen beobachtet werden.
  3. Fügen Sie eine Tabelle für ein Raster mit einer Breite von 10 Zellen und einer Länge von 150 Zellen hinzu (15 Quadrate mit 10 Zellen x 10 Zellen). Ändern Sie die Abmessungen der Tabellenbreite in die Breite der Bilder. Ändern Sie die Länge der Tabelle so, dass sie alle Bilder umfasst (Abbildung 4B).

6. Bewertung der Mykorrhizabesiedlung

  1. Verwenden Sie die eindeutige Zahl, um jede Art von Struktur zu bewerten, wie in der Mykorrhizamustermethode11: 1 für Hyphen beschrieben; 2 für Arbuskeln; 3 für Vesikel; 4 für Sporen; 5 für Hilfszellen; und 6 für Einstiegspunkte (Abbildung 4C). Bewerten Sie jede beobachtete Mykorrhizastruktur aus jeder Zelle der zuvor angewendeten Gitter (Abbildung 4D).

7. Rohdatenanalyse und Ergebnisextraktion

  1. Fügen Sie alle erhaltenen Ergebnisse in die MycoPatt-Tabelle11 ein. Verwenden Sie die Funktion zum Kopieren/Einfügen, um alle Ergebnisse aus der Präsentation in das erste Blatt mit dem Namen rawdata zu übertragen (Abbildung 5).
  2. Primäre Analyse der Ergebnisse: Verwenden Sie das dritte Blatt mit dem Namen Parameter im MycoPatt-Tabellenkalkulationstool, um die Ergebnisse als Prozentsätze (%) separat in drei Formen zu visualisieren (Abbildung 6A-C). Verwenden Sie die Spalten A bis K, um das horizontale Bild der Kolonisation zu analysieren. Spalten M bis W, um das vertikale Bild der Kolonisation zu analysieren; und Spalten Y bis AI, um die transversale (durchschnittliche) Kolonisation für jedes der 15 10 x 10 Quadrate (Zeilen 2-17) und die endgültige durchschnittliche Kolonisierung (Zeilen 19-20) zu analysieren.
    HINWEIS: Die transversale durchschnittliche Besiedlung wird für die Berechnung der tatsächlichen Kolonisationsparameter verwendet, die sich sowohl auf die horizontale als auch auf die vertikale Analyse beziehen. Auf diese Weise können keine Fehler gemacht werden, verglichen mit der Verwendung nur der horizontalen oder vertikalen Analyse (ausführlich beschrieben in der Originalarbeit11). Auch dieser Parametersatz wird für die gesamte Oberfläche des mikroskopischen Feldes berechnet.
    1. Verwenden Sie die Definitionen und Formeln, die für jeden Parameter spezifisch sind, um die Ergebnisse zu analysieren11. Verwenden Sie die folgenden Besiedlungsparameter: Häufigkeit der Besiedlung (%), Intensität der Besiedlung (%), Arbuskeln (%) und Vesikel (%), Sporen (%) und Hilfszellen (%), Eintrittspunkte (%), Prozentsatz der Nicht-Mykorrhizabereiche (%), Gesamtbesiedlungsgrad (%) und der Bericht über Mykorrhiza-/Nicht-Mykorrhiza-Bereiche.
      HINWEIS: Wenn Arbuskeln, Vesikel, Sporen, Hilfszellen und Eintrittspunkte in analysierten Proben fehlen, werden sie von der MycoPatt-Tabelle mit Null (0) bewertet.
  3. Erstellung und Extraktion von Mykorrhizakarten: Visualisieren Sie das Bild, das aus der Umwandlung des Mykorrhizastrukturcodes in Farben im zweiten Blatt der MycoPatt-Diagramme gewonnen wird (Abbildung 7A). Exportieren Sie das resultierende Bild im Diagrammblatt als Bild (Abbildung 7B). Verwenden Sie den Farbcode in der Legende für die Analyse von Mykorrhizamustern.
  4. Mykorrhiza-Kartenanalyse: Identifizieren Sie die wichtigsten Strukturen und deren Assemblage auf Mykorrhizakarten. Beschreiben Sie das Mykorrhiza-Besiedlungsmuster, das in den analysierten Wurzeln beobachtet wurde. Beschreiben Sie die Mykorrhiza-Kolonisationsstrategie basierend auf der beobachteten strukturellen Entwicklung in der Wurzel, dem Verzweigungsmuster und der Arbuskel-/Vesikelentwicklung.

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Ergebnisse

Die korrekte Anwendung der schonenden Zerkleinerungsmethode der Wurzeln nach den Färbevorgängen liefert gute Details der Mykorrhizastrukturen, sowohl für Zea mays (Abbildung 8A-C) als auch für Festuca rubra (Abbildung 9A-E), einen guten Kontrast zwischen Mykorrhizastrukturen und Wurzelzellen und eine Bestätigung der Stele aufgrund der blauen Farbe. Wenn die Reinigungs- und Färb...

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Diskussion

Studien zur Mykorrhizabesiedlung sind entscheidend für die Entwicklung neuer Strategien im agronomischen Bereich. Das Potenzial mehrerer Kulturpflanzen, eine symbiotische Assoziation mit arbuskulären Mykorrhizen zu bilden, machte sie zu einem wichtigen Bestandteil der nachhaltigen Entwicklung des Agrarökosystems und der Erhaltung seiner Gesundheit 16,17,18,19,20.

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Offenlegungen

Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.

Danksagungen

Dieser Artikel verwendet Daten aus zwei Promotionsstudien im Themenbereich "Corn Mycorrhizal Patterns Driven by Agronomic Inputs", durchgeführt von Victoria Pop-Moldovan, und "Mycorrhizal Status and Development of Colonization in Mountain Grassland Dominant Species", durchgeführt von Larisa Corcoz, unter der Koordination von Prof. Dr. Roxana Vidican.

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Materialien

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