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Methodenartikel

Ein heterotopes Rattenherztransplantationsmodell unter Verwendung von Spenderherzen mit Kreislauftod

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DOI:

10.3791/63844

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18. Mai 2022

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1Division of Cardiothoracic Surgery, Department of Surgery, Virginia Commonwealth University, 2Pauley Heart Center, Virginia Commonwealth University Health System, 3Department of Surgery, McGuire Veterans Administration Medical Center, 4Department of Pharmacotherapy and Outcome Science, School of Pharmacy, Virginia Commonwealth University, 5Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Virginia Commonwealth University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Im Folgenden beschreiben wir die Vorbereitung und die technischen Details der murinen heterotopen Herztransplantation mit einem zirkulatorischen Spenderherzen.

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein heterotopes Herztransplantationsmodell für Ratten mit Spende von Spenderherzen nach Kreislauftod (DCD) einzurichten. Es gibt zwei Setups für dieses Protokoll: die Einrichtung des Herzspenders und die Einrichtung des Empfängers. Bei der Herzspendereinrichtung werden Sprague Dawley-Ratten anästhesiert, endotracheal intubiert und beatmet. Die rechte Halsschlagader wird kanüliert, um Heparin und das Lähmungsmittel Vecuronium-bromid abzugeben. Der DCD-Prozess wird durch das Beenden der Lüftung eingeleitet. Nach 20 min wird das Herz freigelegt und die Aorta distal zum brachiozephalen Ast geklemmt. 25 Minuten nach Beendigung des Beatmungsgeräts wird eiskalte Lösung der University of Wisconsin (UW) durch den Karotiskatheter perfundiert, um das Herz zu spülen. Das Herz wird durch Teilung der Aorta, der Lungenarterie, der Hohlvenen und der Lungenvenen gewonnen und zur Implantation in UW-Lösung gelagert. Im Empfänger-Setup wird die Lewis-Ratte mit Isofluran betäubt. Buprenorphin mit langsamer Freisetzung wird subkutan verabreicht, um eine reibungslose postoperative Genesung zu ermöglichen. Durch einen Mittellinienschnitt werden die infrarenale Aorta und die untere Hohlvene isoliert und mit einer atraumatischen Gefäßklemme abgeklemmt. Die Herzaorta und die Lungenarterie des Spenders werden mit der Bauchaorta bzw. der Hohlvene des Empfängers vernäht, wobei ein laufendes 8-0 Prolen. Die Gefäßklemme wird entfernt, um das Herz zu reperfundieren. Die Bauchdecke wird geschlossen und die Ratte geborgen. Nach einem festgelegten Intervall (24 h bis 2 Wochen) wird die Empfängerratte anästhesiert, das transplantierte Herz freigelegt und ein Ballonspitzenkatheter über die Spitze in den linken Ventrikel eingeführt, um den entwickelten Druck und dP/dt mit Hilfe eines Datenerfassungssystems aufzuzeichnen. Das Herzgewebe wird für die Histologie, Immunologie oder molekulare Analyse entnommen. Ein erfolgreiches DCD-Spenderherztransplantationsmodell für Ratten wird weitere Studien zu den kardioprotektiven Ansätzen zur Verbesserung der Herztransplantationsergebnisse von DCD-Spendern ermöglichen.

Einleitung

Ein Kleintiermodell für die Herztransplantation (HTx) ist entscheidend für die Durchführung von Forschungen zur Untersuchung der pathophysiologischen Bedingungen, die das transplantierte Herz beeinflussen. Heterotopes HTx in einem Mausmodell, wie es von Oto und Lindsey beschrieben wurde, ermöglichte es den Forschern, die pathophysiologischen Veränderungen zu untersuchen, die bei den Bedingungen von Ischämie und Reperfusion beobachtet wurden1. Traditionell wurden Spenderherzen für die Transplantation von Spendern mit schlagendem Herzen beschafft, die auch als Spender nach Hirntod (DBD) bezeichnet werden. Die Zahl der Patienten, dieHTx 2 benötigen, ist jedoch überproportional gestiegen. In jüngerer Zeit wurden Herzen von Spendern mit Kreislauftod, auch bekannt als Spende nach dem Kreislauftod (DCD), für die Transplantation in experimentellen Umgebungenverwendet 3. Der Hauptunterschied zwischen DBD- und DCD-Spenderherzen besteht darin, dass die Herzen bei letzteren unterschiedlich langen Ischämien ausgesetzt sind, was ihre Verwendung in der routinemäßigen HTx-Praxis ausschließt.

Die zuvor beschriebene Literatur über murines heterotopes HTx hat nur Spenderbedingungen am schlagenden Herzenverwendet 4,5,6. Die heterotope DCD-Herztransplantation erfordert subtile Modifikationen, ohne die das transplantierte Herz nichtschlägt 7. Dieses Protokoll zielt darauf ab, den Lesern eine verfeinerte Technik von DCD HTx bei Ratten vorzustellen. Die globale myokardiale Ischämie ist der DCD-Organspende angeboren. Ein Versuchsaufbau, der die globale myokardiale Ischämie nachahmt, wurde nur im ex vivo Aufbau untersucht5. Die Ergebnisse aus Ex-vivo-Studien lassen sich möglicherweise nicht auf die DCD-HTx-Arbeit übertragen, da signifikante Unterschiede zwischen in vivo (DCD) und ex vivo globalen Ischämiemodellen bestehen5. Die Ergebnisse oder das Fehlen solcher Ergebnisse von Interventionen zur Milderung der Reperfusionsmyokardischämie in ex vivo-Modellen sind im DCD HTx-Modell möglicherweise nicht reproduzierbar. Daher ist es unerlässlich, das humane DCD HTx in einem Tiermodell zu simulieren, dessen Erkenntnisse einen höheren translationalen Wert haben können. Das hier beschriebene DCD HTx-Modell wird es dem Forscher ermöglichen, das klinische DCD HTx genau zu simulieren und die Möglichkeit zu bieten, Reperfusionsschäden durch Interventionen sowohl im Spenderherz als auch im Empfänger zu mildern. Nach der Genesung der Empfängerratte können die Funktion, die Histopathologie und die Immunologie des transplantierten Herzens in unterschiedlichen Abständen ab dem Zeitpunkt der Transplantation untersucht werden.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien und dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt, der von den National Institutes of Health veröffentlicht wurde (NIH-Veröffentlichung Nr. 86-23, überarbeitet 2011)8. Die folgenden Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der Virginia Commonwealth University genehmigt. Alle Verfahren wurden gemäß den Richtlinien der OSHA (Occupational Safety and Health Administration) und den empfohlenen sterilen Techniken durchgeführt9. Die Sprague Dawley-Ratten wurden unter kontrollierter Luftfeuchtigkeit bei einer Temperatur von 23 °C und 12 Stunden Dunkel-/Hell-Zyklen untergebracht.

1. Aufbau des Labors

HINWEIS: Weisen Sie einen speziellen Raum für die Durchführung steriler Überlebensoperationen an Nagetieren mit einem Operationsmikroskop zu. Halten Sie die Umgebungstemperatur des Operationssaals so warm wie möglich. Die Verwendung von Wärmekissen sowohl für die Operation als auch für den Genesungsprozess ist unerlässlich, um die Körpertemperatur der Empfängerratte aufrechtzuerhalten.

  1. Halten Sie wichtige Vorräte (Materialtabelle), einschließlich Spritzen, normaler Kochsalzlösung 0,9 % (NaCl), Anästhetika (Isofluran, Ketamin/Xylazin), Heparin, Vecuroniumbromid, Konservierungslösung, einen Eiskübel und ein Analgetikum (Buprenorphin mit langsamer Freisetzung) vorrätig und griffbereit.
  2. Legen Sie die mikrochirurgischen Instrumente (Abbildung 1A, B) sauber auf das Operationsfeld. Halten Sie ein Flash-Sterilisationsset bereit, um die kontaminierten wichtigen Instrumente sofort zu reinigen.

2. Vorbereitung der In-vivo-DCD-Spende von Ratten

  1. Betäuben Sie die Ratte für die Trachealintubation und die Karotiskanüle. Betäuben Sie die Sprague-Dawley-Ratte (8-12 Wochen alt) in einer 3%igen Isofluran-Kammer und betäuben Sie sie dann mit Ketamin/Xylazin (100/10 mg/kg, intramuskulär).
  2. Um die Luftröhre und die rechte Halsschlagader freizulegen, legen Sie eine vollständig betäubte Rattenrückenlage auf und reinigen Sie die Vorderseite von Hals und Brust mit Alkohol und Povidonlösung. Machen Sie einen V-förmigen Schnitt, wobei die Spitze des V in der Nähe des Kiefers der Ratte in der Mittellinie liegt und jeder Glied des V auf die entsprechende Schulter zeigt. Trennen Sie die Haut vom Unterhautgewebe und drehen Sie die Haut auf die Brust, um die Gurtmuskulatur des Halses freizulegen (Abbildung 2A).
    1. Intubieren Sie die Ratte, indem Sie die Mittelliniengurtmuskeln (Sternomastoideus und Sternohyoid) mit einer Pinzette trennen, um die Luftröhre freizulegen (Abbildung 2B). Umschließen Sie die Luftröhre mit einer 5-0-Seide und öffnen Sie sie, indem Sie das Muskelgewebe teilweise zwischen den Trachealringen teilen.
    2. Führen Sie einen 14 G Angiokath in die Luftröhre ein und befestigen Sie ihn mit der 5-0 Seide (Abbildung 2C). Schließen Sie den Angiokath an ein Beatmungsgerät an (1 ml/kg bei 90 Atemzügen/min).
    3. Für die Kanülierung der rechten Halsschlagader identifizieren Sie die Arteria carotis communis (sie liegt parallel und unmittelbar auf der rechten Seite der Luftröhre), isolieren Sie sie vorsichtig über die gesamte Länge des Halses und binden Sie das distale (kraniale) Ende mit einer 5-0-Seide ab.
    4. Befestigen Sie ein Blutstillmittel am freien Ende des Kabelbinders, um die Traktion zu ermöglichen und die Kanülierung der Halsschlagader zu erleichtern.
    5. Mobilisieren Sie den proximalsten Aspekt der Halsschlagader (in Richtung der Halswurzel) und klemmen Sie ihn mit einem Gefäßhämostaten ab. Verwenden Sie unter einem Operationsmikroskop eine Mikro-Irisschere, um die Halsschlagader zu öffnen, indem Sie sie am distalsten Ende teilweise nach vorne teilen. Kanülieren Sie die Halsschlagader mit einem 22 G Angiokath und sichern Sie sie mit einer 5-0 Seidenkrawatte (Abbildung 2D).
    6. Befestigen Sie einen Drei-Wege-Durchflusshahnadapter am Angiokath zur einfachen Abgabe von Medikamenten oder Kardioplegielösung in die Halsschlagader und schließen Sie ihn an einen Drucksensor an, um die Herzfrequenz und den Druck während des DCD-Prozesses zu überwachen (Abbildung 2D). Ein pulsierender Rückfluss des Blutes sollte bemerkt werden, wenn die proximale Gefäßklemme gelöst wird.
    7. Sobald er gesichert ist, schließen Sie den Katheter der Halsschlagader an den Drucksensor an und geben Sie Heparin (1.000 U/kg) und Vecuroniumbromid (4 mg/kg) ab.
    8. Einleitung des DCD-Prozesses: Lassen Sie das Vecuroniumbromid 1 min zirkulieren. Achten Sie auf Anzeichen von Leiden der Tiere und führen Sie bei Bedarf eine zusätzliche Narkose durch. Stoppen Sie das Beatmungsgerät (Hypoxie/Ischämie), um den DCD-Prozess zu starten. Auf das Fehlen von Atmungsaktivität achten.
      HINWEIS: Die ischämische Zeit der DCD beginnt ab dem Zeitpunkt, an dem die Beatmungsunterstützung zurückgezogen wird. Bei Ratten wurde eine Ischämie von 25 Minuten als die maximale Zeitdauer identifiziert, die zu einer signifikanten, aber reversiblen Verletzung führt7. Die Druckverfolgung zeigt, dass ab dem Zeitpunkt der Unterbrechung der Beatmungsunterstützung bei ~3,5 min der systemische Druck auf unter 50 mmHg abfällt, einen Druck, der als unzureichend angesehen wird, um das Herz effektiv zu perfundieren (Abbildung 3).
  3. Beschaffung des Spenderherzs: Planen Sie ~4-7 Minuten für die Entnahme des Herzens und die Verabreichung der kalten Kardioplegie ein. Um die angestrebte Ischämiezeit von 25 Minuten zu erreichen, beginnen Sie mit der Entnahme des Herzens nach 18-21 Minuten nach Beendigung der Beatmungsunterstützung.
    HINWEIS: Ändern Sie die Dauer der Beschaffungszeit basierend auf der Erfahrung der Person, die die Beschaffung durchführt.
    1. Teilen Sie die Bauchdecke entlang des Rippenrandes, beginnend auf Höhe des Xiphoids, und teilen Sie dann den Brustkorb parallel zum Brustbein auf beiden Seiten bis zu den Schlüsselbeinen, um bilaterale anteriore Thorakotomien durchzuführen (Abbildung 4A). Verwenden Sie ein Operationsmikroskop mit geringer Vergrößerung (5x), um diesen Schritt zu erleichtern.
    2. Drehen Sie die geteilte Brustwand, die an den Schlüsselbeinen angelenkt ist, in Richtung Kopf und sichern Sie sie mit einem Blutstiller (Abbildung 4B).
    3. Umschließen Sie die untere Hohlvene (IVC) mit einer 5-0-Seide und teilen Sie sie dann teilweise mit einer Mikroschere in der Nähe der Leberkuppel (Abbildung 4C). Die teilweise geöffnete IVC ermöglicht den Austritt von Kardioplegie, da sie die rechte Seite des Herzens dehnt.
    4. Präparieren Sie die Ebene zwischen der aufsteigenden Aorta und der Lungenarterie (PA) und isolieren Sie dann den Lungenstamm über den Sinus transversum mit einer gekrümmten Pinzette bis zu seiner Bifurkation. Teilen Sie die Lungenarterie vorsichtig mit einer Mikroschere in der Nähe ihres Bifurkationspunktes (Abbildung 4C).
    5. Umschließen Sie den Aortenbogen mit einer stumpfen Dissektion. Dies dient dazu, den Zugang für eine kleine rechtwinklige Gefäßklemme zu ermöglichen, die distal des Aortenbogens zum Ursprung der Arteria innominatis platziert werden kann.
    6. 25 Minuten nach Beendigung des Beatmungsgeräts klemmen Sie den Aortenbogen ein und führen Sie die Karoplegie (10 ml Lösung der University of Wisconsin bei 4 °C, über 2-3 Minuten) manuell durch den Karotiskatheter ein (Abbildung 4D).
    7. Teilen Sie mit einer Mikroschere die aufsteigende Aorta distal vor dem Aortenbogen (Abbildung 4E).
    8. Binden Sie die IVC in Richtung Herz mit 5-0 Seide ab und teilen Sie sie distal.
    9. Ligate die Lungenvenen und die Vena cavae superior (SVCs) zusammen mit 5-0 Seide (Abbildung 4F). Da diese Krawatten eine große Menge an Gewebe enthalten, wird ein Handbinder einem Instrumentenbinder vorgezogen. Ziehen Sie das Herz mit einem Wattestäbchen vorsichtig in Richtung Bauch, um die Lungenvenenligatur zu erleichtern, ohne die Vorhofanhänge in die Krawatte zu bündeln.
    10. Teilen Sie die Lungenvenen mit einer Mikro-Irisschere, sammeln Sie das Herz und legen Sie es in eiskalte normale Kochsalzlösung (Abbildung 4G).

3. In-vivo-DCD-Transplantation des heterotopen Herzens von Ratten

  1. Betäuben Sie den Empfänger in einer Isoflurankammer (3% Induktion), schneiden Sie das Haar über den Bauch und reinigen Sie die Region mit Povidon und Alkohol. Antikoagulieren Sie den Empfänger nicht; Dies führt zu übermäßigen Blutungen aus den Anastomosen und zum Versagen des Transplantats.
  2. Lege die Rückenlage der Ratte auf ein Heizkissen. Platzieren Sie eine Sonde zwischen der Ratte und dem Heizkissen, um die Temperatur zu überwachen. Halten Sie die Körpertemperatur der Ratte bei 38 °C. Legen Sie zwei vorsterilisierte 50-ml-Zentrifugenröhrchen, die mit warmer Kochsalzlösung oder Glasperlen gefüllt sind, auf beide Seiten des Bauches der Ratte, um die Ratte leichter warm zu halten.
  3. Wenn die Körpertemperatur trotz der oben genannten Schritte auf unter 37,5 °C sinkt, erhöhen Sie die Raumtemperatur (RT) und decken Sie alle exponierten Bereiche des Körpers mit autoklavierter Aluminiumfolie ab, um gerade genug Platz für die Durchführung von Bauchoperationen zu lassen.
  4. Induzieren Sie eine Vollnarkose mit 3 % Isofluran über einen Nasenkonus und verringern Sie sie allmählich auf 2 %.
  5. Öffnen Sie den Bauch entlang der Linea-alba (Abbildung 5A) und legen Sie den Arbeitsbereich frei, indem Sie Bauchwandretraktoren platzieren (Abbildung 5B).
  6. Bewegen Sie den erweiterten oder vollen Dickdarm mit sterilen Wattestäbchen-Applikatoren und legen Sie ihn in eine warme, feuchte Gaze links vom Bediener, wobei Sie ihn regelmäßig mit warmer (38 °C) Kochsalzlösung spülen (Abbildung 5C). Das Verschieben des Dickdarms zur Seite bietet mehr Platz für die DCD-Herzen, da sie sehr steif sind und zusätzlichen Platz benötigen, um im Bauch unterzukommen.
  7. Eröffnen Sie das Retroperitoneum in der Mittellinie mit einer stumpfen Dissektion mit Wattestäbchen. Legen Sie die infrarenale Aorta und die IVC frei.
  8. Mit einer atraumatischen pädiatrischen Mehrwinkel-Gefäßklemme werden 3-5 mm der infrarenalen Aorta und der IVC für die Anastomose isoliert (Abbildung 5D).
  9. Betreten Sie die Aorta mit einer 30-G-Nadel, die auf einer 1 cm 3-Spritze montiert ist, die mit normaler Kochsalzlösung gefüllt ist, die mit 100 Einheiten Heparin gemischt ist. Bündig mit 0,2-0,3 mL der Lösung (Abbildung 5E). Tupfen Sie die überschüssige Lösung mit den sterilen Wattestäbchen-Applikatoren ab, da Heparin absorbiert werden und Blutungen aus den Nahtlinien verursachen kann.
  10. Öffnen Sie die Aorta mit einer Mikroschere entlang der Längsachse, um sie an die Größe der Spenderaorta anzupassen. Die IVC ist an dieser Stelle nicht geöffnet, und versuchen Sie nicht, eine Ebene zwischen der IVC und der Aorta zu erstellen. Dies führt zu Blutungen.
  11. Die richtige Ausrichtung des Spenderherzens während der Anastomose ist entscheidend (Abbildung 5F). Richten Sie das Spenderherz für die Anastomose so aus, dass die vordere Oberfläche des rechten Ventrikels zur Decke zeigt, die Spitze nach rechts vom Bediener zeigt und die Spenderaorta etwas niedriger als die Lungenarterie ist. Diese Ausrichtung führt zu einer geringeren Spannung der Anastomose der Lungenarterie.
    1. Aortenanastomose: Verwenden Sie bei mikrovaskulärer Anastomose einen spitzen Nadeltreiber und eine Präzisionspinzette. Führen Sie Anastomosen mit 8-0 durch Monofilamentes Nahtmaterial auf einer konischen 4-mm-Nadel, die auf einen 0,3-mm-Spitzennadelhalter geladen ist, wobei die Nadeltreibersperre entfernt wurde, um ein versehentliches Gewebetrauma beim Ver- und Entriegeln zu vermeiden.
    2. Legen Sie eine Haltenaht in der 6-Uhr-Position an der Aortenanastomose an. Dies geschieht, um eine symmetrische und hämostatische Nahtlinie zu erhalten. Beginnen Sie dann mit der Anastomose in der 12-Uhr-Position von außen nach innen an der Spenderaorta und von innen nach außen an der Empfängeraorta (Abbildung 6A, B). Behalten Sie nur 5-7 cm Arbeitsnaht und schneiden Sie den Rest ab.
    3. Bewegen Sie sich gegen den Uhrzeigersinn, bewegen Sie sich in kurzen Strecken zur 6-Uhr-Position und schließen Sie dann die Anastomose gegen die Uhr bis zur 12-Uhr-Position ab, indem Sie das Herz nach links drehen (Abbildung 6C).
    4. Überprüfen Sie vor dem Binden auf lose Nahtlinie.
      HINWEIS: Eine sichere Anastomose sollte symmetrisch sein und sich der Intimität von Spender und Empfänger lückenlos annähern.
    5. Pulmonalarterienanastomose: Befreien Sie die Lungenarterie von der Aorta und richten Sie sie für die Anastomose ohne Verdrehungen zur IVC aus. Bereiten Sie das Blutvolumen des Empfängers vor, um das Herz des Spenders zu füllen und Hypotonie zu vermeiden, indem Sie 3-5 ml subkutane (Nacken) normale Kochsalzlösung injizieren.
    6. Überwachen Sie das Atmungsmuster der Ratte und senken Sie den Isofluranspiegel von 2,0 % auf 1,5 %, da die Anastomose der Lungenarterie kurz vor dem Abschluss steht.
    7. Öffnen Sie das IVC-Cephalad in Bezug auf die Aortenanastomose mit einer Mikro-Irisschere (Abbildung 6C). Verwenden Sie 0,2-0,3 ml Kochsalzlösung, um die IVC zu spülen. Es wird eine kleine Anzahl von Blutgerinnseln zu sehen sein; Spülen Sie sie vorsichtig aus.
    8. Im Gegensatz zur Aortenanastomose beginnen Sie die Lungenanastomose ohne Bleinaht. Es wird die Exposition behindern. Beginnen Sie in der 12-Uhr-Position, wobei sich die Nadel von außen nach innen auf der Spender-Lungenarterie und von innen nach außen auf der Empfänger-IVC bewegt. Binden Sie die Naht und schließen Sie zunächst die Rückwandanastomose im Uhrzeigersinn ab.
    9. Sobald Sie sich in der 6-Uhr-Position befinden, fahren Sie mit der Naht im Uhrzeigersinn fort, bis die 12-Uhr-Position erreicht ist, und binden Sie sie dann an das kurze Ende der Naht aus der vorherigen Verbindung. Achten Sie darauf, die Anastomose nicht einzuklemmen, da jede Verengung den venösen Abfluss aus dem Herzen einschränkt. Im Durchschnitt dauert es 30 Minuten oder weniger, um beide Anastomosen abzuschließen.
    10. Legen Sie kleine Stücke eines resorbierbaren Hämostatums über die Anastomose, um Blutungen aus den Nadellöchern einzudämmen.
    11. Löse die Gefäße und füge bei Bedarf mehr resorbierbare Hämostatika über die Nadellöcher hinzu (Abbildung 6E). Das transplantierte Herz beginnt mit gelegentlichem Flimmern zu schlagen, bevor es die rhythmische Atmung wieder aufnimmt. Lassen Sie das resorbierbare Blutstillungsmittel 5 Minuten lang an Ort und Stelle, solange das Herz schlägt und keine offensichtlichen Blutungen auftreten.
    12. Sobald Sie mit der Blutstillung zufrieden sind (~3-5 Minuten), verwenden Sie sterile Wattestäbchenapplikatoren, um das überschüssige resorbierbare Hämostatat zu entfernen, spülen Sie mit Kochsalzlösung und führen Sie den Darm zurück in die Bauchhöhle (Abbildung 6F). Legen Sie das Omentum über die Anastomose, um die Blutstillung zu unterstützen.
    13. Verschließen Sie die Bauchdecke in zwei Schichten mit 5-0 monocryl auf einer 13 mm Schneidenadel, indem Sie zuerst die Linea alba schließen und dann die Haut schließen (Abbildung 6G, H).

4. Wiederherstellung und Überwachung

  1. Drehen Sie die Ratte nach Abschluss des Bauchverschlusses auf einem warmen Polster auf den Bauch, um sich zu erholen. Isofluran über einen Nasenkonus bei 1% für 5 min fortsetzen und dann aufhören.
  2. Sobald die Spontanatmung regelmäßig ist, bringen Sie die Ratte in einen sauberen Erholungskäfig und legen Sie sie auf ein warmes Polster, um den Erholungsprozess fortzusetzen. Plötzliche Bewegungen der Ratte führen zu einem Blutungsrisiko oder einer Verdrehung der Anastomose. Ein langwirksames Analgetikum, das vor Beginn der Operation verabreicht wird, erleichtert den reibungslosen Genesungsprozess erheblich.

5. Beschaffung und Transplantation des kontrollierenden schlagenden Herzens

  1. Beschaffen Sie Kontroll-Spenderherzen (CBD) als Kontrolle, um die Qualität des Spenderherzens ohne Ischämie zu beurteilen.
    HINWEIS: Der CBD-Spender durchläuft alle Schritte, die für das DCD-Herz beschrieben wurden, mit Ausnahme der Beendigung der Beatmungsunterstützung. CBD-Herzen werden während des Schlagens beschafft und an einem Beatmungsgerät vollständig gestützt. Die Verabreichung der Kardioplegie führt zum Stillstand des Herzens, und die Entnahme und Transplantation erfolgen auf die gleiche Weise wie bei DCD-Herzen.

6. Beurteilung der Funktion des transplantierten Herzens:

  1. In einem festgelegten Intervall ab dem Zeitpunkt der Herztransplantation (24 h bis 14 Tage) betäuben Sie die Empfängerratte (3% Inhalationsisofluran), legen Sie sie auf ein warmes Rückenpolster und öffnen Sie den Bauchschnitt, um das transplantierte Herz freizulegen.
  2. Legen Sie einen Ballonspitzenkatheter über die Spitze des linken Ventrikels, um den entwickelten Druck (DP), den maximalen +dP/dt und den min -dP/dt zu messen.
    HINWEIS: Hier wurde eine PowerLab-Station als Datenerfassungssystem für die Blutdruckmessung verwendet.

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Ergebnisse

24 h bis 14 Tage nach der heterotopen Herztransplantation kann der Bauch wieder geöffnet und das Herz freigelegt werden, um den vom linken Ventrikel entwickelten Druck zu messen. Ein Ballonkatheter wird in den linken Ventrikel des DCD- (oder CBD-) Herzens eingeführt, um den entwickelten Druck (DP), den maximalen +dP/dt und den minimalen -dP/dt-Wert zu messen. Abbildung 7 zeigt ein Beispiel für die erwartete DP, +dP/dt und -dP/dt eines DCD-Herzens im Vergleich zu einem CBD-Herz 24 h nach der ...

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Diskussion

Für eine erfolgreiche DCD-heterotope Ratte HTx ist es entscheidend, dass ein sorgfältiger und durchdachter Aufbau des Experiments etabliert wird. Der detaillierte Aufbau berücksichtigt mehrere Faktoren, darunter 1) die Auswahl junger Ratten als DCD-Spender, 2) die Verwendung von Isofluran als Anästhetikum der Wahl, 3) die effektive Abgabe von Kardioplegie an das Spenderherz, 4) die Lagerung des Spenderherzens in eiskalter Lösung, 5) die Begrenzung der Bauchdissektion ohne Beeinträchtigun...

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Offenlegungen

Die Autoren dieses Manuskripts haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch einen Merit Review Grant unterstützt, der an Dr. Mohammed Quader (1I01 BX003859) vergeben wurde, und durch Mittel des Pauley Heart Center an Mohammed Quader und Dr. Stefano Toldo.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
5-0 Nylon-Nahtmaterial Polyamid-MonofilAros SurgicalSP17A05N-45
5-0 SeidennahtSurgical SpecialtiesSP116
8-0 Monofilament-NahtmaterialAros SurgicalT06A08N14-13
AutoklavSterisAmsco Lab 250
BD Insulinspritze mit abnehmbarer Nadel 1 mLSpritzen Fisher Scientific14-820-28
BD Spritze mit Luer-Lok-Spitzen (ohne Nadel) 10 mL SpritzenFisher Scientific14-823-16E
Belzer University of Wisconsin KühllagerlösungBridge to Life Northbrook IL USAAdenosin 1,34 g/L, Allopurinol 0,136 g/L, Glutathion 0,922 g/L, Lactobionsäure (als Lacton) 35,83 g/L, Magnesiumsulfat-Heptahydrat 1,23 g/L, Pentafraktion 50 g/L, Kaliumhydroxid 5,61 g/L, Kaliumphosphat monobasisch 3,4 g/L, Raffinose-Pentahydrat 17,83 g/L
Buprenorfin SR LabZoopharm LLC
Debakey atraumatische pädiatrische Mehrwinkel-GefäßklemmeAesculapF341T
Exel International Einweg-Safelet I.V. Katheter 14 gFisher Scientific14-841-10
Exel International Einweg-Safelet I.V. Katheter 22 GFisher Scientific14-841-20
Fogarty Katheter Größe 4FEdwands Lifesciences120404F
Pinzette mit gebogenen SpitzenPräzise chirurgische & Scientific Instruments CorporationASSI.228
Gaymar WärmepumpeBraintree Scientific, Braintree, MA, USATP700
Germinator-500Braintree Scientific
Heparin-Natrium-Injektion, USP 1.000 U/mLPfizerNDC 0069-0137-01
Iris-Mikroschere mit geraden SpitzenPräzise chirurgische & Scientific Instruments CorporationASSI.5253
Isofluran USPPatterson VeterinaryNDC 14043070406
Ketamin HCl 100 mg/mlHenry ScheinNDC 6745710810
Lidocain HCl 2%Aspen Veterinary07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/PACKFisher ScientificNC0650323steril Applikatoren mit Wattespitze
Mikroschere, rechtwinklige und gebogene SpitzenBraintree ScientificSC-MS 154
NadelhalterPräzise chirurgische & Korporation für wissenschaftliche InstrumenteASSI. BSL158mit entferntem Verriegelungsmechanismus
Normale KochsalzlösungBaxter Infusion versorgt
PowerLab-StationAD Instruments, Denver, CODatenerfassungssystem
Natriumhydroxid/SalzsäurePassen Sie die Lösung an pH 7,4
an Sprague Dawley Rattenmännlich, 8– 16 Wochen alt, < 400 g Gewicht
OperationsmikroskopLeikaModell M525 F40
SurgicelEthiconresorbierbares Hämostat
Temperaturfühler Therma Wasserdicht Typ T Hochpräzises ThermoelementmessgerätThermoworksTHS-232-107
Pinzette mit hochpräziser SpitzeExcelta17-456-109
VecuroniumbromidSigma-AldrichPHR1627verdünnt in PBS für 100 mg/ml
VenteliteHarvard Apparat, Holliston, MA, USA
Xylazin 100 mg/mlPivetal AnasedNDC 04606675002

Referenzen

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