Methodenartikel

Induktion der Augenoberflächenentzündung und Ansammlung von betroffenen Geweben

DOI:

10.3791/63890

⸱

4. August 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Internal Medicine 3-Rheumatology and Immunology, Friedrich-Alexander-University Erlangen-Nürnberg and Universitätsklinikum Erlangen, 2Deutsches Zentrum für Immuntherapie, Friedrich-Alexander-University Erlangen-Nürnberg and Universitätsklinikum Erlangen

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eine Entzündung der Augenoberfläche schädigt das Augenoberflächengewebe und beeinträchtigt lebenswichtige Funktionen des Auges. Das vorliegende Protokoll beschreibt eine Methode zur Induktion einer Augenentzündung und zur Sammlung von kompromittiertem Gewebe in einem Mausmodell der Meibom-Drüsendysfunktion (MGD).

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zu den Erkrankungen der Augenoberfläche gehören eine Reihe von Erkrankungen, die die Funktionen und Strukturen der Hornhaut, der Bindehaut und des damit verbundenen Augenoberflächennetzwerks stören. Meibom-Drüsen (MG) sezernieren Lipide, die eine Deckschicht bilden, die die Verdunstung des wässrigen Teils des Tränenfilms verhindert. Neutrophile und extrazelluläre DNA-Fallen bevölkern MG und die Augenoberfläche in einem Mausmodell für allergische Augenerkrankungen. Aggregierte extrazelluläre Neutrophilenfallen (aggNETs) formulieren eine netzartige Matrix, die aus extrazellulärem Chromatin besteht, die MG-Ausgänge verdeckt und MG-Dysfunktion konditioniert. Hier wird eine Methode zur Induktion von Augenoberflächenentzündungen und MG-Dysfunktion vorgestellt. Die Verfahren zur Entnahme von Organen im Zusammenhang mit der Augenoberfläche, wie Hornhaut, Bindehaut und Augenlider, werden detailliert beschrieben. Mit etablierten Techniken zur Verarbeitung jedes Organs werden auch die wichtigsten morphologischen und histopathologischen Merkmale der MG-Dysfunktion gezeigt. Augenexsudate bieten die Möglichkeit, den Entzündungszustand der Augenoberfläche zu beurteilen. Diese Verfahren ermöglichen die Untersuchung topischer und systemischer entzündungshemmender Interventionen auf präklinischer Ebene.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jeder Wimpernschlag füllt den glatten Tränenfilm, der über die Hornhaut verteilt ist, wieder auf. Die Augenoberflächenepithel erleichtern die Verteilung und korrekte Ausrichtung des Tränenfilms auf der Augenoberfläche. Mucine werden von den Hornhaut- und Bindehautepithelzellen bereitgestellt, um den wässrigen Teil des Tränenfilms aus den Tränendrüsen auf der Augenoberfläche zu positionieren. Schließlich sondert MG Lipide ab, die eine Deckschicht bilden, die die Verdunstung des wässrigen Teils des Tränenfilms 1,2,3 verhindert. Auf diese Weise schützen die aufeinander abgestimmten Funktionen aller Augenorgane die Augenoberfläche vor eindringenden Krankheitserregern oder Verletzungen und unterstützen eine kristallklare Sicht ohne Schmerzen oder Beschwerden.

In einer gesunden Augenoberfläche fegt der okuläre fließende Ausfluss oder Augenrheum Staub, tote Epithelzellen, Bakterien, Schleim und Immunzellen weg. Aggregierte extrazelluläre Neutrophilenfallen (aggNETs) formulieren eine netzartige Matrix aus extrazellulärem Chromatin und bauen diese Komponenten in das Augenrheum ein. AggNETs lösen Entzündungen durch den proteolytischen Abbau von proinflammatorischen Zytokinen und Chemokinenauf 4. Wenn sie jedoch dysfunktional werden, treiben diese aberranten aggNETs die Pathogenese von Krankheiten wie Gefäßverschlüssen bei COVID-195, Gallensteinen6 und Sialolithiasis7 voran. In ähnlicher Weise spielen aggNETs auf der Augenoberfläche eine schützende Rolle und tragen zur Auflösung von Entzündungen der stark exponierten Oberfläche bei8. Entweder eine übertriebene Bildung oder ein Mangel an aggNETs in der Augenoberfläche kann die Stabilität des Tränenfilms beeinträchtigen und/oder Hornhautwunden, vernarbende Konjunktivitis und Erkrankungen des trockenen Auges verursachen. Zum Beispiel ist die Obstruktion von MG eine Hauptursache für die Erkrankung des trockenen Auges9. Es ist auch bekannt, dass AggNETs den Fluss der Lipidsekretion aus den MG-Kanälen verstopfen und eine Meibom-Drüsendysfunktion (MGD) verursachen. Die Stauung von MG-Öffnungen durch aggNETs verursacht einen Mangel an Fettflüssigkeit, die die Augenoberfläche umhüllt, und retrograde abgefüllte Flüssigkeit, was zu Funktionsstörungen der Drüsenfunktion und Azinusschäden führt. Diese Dysfunktion kann zu Tränenfilmverdunstung, Fibrose der Ränder an den Augenlidern, Augenentzündungen und schädlichen Schäden am MG10,11 führen.

Im Laufe der Jahre wurden mehrere Tiermodelle entwickelt, um den pathologischen Prozess der MGD beim Menschen nachzuahmen. Zum Beispiel haben C57BL / 6-Mäuse im Alter von 1 Jahr dazu beigetragen, altersbedingte Auswirkungen auf die Krankheit des trockenen Auges (DED) und MGD zu untersuchen, was die Pathologie der Augenerkrankung bei Patienten im Alter von 50 Jahren und älter widerspiegelt12,13,14. Darüber hinaus sind Kaninchen geeignete Modelle, um die Wirkung pharmakologischer Interventionen zu untersuchen. Daher wurde die Induktion von MGD bei Kaninchen entweder durch die topische Verabreichung von Adrenalin oder die systemische Einführung von 13-cis-Retinsäure (Isotretinoin)15,16,17,18,19 berichtet.

Obwohl diese Tiermodelle ausreichend waren, um die verschiedenen Faktoren zu bestimmen, die zur Pathophysiologie von MGD beitragen, waren sie in ihrer Verwendung eingeschränkt. Zum Beispiel war das murine Modell der altersbedingten MGD ideal für die Entschlüsselung von Elementen nur bei älteren Erwachsenen, und daher schienen Kaninchen das am besten geeignete Tiermodell zu sein, um Augenoberflächenerkrankungen zu untersuchen, da sie die Untersuchung mehrerer pathophysiologischer Mechanismen ermöglichen. Aufgrund des Fehlens umfassender analytischer Werkzeuge zum Nachweis von Proteinen an der Augenoberfläche und weil viele Teile des Kaninchengenoms unkommentiert sind, sind sie jedoch für Untersuchungen eingeschränkt20,21.

Darüber hinaus lieferten diese Tiermodelle, die zur Untersuchung der Pathogenese der Erkrankung des trockenen Auges verwendet wurden, keine ausreichenden Details, um den immunologischen Arm der Erkrankung zu analysieren, die die Entzündung der Augenoberfläche auslöst. Dementsprechend zeigte das von Reyes et al. entwickelte Mausmodell von MGD einen Zusammenhang zwischen allergischen Augenerkrankungen bei Mäusen und MGD beim Menschen und hob die Immunätiologie hervor, die für obstruktive MGD21 verantwortlich ist. Dieses Modell assoziiert allergische Augenerkrankungen mit einer TH17-Reaktion, die Neutrophile in die Bindehaut und das Augenlid rekrutiert, was MGD und chronische Augenentzündungen verursacht21. Die Induktion von MGD und Augenentzündung in diesem murinen Modell ist ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung vorgelagerter Ereignisse während der Entwicklung lokaler Entzündungen, die durch eine anhaltende Immunantwort angetrieben werden21. Das aktuelle Protokoll beschreibt die Entzündung der Augenoberfläche, begleitet von obstruktiver MGD. Bei dieser Methode werden Mäuse immunisiert und nach 2 Wochen 7 Tage lang auf der Augenoberfläche mit dem Immunogen herausgefordert. Weiterhin werden die Schritte zur Isolierung des Augenexsudats und der zugehörigen Augenorgane bei akuten Entzündungen und der Dissektion von Hornhaut, Bindehaut und Augenlidern beschrieben.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Verfahren mit Tieren wurden nach den institutionellen Richtlinien zum Tierschutz durchgeführt und von der Tierschutzkommission der Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU) genehmigt (Genehmigungsnummer: 55.2.2-2532-2-1217). Für die vorliegende Studie wurden weibliche C57Bl/6-Mäuse im Alter von 7-9 Wochen verwendet. Die Mäuse wurden aus kommerziellen Quellen gewonnen (siehe Materialtabelle) und unter spezifischen pathogenfreien Bedingungen mit 12 h Tag/Nacht-Zyklen gehalten.

1. Induktion einer Entzündung der Augenoberfläche der Maus

  1. Führen Sie eine Immunogenvorbereitung für die Immunisierung durch.
    1. Bereiten Sie das Immunogen frisch am Tag der Immunisierung vor, indem Sie Ovalbumin (OVA, 50 mg/ml) und Keuchhustentoxin (100 μg/ml) in Kochsalzlösung und dem Adjuvans Aluminiumhydroxid (40 mg/ml) (siehe Materialtabelle) im Verhältnis 1:1 mischen.
      VORSICHT: Führen Sie die Öffnung, Rekonstitution und Immunogenpräparation von Pertussistoxin in einer laminaren Sicherheitswerkbank durch. Tragen Sie Schutzkleidung und vermeiden Sie jeglichen Kontakt mit der Haut.
    2. Das Immunogen- und Adjuvansgemisch bei Raumtemperatur für 30 min inkubieren und 100 μL in eine 1-ml-Spritze laden.
    3. Führen Sie eine intraperitoneale Injektion der Immunogenlösung in einer nicht betäubten Maus durch.
      1. Halten Sie die Maus sanft am Schwanz, während Sie das Käfiggitter greifen. Halten Sie die Haut des Rückens und die Nackenregion fest zwischen Daumen und Zeigefinger und fixieren Sie den Schwanz und die unteren Gliedmaßen zwischen dem Ring und dem kleinen Finger gegen die Handfläche.
      2. Halten Sie die feste Maus mit dem Kopf nach unten.
      3. Injizieren Sie 100 μL der vorbereiteten Immunogenlösung in den rechten oder linken Quadranten der unteren Bauchhöhle.
  2. Führen Sie 2 Wochen nach der Immunisierung eine Augenoberflächenprovokation durch.
    1. Betäuben Sie die Maus mit Isofluran (2,5%).
    2. Tragen Sie 5 μL OVA (50 mg/ml) oder Kochsalzlösung (0,9 % NaCl) pro Auge auf beide Augen auf und warten Sie, bis der Tropfen vom Auge absorbiert wird. Dies dauert ~5 Min.
    3. Wiederholen Sie den Vorgang 1x täglich für 7 Tage.
      HINWEIS: Die topische Verabreichung von Medikamenten kann auf die gleiche Weise erfolgen.

2. Entnahme von Augenexsudaten

  1. Gewinnen Sie die während der Provokationsphase gebildeten Augenexsudate zurück, indem Sie unmittelbar nach der Challenge 50 μL sterile Kochsalzlösung auf das Auge auftragen.
  2. Um eine Einzelzellsuspension zu erhalten, behandeln Sie den gesammelten Augenausfluss mit rekombinanter MNase (2 x 106 Gel U/ml, siehe Materialtabelle), die den Cofaktor Calcium (5 mM) bei 37 °C für 20 min enthält.
  3. Bei 400 x g 7 min bei Raumtemperatur zentrifugieren.
  4. Isolieren Sie den Überstand und messen Sie die Zytokine und Chemokine mit einem gemultiplexten ELISA gemäß den Anweisungen des Herstellers (siehe Materialtabelle).
    HINWEIS: Der erhaltene Überstand kann für die Proteinanalyse und das Pellet für funktionelle Assays wie Immunphänotypisierung, Phagozytose, Degranulation und Genexpression verwendet werden.

3. Exzision von Augenoberflächengewebe

  1. Sezieren Sie die Augenlider und die Augenkugel mit den folgenden Schritten.
    1. Euthanasieren Sie die Maus durch CO2 -Erstickung und zervikale Dislokation.
    2. Platzieren Sie die Maus auf einer ebenen Fläche.
    3. Desinfizieren Sie den Augenorbitalbereich mit einem Tupfer, der mit 70% Ethanol imprägniert ist.
    4. Machen Sie einen Schnitt zwischen dem Ohr und dem retroorbitalen Sinus und entlang der Oberfläche über dem Plattenepithelknochen vertikal, wobei der Schnitt horizontal unter dem unteren Augenlid entlang des Oberkieferknochens und oberhalb des oberen Augenlids entlang des Stirnbeins verlängert wird. Dies bildet einen Schnitt um das Auge herum (Abbildung 1).
    5. Halten Sie das sezierte Gewebe vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette um das Auge herum und ziehen Sie das Gewebe und den Augapfel heraus.
    6. Legen Sie die herausgeschnittenen Organe in steriles PBS.
    7. Schneiden Sie überschüssiges Gesichtsmuskelgewebe um die herausgeschnittenen oberen Augenlider mit einem Skalpell und unter dem Stereomikroskop.
  2. Sammeln Sie die Bindehaut, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.
    1. Legen Sie das obere Augenlid auf eine trockene Petrischale unter dem Stereomikroskop.
    2. Mit einer feinen Pinzette und einem Skalpell die weißlich-schleimige Schicht ganz vorsichtig aus der Innenseite des Augenlids abziehen.
  3. Als nächstes sezieren Sie die Hornhaut mit den folgenden Schritten.
    1. Legen Sie die Augenkugel für 3 min auf eine neue trockene Petrischale auf Trockeneis.
    2. Nehmen Sie die Petrischale in stabiler Position auf die Bankfläche.
    3. Machen Sie einen kleinen Schnitt am Rand der Hornhaut neben dem Limbus mit einer feinen scharfen Schere.
    4. Verlängern Sie den Schnitt mit dem Skalpell um den Augenglobus und trennen Sie die Sklera von der Hornhaut.
    5. Entfernen Sie Reste der Iris und der Linse von der Rückseite der Hornhaut, indem Sie großzügig mit Kochsalzlösung spülen.

4. Dokumentation der Obstruktion der Meibom-Drüse (MG)

  1. Um das MG und seine Öffnungen zu beurteilen, platzieren Sie die herausgeschnittenen Augenlider in aufrechter Position unter dem Stereomikroskop (Abbildung 2).
  2. Nehmen Sie Bilder mit Weißlicht-Epi-Beleuchtung gemäß der Belichtungszeit der Kamera und den ISO-Einstellungen auf.
    HINWEIS: Die morphometrische Analyse dieser Bilder liefert eine zuverlässige Quantifizierung der Pfropfengröße am Ausgang der Drüsen. Die Quantifizierung kann durchgeführt werden, indem mit dem Zauberstabwerkzeug die Augenstöpsel skizziert und der Befehl "Partikel analysieren" der Image J-Software ausgeführt wird (siehe Materialtabelle).

5. Durchleuchtung von Augenlidern (Meibom-Drüsenmorphologie)

  1. Um den MG-Bereich zu beurteilen, platzieren Sie die ausgeschnittenen Augenlider in einer horizontalen Position und schalten Sie die Hintergrundbeleuchtung des Stereomikroskops ein, das mit einer Infrarotkamera ausgestattet ist (Abbildung 3).
  2. Nehmen Sie Bilder auf, indem Sie die Belichtungszeit entsprechend der ISO-Norm der Kamera (siehe Materialtabelle) anpassen.
    HINWEIS: Infrarotaufnahmen dieser transbeleuchteten Augenlider unter dem Stereomikroskop können helfen, die Form und Größe jedes Acini zu messen. Die morphometrische Analyse dieser Bilder liefert eine zuverlässige Quantifizierung der Größe und Anzahl von MG. Die Quantifizierung kann durchgeführt werden, indem das MG mit dem Zauberstabwerkzeug skizziert und der Befehl "Partikel analysieren" der Image J-Software ausgeführt wird.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das vorliegende Protokoll beschreibt die sequentiellen Schritte zur Erstellung eines murinen Modells der Augenoberflächenentzündung. Die Protokolle sollen zeigen, wie Therapeutika lokal angewendet, Augenexsudate gewonnen und assoziierte akzessorische Organe wie gesunde und entzündete Augenlider (Abbildung 2), Hornhaut und Bindehaut herausgeschnitten werden können. Es muss darauf geachtet werden, dass die oberen Augenlider zur Isolierung der Bindehaut seziert werden, und sie muss während der ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das ölige Sekret der Meibom-Drüsen ist für ein gesundes Auge von großer Bedeutung22. Die Obstruktion dieser Talgdrüsen durch aggregierte neutrophile extrazelluläre Fallen (aggNETs), die sich als parallele Stränge auf den Tarsalplatten beider Augenlider aneinanderreihen, kann jedoch den Tränenfilmstören 23. Diese Störung führt zu einer Meibom-Drüsendysfunktion (MGD)1 und beschleunigter Tränenverdunstung und konditioniert die Schädigung der Augenoberfl...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde teilweise gefördert durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) 2886 PANDORA Projekt-Nr.B3; SCHA 2040/1-1; MU 4240/2-1; SFB 1181(C03); TRR241(B04), H2020-FETOPEN-2018-2020 Projekt 861878, und von der Volkswagen-Stiftung (Förderung 97744) an MH.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1x PBSGibco
AluminiumhydroxidImjekt Alaun Adjuvans7716140 mg/ mL
Endkonzentration: in vivo: 1 mg/ 100 µ L
C57Bl/6 Mäuse im Alter von 7 Jahren; 9 WochenCharles River Laboratorien 
CalciumCarl rothCN93.11 M
Endkonzentration: 5 mM
Gebogene PinzetteFST von Dumont SCHWEIZ5/45 11251-35
Feine, scharfe SchereFST Edelstahl, Deutschland15001-08
Laminar-SicherheitswerkbankHerasafe
Makrofotografie-KameraCanonEOS6D
Makrofotografie-Kamera (ohne IR-Filter)NikonD5300
MnaseNew England BiolabsM0247S2 x 106 Gel U/mL
Multi-Analyt-Flow-Assay-Kit (Custom Maus 13-Plex Panel)BiolegendCLPX-200421AM-UERLAN
NaCl 0,9% (Kochsalzlösung)B.Braun
Ovalbumin (OVA)Endofit, Invivogen9006-59-110 mg/200 µ L in Kochsalzlösung
Pertussis toxin ThermoFisher Wissenschaftlich PHZ117450 µ g/ 500 µ L in Kochsalzlösung
Endkonzentration: in vivo: 100 µ g/ 100 µ L
PetrischaleGreiner bio-one628160
SkalpellFeder Einweg-SkalpellNr. 21 Endkonzentration: in vivo:  300 ng/ 100 & Mikro; L
StereomikroskopZeissStemi508
Spritze (Hornhaut-/Iriswäsche)BD Microlane27 G x 3/4 - Nr.20 0,4 x 19 mm
Spritze (i.p Immunisierung)BD Microlane24 G1"-Nr 17, 055* 25 mm

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gilbard, J. P., Rossi, S. R., Heyda, K. G. Tear film and ocular surface changes after closure of the meibomian gland orifices in the rabbit. Ophthalmology. 96 (8), 1180-1186 (1989).
  2. Mishima, S., Maurice, D. M. The oily layer of the tear film and evaporation from the corneal surface. Experimental Eye Research. 1, 39-45 (1961).
  3. Gipson, I. K. The ocular surface: The challenge to enable and protect vision: The Friedenwald lecture. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (10), 4391-4398 (2007).
  4. Hahn, J., et al. Aggregated neutrophil extracellular traps resolve inflammation by proteolysis of cytokines and chemokines and protection from antiproteases. The FASEB Journal. 33 (1), 1401-1414 (2019).
  5. Leppkes, M., et al. Vascular occlusion by neutrophil extracellular traps in COVID-19. EBioMedicine. 58, 102925(2020).
  6. Munoz, L. E., et al. Neutrophil extracellular traps initiate gallstone formation. Immunity. 51 (3), 443-450 (2019).
  7. Schapher, M., et al. Neutrophil extracellular traps promote the development and growth of human salivary stones. Cells. 9 (9), 2139(2020).
  8. Mahajan, A., et al. Frontline science: Aggregated neutrophil extracellular traps prevent inflammation on the neutrophil-rich ocular surface. Journal of Leukocyte Biology. 105 (6), 1087-1098 (2019).
  9. DEWS Definition and Classification Subcommittee. The definition and classification of dry eye disease: Report of the Definition and Classification Subcommittee of the International Dry Eye Workshop. The Ocular Surface. 5 (2), 75-92 (2007).
  10. Nichols, K. K., et al. The international workshop on meibomian gland dysfunction: Executive summary. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (4), 1922-1929 (2011).
  11. Mahajan, A., et al. Aggregated neutrophil extracellular traps occlude Meibomian glands during ocular surface inflammation. The Ocular Surface. 20, 1-12 (2021).
  12. Jester, B. E., Nien, C. J., Winkler, M., Brown, D. J., Jester, J. V. Volumetric reconstruction of the mouse meibomian gland using high-resolution nonlinear optical imaging. The Anatomical Record. 294 (2), 185-192 (2011).
  13. Nien, C. J., et al. Age-related changes in the meibomian gland. Experimental Eye Research. 89 (6), 1021-1027 (2009).
  14. Parfitt, G. J., Xie, Y., Geyfman, M., Brown, D. J., Jester, J. V. Absence of ductal hyper-keratinization in mouse age-related meibomian gland dysfunction (ARMGD). Aging. 5 (11), 825-834 (2013).
  15. Lambert, R. W., Smith, R. E. Pathogenesis of blepharoconjunctivitis complicating 13-cis-retinoic acid (isotretinoin) therapy in a laboratory model. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 29 (10), 1559-1564 (1988).
  16. Jester, J. V., Nicolaides, N., Kiss-Palvolgyi, I., Smith, R. E. Meibomian gland dysfunction. II. The role of keratinization in a rabbit model of MGD. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 30 (5), 936-945 (1989).
  17. Jester, J. V., et al. In vivo biomicroscopy and photography of meibomian glands in a rabbit model of meibomian gland dysfunction. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 22 (5), 660-667 (1982).
  18. Lambert, R., Smith, R. E. Hyperkeratinization in a rabbit model of meibomian gland dysfunction. American Journal of Ophthalmology. 105 (6), 703-705 (1988).
  19. Knop, E., Knop, N., Millar, T., Obata, H., Sullivan, D. A. The international workshop on meibomian gland dysfunction: Report of the subcommittee on anatomy, physiology, and pathophysiology of the meibomian gland. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (4), 1938-1978 (2011).
  20. Huang, W., Tourmouzis, K., Perry, H., Honkanen, R. A., Rigas, B. Animal models of dry eye disease: Useful, varied and evolving (Review). Experimental and Therapeutic Medicine. 22 (6), 1394(2021).
  21. Reyes, N. J., et al. Neutrophils cause obstruction of eyelid sebaceous glands in inflammatory eye disease in mice. Science Translational Medicine. 10 (451), (2018).
  22. Knop, E., Korb, D. R., Blackie, C. A., Knop, N. The lid margin is an underestimated structure for preservation of ocular surface health and development of dry eye disease. Developments in Ophthalmology. 45, 108-122 (2010).
  23. Knop, N., Knop, E. Meibomian glands. Part I: anatomy, embryology and histology of the Meibomian glands. Ophthalmologe. 106 (10), 872-883 (2009).
  24. Nien, C. J., et al. Effects of age and dysfunction on human meibomian glands. Archives of Ophthalmology. 129 (4), 462-469 (2011).
  25. Lio, C. T., Dhanda, S. K., Bose, T. Cluster analysis of dry eye disease models based on immune cell parameters - New insight into therapeutic perspective. Frontiers in Immunology. 11, 1930(2020).
  26. Nguyen, D. D., Luo, L. J., Lai, J. Y. Thermogels containing sulfated hyaluronan as novel topical therapeutics for treatment of ocular surface inflammation. Materials Today Bio. 13, 100183(2022).
  27. Lin, P. H., et al. Alleviation of dry eye syndrome with one dose of antioxidant, anti-inflammatory, and mucoadhesive lysine-carbonized nanogels. Acta Biomaterialia. 141, 140-150 (2022).
  28. Yu, D., et al. Loss of beta epithelial sodium channel function in meibomian glands produces pseudohypoaldosteronism 1-like ocular disease in mice. American Journal of Pathology. 188 (1), 95-110 (2018).
  29. Mauris, J., et al. Loss of CD147 results in impaired epithelial cell differentiation and malformation of the meibomian gland. Cell Death & Disease. 6 (4), 1726(2015).
  30. Ibrahim, O. M., et al. Oxidative stress induced age dependent meibomian gland dysfunction in Cu, Zn-superoxide dismutase-1 (Sod1) knockout mice. PloS One. 9 (7), 99328(2014).
  31. McMahon, A., Lu, H., Butovich, I. A. A role for ELOVL4 in the mouse meibomian gland and sebocyte cell biology. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (5), 2832-2840 (2014).
  32. Miyake, H., Oda, T., Katsuta, O., Seno, M., Nakamura, M. Meibomian gland dysfunction model in hairless mice fed a special diet with limited lipid content. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 57 (7), 3268-3275 (2016).
  33. Schaumberg, D. A., et al. The international workshop on meibomian gland dysfunction: Report of the subcommittee on the epidemiology of, and associated risk factors for, MGD. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (4), 1994-2005 (2011).
  34. Lee, S. Y., et al. Analysis of tear cytokines and clinical correlations in Sjogren syndrome dry eye patients and non-Sjogren syndrome dry eye patients. American Journal of Ophthalmology. 156 (2), 247-253 (2013).
  35. Nakae, S., et al. Antigen-specific T cell sensitization is impaired in IL-17-deficient mice, causing suppression of allergic cellular and humoral responses. Immunity. 17 (3), 375-387 (2002).
  36. von Vietinghoff, S., Ley, K. IL-17A controls IL-17F production and maintains blood neutrophil counts in mice. Journal of Immunology. 183 (2), 865-873 (2009).
  37. Langrish, C. L., et al. IL-23 drives a pathogenic T cell population that induces autoimmune inflammation. Journal of Experimental Medicine. 201 (2), 233-240 (2005).
  38. Chen, Y., et al. Anti-IL-23 therapy inhibits multiple inflammatory pathways and ameliorates autoimmune encephalomyelitis. Journal of Clinical Investigation. 116 (5), 1317-1326 (2006).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Ocular Surface InflammationMeibomian Gland DysfunctionNeutrophil Extracellular TrapsOcular Exudate CollectionCornea DissectionConjunctiva IsolationEyelid ExcisionInfrared ImagingHistological AnalysisSingle Cell Sequencing

Verwandte Artikel